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Neuroscience

La disección de utrículo ratón adulto y mediada por adenovirus infección de reparto de las células

Published: March 28, 2012 doi: 10.3791/3734
Automatic Translation
1, 2, 3, 3
1Department of Pathology and Laboratory Medicine, Medical University of South Carolina, 2Department of Microbiology & Immunology, Medical University of South Carolina, 3National Institute on Deafness and Other Communication Disorders, National Institutes of Health

ERRATUM NOTICE

Summary

Mechanosensory células de pelo son las células receptoras del oído interno. El mejor caracterizado

Abstract

La pérdida de audición y trastornos del equilibrio son a menudo causados ​​por la muerte de las células ciliadas mechanosensory, que son las células receptoras del oído interno. Puesto que no hay una línea celular que representa satisfactoriamente células de mamíferos para el cabello, la investigación sobre las células del cabello se basa en cultivos de órganos primarios. El mejor caracterizado en el sistema modelo in vitro de células maduras de pelo de mamífero utiliza cultivos de órganos de utrículos de ratones adultos (Figura 1) 1-6. El utrículo es un órgano vestibular, y las células ciliadas del utrículo son similares en estructura y función de las células ciliadas del órgano de la audición, el órgano de Corti. El ratón adulto preparación utrículo representa un epitelio sensorial madura para el estudio de las señales moleculares que regulan la supervivencia, la homeostasis y la muerte de estas células.

Mamíferos células ciliadas cocleares están terminalmente diferenciados y no se regenera cuando se pierden. En no-Mamvertebrados de Malí, auditiva o vestibular de la muerte de las células ciliadas es seguida por una intensa regeneración que restaura las funciones de la audición y el equilibrio de 7, 8. La regeneración de las células ciliadas está mediada por las células gliales como de apoyo, que hacen contacto con las superficies basolateral de las células ciliadas del epitelio sensorial 9, 10. Las células de apoyo también son importantes mediadores de la supervivencia de las células ciliadas y la muerte 11. Recientemente hemos desarrollado una técnica para la infección de células de soporte en utrículos cultivadas utilizando adenovirus. Utilizando adenovirus tipo 5 (dE1/E3) para entregar un transgén que contiene GFP bajo el control del promotor de CMV, encontramos que el adenovirus específicamente y de manera eficiente infecta células de soporte. Apoyo a la eficiencia de infección de células es de aproximadamente 25-50%, y las células ciliadas no están infectadas (Figura 2). Es importante destacar que nos encontramos con que la infección viral de las células de sostén no da lugar a toxicidad para las células ciliadas o células de apoyo, como el recuento de células en Ad-GFP infutrículos eja son equivalentes a las de las no infectadas utrículos (Figura 3). Así, el adenovirus-mediada por la expresión de genes en células de soporte de utrículos cultivadas proporciona una poderosa herramienta para estudiar las funciones de apoyo a las células como mediadores de la supervivencia de las células ciliadas, la muerte y la regeneración.

Protocol

1. Utrículo Disección y Cultura

  1. La eutanasia de un adulto (de 4 semanas de edad o más) del ratón mediante un protocolo aprobado y decapitar.
  2. Corta el conducto auditivo externo en ambos lados de la cabeza y tire de la piel hacia adelante hacia la nariz. Dividir en dos la cabeza de atrás hacia delante y quitar el cerebro de ambos lados para revelar el laberinto óseo.
  3. Recortar el cráneo lejos de la cóclea ósea y transferir el laberinto óseo (incluyendo la ampolla) a una campana de cultivo de tejidos equipado con un microscopio de disección (Nota: el trabajo adenovirus se debe realizar en un armario de Clase II de seguridad biológica).
  4. En la campana, transferir cada cóclea a un plato de cultivo de tejidos de 35 mm que contiene estériles medios de disección (M199, Gibco / Invitrogen # 12350) (Figura 1A).
  5. Si la bulla auditiva sigue intacta (es posible eliminar la bulla durante la disección bruta mediante la inserción de la uña del pulgar entre la bulla y el ápice dela cóclea), utilice dos pinzas (una # 3 y un n º 5) para romper la ampolla (fig. 1B).
  6. Identificar los hitos de la cóclea ósea de preparación: huesecillos ápice, la base, y las ventanas redonda y oval, la raíz del nervio VIII, los canales semicirculares (Figura 1 C, D).
  7. Coloque el oído interno en el plato con el lado medial hacia arriba, de tal manera que el óvalo y ventanas redondas y el ápice son en la parte inferior del plato y la raíz del nervio VIII está orientada hacia arriba. Mantenga la preparación utilizando una pinza de # 3 en la región de los canales semicirculares (Figura 1D).
  8. Con un bisturí equipada con una cuchilla # 11, cortar el vértice de la cóclea sólo apical de la raíz nerviosa (Figura 1D).
  9. Girar la preparación de modo que la porción cortada hacia arriba. Utilizar el canal semicircular anterior como asa para estabilizar la preparación (Figura 1E).
  10. Utilizando # 5 pinzas, retire la cóclea en el modiolo abajoa la base. En el punto donde la región gancho de la cóclea gira hacia abajo, utiliza una sonda fina (media de unos rotos # 55 fórceps) para levantar la plataforma último ósea de la lámina espiral ósea (Figura 1F), revelando el sáculo. Justo debajo de la sáculo es la base del estribo, que es un hito importante. El utrículo es inmediatamente adyacente a la base del estribo (Figura 1G), y está rodeado por hueso. Utilice la sonda para astillar el hueso de distancia suficiente como para revelar aproximadamente 1/3 del utrículo. Retire con cuidado el utrículo con # 55 con fórceps (Figura 1H). Este procedimiento generalmente se traducirá en la eliminación del epitelio pigmentado del techo como el utrículo se extrae de la preparación ósea. Sin embargo, si el utrículo se elimina con el epitelio del techo intacto, el techo se puede quitar utilizando # 55 pinzas.
  11. Utrículos para la infección por adenovirus (o experimentos en vivo de imágenes) debe tener el otoconia eliminado durante la disección (antes de la infección).En este caso, utilice una jeringa luer que se llena con los medios de disección y equipado con una aguja de pequeño calibre (generalmente 26-28 manométrica). Sostenga el utrículo en el borde usando pinzas de # 55 (Figura 1i). Llevar la punta de la aguja cerca del utrículo con el bisel de la aguja apuntando hacia abajo. Utilice un chorro de la disección de los medios de comunicación para hacer estallar fuera de la otoconia (Figura 1J). Alternativamente, otoconia se puede eliminar por cepillado a retirarse utilizando una herramienta de pestañas (Ted Pella, Inc. # 113). Utrículos que no van a someterse a la infección viral suelen ser cultivadas de libre flotación, en placas de 24 pocillos de cultivo de tejidos con la intacta otoconia (ver más abajo para la eliminación después de la corrección otoconia, que es más fácil).
  12. Una vez que todos utrículos se disecan, cambiar los medios de comunicación a la cultura de disección estériles los medios de comunicación: DMEM F12 (Gibco # 11320) suplementado con FBS al 5% y 50 U / ml de penicilina G (Sigma).
  13. Utrículos se cultivan a 37 ° C y 5% de CO 2. Si los cultivos son para ser maintained por más de 48 horas, la mitad de los medios de cultivo se debe cambiar cada dos días. Los cultivos se puede mantener durante una semana o más.

2. Adenovirus infección de las células de apoyo

Importante: Trabajo con adenovirus requiere de Bioseguridad Nivel 2 (BSL2) procedimientos y la certificación. Consulte con su Oficial de Seguridad de la Biotecnología Institucional para la orientación y capacitación sobre los procedimientos de BSL2.

  1. Dissect utrículos como anteriormente en los medios de disección (sin suero). Quitar otoconia como anteriormente.
  2. Cuando esté listo para infectar, transmitir un utrículo (células ciliadas hacia arriba) en cada pocillo de una bandeja de mini-Nunc (Fisher # 12-565-68) que contiene 15 l de suero libre de DMEM F12 (esto es importante porque el suero se puede inactivar el virus) . Esta transferencia es más fácil con un microcurette 1,5 mm (# 10082-15 de las herramientas de la ciencia Artes).
  3. Nuestro Ad-GFP es el serotipo 5 con los genes virales E1 y E3 eliminadas y el promotor CMV humano impulsando la transgeno (GFP). Este virus se obtuvo de Vector BioLabs (Filadelfia, PA vectorbiolabs.com ). Virus de archivo se proporcionan en los títulos de 1.0-4.0 x 10 10 PFU / ml. Añadir 0.5-2 l de virus de acciones a cada pocillo que contiene un utrículo (Figura 1 l). La cantidad real utilizado varía dependiendo del título del virus y de existencias. Por lo general, infectar con el utrículo 1.0-4.0 × 10 7 UFP.
  4. Cultura en los utrículos de virus que contiene los medios de comunicación a 37 ° C / 5% de CO 2 durante 2 horas. Después de 2 horas, transferir los utrículos de nuevo a la placa de tejido de 24 pocillos de cultivo que contiene los medios de cultivo con suero. Cultura de los utrículos noche a la mañana a 37 ° C / 5% de CO 2.
  5. Utrículos puede ser utilizado al día siguiente para experimentos de imagen en vivo, o pueden ser fijados para inmunoquímica de las células ciliadas (ver más abajo). Viral aumenta la expresión de transgenes en el tiempo, así que si la expresión del transgen es baja a las 24 horas post-infección que puedebeneficioso para células de cultivo de 24 horas adicionales en el suero que contienen medios de comunicación. Si usted ve la toxicidad de las células ciliadas, reducir la cantidad de virus que se utiliza.

3. Fijación utrículo, eliminación otoconia y Inmunoquímica

  1. Al final del período de cultivo, fijar utrículos en paraformaldehído al 4%, ya sea para 3 horas a temperatura ambiente (en una plataforma oscilante) o durante la noche a 4 ° C. Lavar utrículos (3 veces, 15 min cada uno) en 0,1 M (1X) de Sorensen tampón fosfato pH 7,4. Estos pasos se llevan a cabo en una placa de tejido 24-pocillos.
  2. La eliminación otoconia: Nota: otoconia debe ser removido antes de la infección por adenovirus (vea el paso por encima de 1,11). Sin embargo, utrículos que no son para ser infectados pueden ser cultivadas y se fija con el otoconia todavía intacto. En este caso, siga los pasos descritos aquí para sacar el otoconia después de la fijación. Inspeccione utrículos para cualquier epitelio de cubierta pigmentada que queda. Retire con cuidado el epitelio restante con techo de dos # 55 forceps. Para quitar el otoconia, reemplace tampón de Sorensen fosfato con l 750-1000 Cal-Ex descalcificador (Fisher # CS510-1D). Deja Cal-Ex en utrículos durante 1 minuto y 40 segundos (no exceder de 2 minutos). Vuelva a Cal-Ex con 0,1 M tampón fosfato de Sorensen y el lavado (5 veces, 5 minutos cada uno).
  3. Incubar utrículos en borohidruro de sodio (Sigma # 452882, 1% en agua desionizada) durante 10 minutos. Lave utrículos en tampón fosfato 0,1 M de Sorensen (5 veces, a 5 minutos cada uno).
  4. Utrículos Colocar en solución de bloqueo (PBS + 2% de albúmina de suero bovino + 0,8% de suero de cabra normal de + 0,4% de Triton X-100) durante 3 horas a temperatura ambiente sobre una plataforma oscilante.
  5. Añadir anticuerpos primarios y se incuba durante la noche a 4 ° C. Anti-miosina 7a (ya sea Proteus Biosciences # 25-6790 o # 138-1 MYO7A del Banco de Desarrollo de Estudios de hibridoma) a 1:100 en el bloqueo de las etiquetas de todas las soluciones de las células ciliadas. Para etiquetar por separado las células ciliadas y no striolar striolar-, hemos utilizado un PROTOCOLO DE doble etiquetal con anticuerpo monoclonal anti-calmodulina (Sigma C # 3545; 1:150) y policlonal anti-calbindina (Chemicon # AB1778, Temecula, California, EE.UU., 1:200). Los anticuerpos secundarios (por lo general Alexa Fluor anticuerpos secundarios conjugados de Invitrogen, Carlsbad, CA, EE.UU.) se diluyen 1:500 en solución de bloqueo y se incubó durante 4 horas en la oscuridad a temperatura ambiente en una plataforma oscilante.
  6. Mount utrículos en portaobjetos de cristal utilizando Fluoromount-G (Southern Biotech, Birmingham, AL, EE.UU.).

4. Los resultados representativos

Utrículos cultivadas con este método mantener completa era de las células ciliadas y las células de soporte (Figura 2). Las células ciliadas en los cultivos sanos muestran perfiles redondos nucleares rodeados de finas regiones citoplasmáticas que son la miosina 7a-positivo (Figura 2, panel superior). Células de soporte (marcadas con anti-Sox2) son más pequeños y más densamente poblado de células ciliadas (Figura 2, panel inferior). Adeadenovirus infecta a 25-50% de las células de apoyo en el utrículo, y no se infectan las células ciliadas (Figura 2, Ad-GFP paneles). Cabe señalar que el título de trabajo óptima de cada adenovirus se debe determinar empíricamente, desde la muerte de la célula de pelo es posible si el título viral es demasiado alto. Además, las regiones de daños mecánicos (causados ​​durante la disección) se llevará a grandes cantidades de virus. Estas regiones de los daños mecánicos son fácilmente distinguibles por una línea continua de células con niveles muy elevados de expresión de las buenas prácticas agrarias y que faltan las células ciliadas. Esto está en contraste con la expresión de GFP dispersa en el apoyo de las células de un cultivo sin daños (Figura 2).

Figura 1
Figura 1. Utrículo disección. R: C La ampolla se rompe utilizando dos pinzas fuertes::. Bulla auditiva (AB) B. Bony cóclea (OR = ventana redonda, S =. la arteria estapedial, C = cóclea, ST = estribo) D: Una hoja de bisturí (SB) se utiliza para cortar el vértice de la cóclea apical del nervio craneal VIII (8 º N) = ASC canal semicircular anterior E..: La preparación se mantiene firmemente con una pinza # 3 con un tenedor insertado en el canal semicircular anterior (ASC) y la otra en el hueso más externa (flechas). El laberinto membranoso se elimina el uso de fórceps. F: Con el laberinto membranoso eliminado, la vuelta basal de la lámina espiral ósea es visible cerca de la zona de ganchos. Una sonda fina se inserta debajo de esta plataforma ósea para levantar la plataforma y retírela (flecha) G:. Después de la eliminación del sáculo, utrículo (U) es visible inmediatamente adyacente a la base del estribo (SF) H:. Utrículo (U ) se retira con una pinza # 55 (flecha) SF = base del estribo I:.. utrículo con otoconia (O) elimina parcialmente unad sensoriales epitelio (SE) debajo visibles J:. otoconia (O) se elimina de la utrículo con una corriente de medio entregado por una jeringa provista de una aguja de calibre 26. La sombra de la aguja (S) es visible en la parte inferior de la imagen K:. Utrículo con otoconia eliminado y el epitelio sensorial (SE), visibles L:. Infección viral: cada utrículo (U) se coloca en un individuo bien de una mini bandeja de entrada. Las células de apoyo están infectadas con el adenovirus al vaso del virus en el pozo (P = punta de la pipeta).

Figura 2
Figura 2. Infección mediada por adenovirus de células de soporte. Utrículos estaban infectados con adenovirus expresión motriz de la proteína verde fluorescente (Ad-GFP). Se muestran imágenes confocal de la capa de células del cabello y la capa de células de apoyo en la misma área de un utrículo. Las células ciliadas se marcan con un anticuerpo contra la miosina 7a(Magenta). Las células de apoyo están etiquetados con un anticuerpo contra Sox2 (rojo). Esquema muestra la estructura del epitelio sensorial utrículo y las ubicaciones de las células ciliadas (HC) y células de soporte (SC). Lugares de confocal (óptico) secciones mostradas en la parte superior (U) y baja (L) paneles se indican mediante líneas de trazos en el esquema. Paneles superiores: En confocal de imágenes tomadas en el nivel de los núcleos de las células ciliadas, Ad-GFP señal aparece en los espacios entre las células ciliadas y no se solapa con la 7a células ciliadas miosina marcador. Reducción de los paneles: En las secciones confocal en el ámbito de los núcleos de células de apoyo, Ad-GFP señal de co-localiza con el marcador de células de apoyo Sox-2. Ad-GFP infección da lugar a la expresión de GFP en las células de sostén solamente, y no las células ciliadas están infectadas.

Figura 3
Figura 3. La infección viral no se traduce en la muerte de las células ciliadas o células de apoyo. Utricles fueron infectadas con Ad-GFP a 4 x 10 8 PFU / ml. Utrículos fueron marcadas con anticuerpos contra la miosina 7a (marcador de células de cabello) y Sox2 (compatible con marcador de células). Células del pelo y el apoyo a los recuentos de células eran iguales para utrículos de control y las buenas prácticas agrarias Ad-utrículos infectados.

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Discussion

Las células sensoriales del cabello son susceptibles a la muerte causada por una variedad de tensiones, incluyendo el envejecimiento, el trauma del ruido, y la exposición a fármacos ototóxicos, incluyendo los antibióticos aminoglicósidos y el cisplatino agente antineoplásico. En los resultados de los mamíferos de pelo de muerte celular en la pérdida permanente de la audición y / o alteración de equilibrio. En los sistemas de modelos in vitro son instrumentos esenciales para los estudios destinados a determinar los mecanismos celulares y moleculares subyacentes de la muerte de células del cabello, así como las destinadas a prevenir o revertir la muerte de las células ciliadas . A diferencia de las células ciliadas de la cóclea de los mamíferos adultos, las células ciliadas del utrículo sobreviven bien en la cultura. Utrículo células capilares son sensibles a la muerte de la exposición a los mismos fármacos terapéuticos que son tóxicos para las células ciliadas de la cóclea, y los mecanismos celulares que subyacen a la muerte de las células ciliadas ototóxico y la supervivencia son similares a las células ciliadas cocleares tanto utriculares y 12-18. Además, cuando los datos obtenidos en el sistema modelo utrículo son tested in vivo, la preparación utrículo ha demostrado ser un predictor fiable de la supervivencia de las células ciliadas y la muerte en la cóclea, madura 12, 18-21. La preparación utrículo ratón también nos permite examinar los efectos de las proteínas específicas mediante la utilización de animales transgénicos utrículos y el golpe de gracia.

Las señales que median en la supervivencia y la muerte de las células ciliadas sensoriales bajo estrés son poco conocidos. Sin embargo, la evidencia emergente sugiere que otros tipos de células en el oído interno pueden desempeñar papeles importantes en la determinación de si las células de pelo bajo estrés en última instancia, vivir o morir 11, 22, 23. El modelo de sistema de utrículo puede ser utilizado para examinar estos críticos interacciones célula-célula madura en un epitelio sensorial mamífero. Infección viral proporciona un método para alterar la expresión génica en células de soporte, facilitando así los estudios de la función (s) de células de soporte en la supervivencia de células de cabello, la muerte, la fagocitosis, y la regeneración.

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Disclosures

No hay conflictos de interés declarado.

Acknowledgments

Este trabajo fue apoyado por la División de Investigación Intramural del Instituto Nacional de la Sordera y Otros Trastornos de Comunicación. El apoyo adicional fue proporcionada por NIDCD 5R01 DC007613.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Medium 199 GIBCO, by Life Technologies 12350
DMEM/F12 GIBCO, by Life Technologies 11320
Fine forceps (#55) Fine Science Tools 11255-20
Fine forceps (#5) Fine Science Tools 11252-30
Forceps (#3) Fine Science Tools 11231-30
Penicillin G Sigma-Aldrich P3032
Fetal bovine serum Invitrogen 10082-139
Nunc mini-tray Fisher Scientific 12-565-68
Adenovirus-GFP Vector Biolabs 1060*
Cal-Ex decalcifier Fisher Scientific CS510-1D
sodium borohydride Sigma-Aldrich 452882
Anti-Myosin 7a (polyclonal) Proteus Biosciences 25-6790
Anti-Myosin 7a (monoclonal) Developmental Studies Hybridoma Bank MYO7A 138-1
Anti-Calmodulin Sigma-Aldrich C 3545
Anti-Calbindin Chemicon International AB1778
Fluoromount G SouthernBiotech 0100-01
Table 1. Reagents and tools used in utricle culture and adenovirus infection
* Note: Ad-GFP is normally provided by Vector Biolabs at a stock titer of 1x1010 PFU/ml. We requested a custom amplification in order to provide the stock virus at a titer of 1.2×1011 PFU/ml.

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References

  1. Cunningham, L. L. The adult mouse utricle as an in vitro preparation for studies of ototoxic-drug-induced sensory hair cell death. Brain Res. , (2006).
  2. Schmitt, N. C., Rubel, E. W., Nathanson, N. M. Cisplatin-induced hair cell death requires STAT1 and is attenuated by epigallocatechin gallate. J. Neurosci. 29, 3843-3851 (2009).
  3. Ou, H. C. Identification of FDA-approved drugs and bioactives that protect hair cells in the zebrafish (Danio rerio) lateral line and mouse (Mus musculus) utricle. J. Assoc. Res. Otolaryngol. 10, 191-203 (2009).
  4. Chiu, L. L. Using the zebrafish lateral line to screen for ototoxicity. J. Assoc. Res. Otolaryngol. 9, 178-190 (2008).
  5. Sugahara, K., Rubel, E. W., Cunningham, L. L. JNK signaling in neomycin-induced vestibular hair cell death. Hear Res. , 221-221 (2006).
  6. Matsui, J. I., Cotanche, D. A. Sensory hair cell death and regeneration: two halves of the same equation. Curr. Opin. Otolaryngol. Head Neck Surg. 12, 418-4125 (2004).
  7. Ryals, B. M., Rubel, E. W. Hair cell regeneration after acoustic trauma in adult Coturnix quail. Science. 240, 1774-176 (1988).
  8. Corwin, J. T., Cotanche, D. A. Regeneration of sensory hair cells after acoustic trauma. Science. 240, 1772-174 (1988).
  9. Shang, J. Supporting cell division is not required for regeneration of auditory hair cells after ototoxic injury in vitro. J. Assoc. Res. Otolaryngol. 11, 203-222 (2010).
  10. Stone, J. S., Cotanche, D. A. Hair cell regeneration in the avian auditory epithelium. Int. J. Dev. Biol. 51, 6-7 (2007).
  11. Lahne, M., Gale, J. E. Damage-induced activation of ERK1/2 in cochlear supporting cells is a hair cell death-promoting signal that depends on extracellular ATP and calcium. J. Neurosci. 28, 4918-4928 (2008).
  12. Cunningham, L. L., Cheng, A. G., Rubel, E. W. Caspase Activation in Hair Cells of the Mouse Utricle Exposed to Neomycin. Journal of Neuroscience. 22, 8532-8540 (2002).
  13. Matsui, J. I. Caspase inhibitors promote vestibular hair cell survival and function after aminoglycoside treatment in vivo. J. Neurosci. 23, 6111-6122 (2003).
  14. Matsui, J. I., Ogilvie, J. M., Warchol, M. E. Inhibition of caspases prevents ototoxic and ongoing hair cell death. J. Neurosci. 22, 1218-1227 (2002).
  15. Nakagawa, T. A novel technique for inducing local inner ear damage. Hear Res. 176, 1-2 (2003).
  16. Forge, A., Li, L. Apoptotic death of hair cells in mammalian vestibular sensory epithelia. Hear Res. 139, 1-2 (2000).
  17. Liu, W. Caspase inhibitors prevent cisplatin-induced apoptosis of auditory sensory cells. Neuroreport. 9, 2609-2614 (1998).
  18. Taleb, M. Hsp70 inhibits aminoglycoside-induced hearing loss and cochlear hair cell death. Cell Stress Chaperones. 14, 427-437 (2009).
  19. Taleb, M. Hsp70 inhibits aminoglycoside-induced hair cell death and is necessary for the protective effect of heat shock. J. Assoc. Res. Otolaryngol. 9, 277-289 (2008).
  20. Francis, S. P. Celastrol Inhibits Aminoglycoside-Induced Ototoxicity via Heat Shock Protein 32 (HSP32). Cell Death and Disease. , (2011).
  21. Wang, J. Caspase inhibitors, but not c-Jun NH2-terminal kinase inhibitor treatment, prevent cisplatin-induced hearing loss. Cancer Res. 64, 9217-9224 (2004).
  22. Bird, J. E. Supporting cells eliminate dying sensory hair cells to maintain epithelial integrity in the avian inner ear. J. Neurosci. 30, 12545-12556 (2010).
  23. Sato, E. Expression of fractalkine receptor CX3CR1 on cochlear macrophages influences survival of hair cells following ototoxic injury. J. Assoc. Res. Otolaryngol. 11, 223-234 (2010).

Tags

Neurociencia Número 61 de pelo celular ototoxicidad pérdida de la audición la cultura de órganos

Erratum

Formal Correction: Erratum: Dissection of Adult Mouse Utricle and Adenovirus-mediated Supporting-cell Infection
Posted by JoVE Editors on 04/17/2012. Citeable Link.

A correction was made to Dissection of Adult Mouse Utricle and Adenovirus-mediated Supporting-cell Infection. The incorrect version of figure 2 was published, the middle initials of the authors were omitted, and the acknowledgements were updated.

Figure 2. Adenovirus-mediated infection of supporting cells was corrected to include a schematic showing the structure of the utricle sensory epithelium. The incorrect figure was inadvertently published. This error does not change the scientific conclusions of the article in any way. The editors apologize for this error.

The acknowledgements were updated to:

The authors are grateful to Dr. Shimon P. Francis for generating the confocal micrographs.

This work was supported by the Division of Intramural Research at the National Institute on Deafness and Other Communication Disorders. Additional support was provided by NIDCD 5R01 DC007613.

From:

This work was supported by the Division of Intramural Research at the National Institute on Deafness and Other Communication Disorders. Additional support was provided by NIDCD 5R01 DC007613.

The authors were updated to:

Carlene S. Brandon, Christina Voelkel-Johnson, Lindsey A. May, Lisa L. Cunningham

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Carlene Brandon, Christina Voelkel-Johnson, Lindsey May, Lisa Cunningham

La disección de utrículo ratón adulto y mediada por adenovirus infección de reparto de las células
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Brandon, C. S., Voelkel-Johnson, C., … More

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