Les méthodes de l'administration par voie intraveineuse auto dans un modèle de souris

Summary

L'auto-administration intraveineuse (IVSA) paradigme est considéré comme l'étalon-or en examinant les propriétés de renforcement de l'abus des drogues chez les rongeurs. Ce manuscrit décrit les procédures expérimentales et des techniques chirurgicales nécessaires pour obtenir des données fiables IVSA. En particulier, l'implantation et l'entretien méticuleux cathéter sont mis en évidence.

Abstract

Les modèles animaux ont été développés pour étudier les effets renforçants des drogues, y compris l'auto-administration intraveineuse (IVSA) paradigme. Les avantages d'utiliser un paradigme IVSA pour étudier les propriétés de renforcement de l'abus des drogues telles que la cocaïne, notamment le fait que le médicament est auto-administré, au lieu de l'expérimentateur administré, le calendrier de renforcement peuvent être modifiés, et une mesure précise des quantités de drogue consommée ainsi que la date et le motif de la IV injections peuvent être obtenues. En outre, l'administration par voie intraveineuse évite confond potentiels liés au métabolisme de premier passage ou le goût, et produit une augmentation rapide dans le sang et les concentrations de médicaments au cerveau. Comme il est indiqué dans cette vidéo, auto-administration intraveineuse peut être obtenu sans restriction alimentaire ou formation préalable médicament avant la suite de la pose du cathéter attention pendant la chirurgie et méticuleux cathéter quotidienne de rinçage et de maintenance. Les procédures expérimentales décrites dans le présentpapier inclure une description du logement des animaux et de l'acclimatation des méthodes, la formation opérant en utilisant des solutions sucrées lait, et la chirurgie d'implantation du cathéter.

Protocol

1. Procédures de logement des animaux et d'acclimatation

1. Mâles et femelles souris CD-1 sont logés de même sexe de la même portée, jusqu'à 5 animaux par cage, dans des cages en plastique contenant des standards literie puce bêta et plaquettes nestlet, avec des couvercles de treillis métallique pour accueillir des bouteilles d'eau et de nourriture. Norme de la souris chow et de l'eau sont disponibles ad libitum dans les cages à domicile toute l'expérience.
2. Les souris sont maintenues sur un revers clair-obscur calendrier (lumières allumées 22h00-10h00).
3. Les souris sont autorisés à s'acclimater aux salles de test IVSA pendant une semaine avant le début des procédures expérimentales.

2. Formation opérant

1. Toutes les procédures de comportement, y compris la formation du lait sucré et de drogues intraveineuses d'auto-administration sessions sont réalisées en utilisant des chambres de mesure opérant 15,9 x 14 x 12,7 cm, équipé de 2 leviers de souris ultra-sensibles, balanciers tasses, lampes de relance et de pompes à seringue microlitre (Med Assoates Inc, St. Albans, VT, USA). Chambres sont reliés à un ordinateur à l'aide Associés Med intelligente CR interface et Med-PC pour programmer l'horaire de renforcement et de collecter des données.
2. Souris naïves sont habitués aux chambres opérantes et formés pour appuyer sur le levier à l'aide d'une récompense lait sucré (0,1 ml) a présenté dans une tasse de bras. La formation du lait opérant est effectuée en 1-hr sessions pendant 5-7 jours. Achèvement d'un rapport (FR) horaire fixe sur le levier actif abouti à la présentation de la coupe bras et de l'éclairage d'une lumière de relance. La solution consistait lait sucré du saccharose (10 mg / ml, réactif ACS, Sigma-Aldrich Inc St-Louis MO, USA) ajouté au lait entier (3,25% de matière grasse). Formation opérant avec une solution de lait sucré ou un renforçateur alimentaire liquide est une technique couramment utilisée pour faciliter opérant répondre à ^1,2 chez la souris.

3. Préparation de l'équipement doit être utilisé pendant la chirurgie

Requéquipements ired - 20, 23 et 26 aiguilles de calibre, broyeur, seringues de 1 cc, tubes Tygon, fer à souder, l'héparine, les antibiotiques et analgésiques.

1. Préparer une aiguille pour guider l'insertion du cathéter dans la veine jugulaire par rasage vers le bas d'une aiguille de calibre 20. Le corps de l'aiguille est rasée bas à l'aide d'un broyeur pour former un canal à l'intérieur de l'aiguille afin de guider le tube de cathéter dans la veine. Le canal de l'aiguille doit être soigneusement vérifiée pour tout débris métalliques qui peuvent avoir été déposés. Tout obstacle à la chaîne devrait être gratté à l'aide de fines pinces à pointe.
2. Adapter deux seringues 1-cc pour être utilisés pour le rinçage et le contrôle du cathéter. Préparer deux seringues en prenant 12 cm morceaux de tube Tygon et les fixer à une extrémité d'aiguille de calibre 26 fixées sur des seringues de 1 cc, et en étirant les extrémités de la tubulure d'autres sur des aiguilles de calibre 23. Une seringue doit être rempli avec une solution saline stérile à 0,9% et l'autre avec une solution héparinée ticarcilline (33 mg de ticarcillineet 0,3 mg d'héparine pour 10 ml de solution saline stérile).
3. Préparer cathéter bouchons canule. Tuyau Tygon est tendue sur une aiguille de calibre 23, et coupez 1 cm du biseau. Fondre l'extrémité ouverte du tube pour créer un joint épais. Le tube doit être fondu de sorte que le capuchon de canule ensemble est suffisamment long pour s'adapter au-dessus de la canule de cathéter, avec le raccord d'extrémité étanche serré sur l'extrémité de la canule. Notez que si le bouchon est trop long, il ya un risque que cela sera plié et ensuite percé au cours du processus de fixation de la vis sur le cathéter couvre. Ainsi, une préparation minutieuse des bouchons cathéter est recommandé, afin d'assurer un bon ajustement à la canule.
4. Préparer les solutions nécessaires. Tous les réactifs ont été achetés chez Sigma-Aldrich Inc (St-Louis MO, USA).
   1. Hépariné solution Ticarcilline pour le rinçage du cathéter - Dissoudre 0,33 g ticarcilline (sel disodique) et 0,003 g d'héparine dans 10 ml de solution saline stérile. 0,03 ml de la solution est rincée through le cathéter par jour. La solution antibiotique est administré pour prévenir les caillots sanguins et des infections de se développer.
   2. Amikicin (antibiotique) pour injection sous-cutanée - Une seule injection sous-cutanée est donnée après une intervention chirurgicale à la dose de 10 mg / kg pour empêcher infections post-opératoires.
   3. Le kétoprofène (analgésique) pour injection sous-cutanée - Une seule injection sous-cutanée est donné suite à une chirurgie, à une dose de 5 mg / kg de gérer toute la douleur post-opératoire.

4. Chirurgie implantation par cathéter

L'équipement et les réactifs: L'isoflurane, une solution saline stérile, de l'alcool (70%), 1 et 3 seringues cc remplie de sérum physiologique stérile, 1-cc seringues adaptées, solutions antibiotiques et analgésiques préparés à la section 3 ci-dessus, les cathéters de souris (CamCaths, Cambridgeshire, Royaume-Uni ), couvertures de cathéter (bouchons en cristal de HRS scientifiques, Montréal, Québec), le lubrifiant oculaire, 4 cm à barres en plastique pour élever veine (cepeuvent être construits à partir d'un plastique Q-tip), Polysporin, compresses stériles et de la gaze, des pinces courbes et droites, pinces artérielles, ciseaux fins.

1. En utilisant des techniques aseptiques le banc chirurgicale, les instruments chirurgicaux et les cathéters sont stérilisés avant leur chirurgie. Techniques de stérilisation appropriées comprennent vapeur autoclave pour les instruments chirurgicaux et des cathéters achetés auprès CamCaths. Perle en verre de stérilisation peut aussi être utilisé sur les pointes des instruments chirurgicaux. Stérilisation à l'oxyde d'éthylène peut être employé sur des cathéters ou des matériaux plus délicats que les risques fusion. Une description plus détaillée des rongeurs techniques chirurgicales aseptiques peuvent être trouvées dans le ^1,2-joint références. Mise en place de la banquette, les instruments et le cône de nez pour entretien de l'anesthésie est illustré sur la photo.
2. Les souris sont anesthésiées avec du gaz isoflurane, et maintenu sous anesthésie à l'aide d'un tube de respiration dans un système de balayage. Lubrifiant oculaire (Tears Naturale PM) est appliquée aux deux yeux pour les empêcher de sécher pendant la procédure. Une marge appropriée chirurgical est rasé sur le dos de l'animal et autour du cou. Avant toute incisions sont faites, les champs opératoires sont restreintes à l'aide des champs stériles.
3. En vue de préparer le cathéter pour l'insertion dans l'oreillette droite du coeur, le tube de cathéter en excès est coupé 1,2 cm à partir de l'ampoule du cathéter. Il s'agit de la longueur optimale établie pour adultes souris CD-1, environ 8 semaines d'âge, 20-25 grammes de poids corporel. La longueur du tube du cathéter peut être nécessaire d'ajuster légèrement (par essais et erreurs), basé sur la souche, la taille et l'âge des souris. Avant l'insertion, la seringue contenant une solution saline stérile (section 3,2) est fixée à la canule de cathéter, et le cathéter est rincé et contrôler l'étanchéité. Gardercette seringue fixée au cathéter à travers l'intervention chirurgicale. Il sera utilisé pour rincer le cathéter, et reculer le sang à l'étape 4.7.
4. Après une stérilisation avec de l'alcool 70%, une longue incision 2 cm midscapular est faite à partir mi-chemin sur le dos et se terminant juste au-dessous du cou, afin de s'adapter à la base du cathéter. Tissu conjonctif doit être écartées avec des pinces pour faire place à l'embase du cathéter sous la peau.
5. Placer l'animal sur son dos, un peu profonde seconde de 1 à 2 cm de diagonale incision est faite à partir de la clavicule droite en allant vers le haut à la mâchoire animaux, après que la zone a été nettoyée à l'alcool à 70%. La veine jugulaire se trouvent superficiellement sous la peau du cou. En vue de l'insertion du cathéter, un tube à partir de la base du cathéter est tiré à travers l'incision dans le dos et amenée à proximité de la veine jugulaire par le passage du tube sous la peau juste au-dessus de l'épaule droite. L'extrémité du tube de cathéter estensuite fixé à une pince artérielle et placé à côté de l'animal pour le maintenir en place.
6. La veine jugulaire droite est situé en s'éloignant doucement conjonctif et le tissu adipeux superficiel de l'incision autour du cou de l'animal. Tissu conjonctif autour de la veine est décomposée en utilisant une pince courbe et la veine est ensuite élevé en utilisant une barre de plastique stérile. Lâches noeuds de suture sont réalisés ouverts autour de chaque extrémité de la veine et le tube de cathéter est enfilé à travers le noeud haut et enroulée sur le fil de suture au repos desserrée sur l'épaule droite.
7. Avant l'insertion, par voie humide à la fois l'aiguille d'insertion de jauge 20 et la veine avec une solution saline stérile pour réduire la friction. L'aiguille est maintenue parallèle à la veine, et inséré doucement dans la partie inférieure de la veine élevée (Remarque: environ 0,5 cm de la pointe de l'aiguille doit pénétrer dans la veine). En utilisant des pinces, faites glisser le tube du cathéter dans le puits de l'aiguille dans la veine. Résistance indiquerait que le tube is dans le tissu conjonctif et non dans la veine. Poussez 0,03 cc de sérum physiologique dans la veine de s'assurer qu'il n'ya pas de fuites. Fuites indiquerait que la veine peut être percé ou que le placement tube du cathéter doit être réglé.
   Remarque: Pour vérifier si le tube est dans la même veine, essayer de dresser un peu de sang à l'aide de la seringue ci-joint une solution saline. Si le sang ne peut être immédiatement établi, la veine ou paroi cardiaque peut être occlusion de l'extrémité du cathéter, ou la veine n'a pas été percé, régler le tube et essayez à nouveau. Aiguille réinsertion peut être nécessaire si le sang ne peut toujours pas être établie.
   
8. Afin de fixer le cathéter en place, poussez l'ampoule cathéter pour le point d'insertion et retirer l'aiguille. Attacher le noeud en bas, puis tirez la chasse d'eau cathéter contre la barre avant d'attacher le droit second nœud au-dessus de l'ampoule. Testez à nouveau pour voir si le sang peut être établi et desserrer les nœuds légèrement si nécessaire. Rentrer le tube de cathéter sous la peau et suturel'incision ventrale autour du cou de l'animal. Appliquer Polysporin guérir rapidement à l'aide d'un applicateur de coton stérile pointe, ou de toute autre pommade antibiotique contenant de préférence une certaine analgésique de l'incision fermé.
9. Avec l'animal sur son abdomen, placer l'embase du cathéter sous la peau de l'arrière à l'intérieur de l'incision préparée. Assurez-vous que le tube supérieur est très peu bouclés et bien cachée sous l'embase du cathéter afin de minimiser les chances de l'animal à mâcher et le percer. Suturer l'incision des deux côtés de l'embase du cathéter, et appliquer de production rapide Guérison Polysporin l'aide d'un applicateur de coton stérile extrémité.
10. Rincer le cathéter avec 0,03 cc de la solution héparinée ticarcilline aide de la seringue avec le tube fixé sur celui-ci (section 3.2). Cap de la canule avec le capuchon en plastique canule et visser le couvercle cathéter blanc. Chez certaines souris qui sont frais de la chirurgie, le sang peut s'écouler du cathéter avant que la canule est plafonné. Il est important de re-rincer l'animal et rapidly remplacer le capuchon de canule avant que le sang a la chance de s'échapper. Les animaux doivent être rincés quotidiennement pour maintenir la perméabilité du cathéter.
11. Après avoir essuyer la zone d'injection entre les animaux dos les jambes avec de l'éthanol à 70%, sous-cutanée injecter le kétoprofène analgésique à la dose de 5 mg / kg d'un côté, et le amikicin antibiotique à la dose de 10 mg / kg de l'autre côté.
12. Après anesthésie est interrompue, les animaux sont autorisés à récupérer dans une cage propre avec un accès facile à la nourriture et à l'eau pendant 5 à 7 jours. Les souris doivent être placés dans une enceinte chauffée pendant la nuit pour éviter l'hypothermie post-opératoire.

5. Test comportemental - auto-administration intraveineuse

1. Avant de cathéters d'essais comportementaux sont rincées avec une solution saline stérile à 0,9%. Les souris sont ensuite placerd opérant dans les chambres et relié à des lignes de perfusion et les pompes de perfusion. Presses levier actif entraîner un 3,2 sec 18 ul d'injection de médicament associé à l'éclairement d'une lumière de stimulation. Chaque levier de pression est suivie d'un temps de 8 s sur la période au cours de laquelle la lumière de stimulation reste allumé.
2. Après la séance opérant, cathéters souris sont rincés avec la solution héparinée ticarcilline avant d'être remis dans leur cage.
3. Les souris sont autorisés à s'auto-administrer pendant 3 h consécutives 2-sessions à chaque dose. Les doses ont été présentés dans un ordre aléatoire pour chaque souris, comme indiqué dans la section suivante.
4. La perméabilité du cathéter est évalué quotidiennement en veillant à ce que tant la solution saline et antibiotique peut être rincé par le cathéter. En outre, un test de kétamine / midazolam peut être réalisée comme décrit dans la référence ci-joint ^5. En bref, les signes de l'anesthésie comme l'immobilité dans les 5 secondes d'une infusion de de 0.02 à 0.03 ml de kétamine (15 mg / ml),ou le midazolam (0,75 mg / ml) midazolam est la preuve d'un cathéter ⁵ brevets.

Representative Results

Figure 1. Le schéma de répondre à la drogue par voie intraveineuse auto-administration varient selon large dose de médicament, et de la souche de souris utilisée. La figure présentée montre d'auto-administration de cocaïne données suivantes chirurgies cathétérisme succès en utilisant la procédure décrite dans la vidéo. La figure montre la moyenne (± SEM) des perfusions cocaïne gagné et moyenne (± SEM) la consommation de cocaïne (mg / kg de poids corporel) à travers une gamme de 4 doses de cocaïne présentés dans un ordre aléatoire sur un programme de renforcement FR1. Abscisse: dose de médicament auto-administré par perfusion. Ordonnée à gauche: nombre total de perfusions gagnée au cours de la session de 2 heures opérant. Ordonnée à droite: consommation de cocaïne au total en mg / kg lors de la séance d'essais de 2 heures. Tous les 13 cathéters sont restées perméables pour la durée de l'étude (4 semaines). Une ANOVA à sens unique réalisée à la dose a révélé que microe administraient la cocaïne d'une manière dose-dépendante [F (1,12) = 42,8, p <0,05]. Il ya une augmentation de la consommation de cocaïne au cours de la courbe dose-réponse [F (3,36) = 29,6, p <0,05] en dépit d'une diminution de levier de pression à des doses plus élevées. Chaque point représente la moyenne de 3 séances d'essais à chaque dose de cocaïne (± SEM) récoltés dans des souris CD-1 (n = 13 / dose, hommes et femmes confondus). Les comparaisons des actifs (drogue renforcée) vs levier inactif face à travers la courbe dose-réponse ont été faites à l'aide de deux ANOVA pour s'assurer que les souris étaient discriminant entre les deux leviers. Pour les souris CD1, l'analyse a révélé une préférence pour le levier actif [F (1,12) = 10,255, p <0,05] sur l'ensemble de la courbe dose-réponse (données non présentées ici).

Discussion

Les modèles animaux de l'abus de drogues sont particulièrement utiles dans la compréhension de la base génétique des comportements liés à la drogue. Par exemple, les souris avec différents profils génétiques héréditaires montrent des différences dans leur sensibilité à la cocaïne ^6-8 et aider à identifier les gènes candidats potentiels médiation de la variabilité phénotypique observée ^9. Les procédures de cathétérisme intraveineux décrits dans le présent document ont été utilisées avec succès considérable à examiner IVSA drogue dans diverses souches de souris ainsi que des souris de différentes origines génétiques ^10.

Les procédures décrites dans cette vidéo évidence des facteurs importants pour se concentrer sur pendant et après la chirurgie cathétérisme pour obtenir des données fiables auto-administration intraveineuse de données. Tout d'abord, la mise en place du tube de cathéter à l'intérieur de l'oreillette droite est indispensable, afin de prévenir la formation de caillots de défaillance cathéter blot. Pendant la chirurgie, il est important de s'assurer que le cathéterfin est libre, et non obstruée ni par le cœur ou le tissu veine. Deuxièmement, le rinçage du cathéter quotidien est nécessaire à la fois avant et après les séances opérant dans le but d'éviter les blocages. Enfin, la canule de cathéter doit être couvert en permanence à la fois avec la canule capuchons et couvre cristal lorsque les animaux sont dans leur cage d'origine, pour empêcher l'entrée de débris. Mineure blocage de la canule cathéter peut être délogée à l'aide d'une amende aiguille de 26 gauge, cependant la forme quotidienne de rinçage avec la solution héparinée antibiotique est nécessaire, en particulier les jours où les animaux ne sont pas testés pour IVSA.

Pour effectuer la chirurgie survie des animaux, une bonne connaissance des techniques d'asepsie, l'analgésie et l'anesthésie est nécessaire. Bien que cette vidéo ne remplace pas une formation adéquate chirurgicale, il peut être utilisé comme un guide pour les chercheurs désireux d'acquérir les techniques nécessaires à ce paradigme.

Materials

Name	Company	Catalog Number	Comments
Ticarcillin Disodium Salt	Sigma-Aldrich	T5639-1G	1 gram bottle
Tears Naturale P.M (Eye lubricant)	Alcon	N/A	3.5 gram tube This eye lubricant can be found in most pharmacies. Any ophthalmic eye lubricant can be used.
Cocaine	Medisca Pharmaceutique	0723-06	1 gram bottle
Ketamine	Medisca Pharmaceutique	1754-04	25 gram bottle
Midazolam	Medisca Pharmaceutique	2519-06	1 gram bottle
Heparin sodium salt	Sigma-Aldrich	H4784-250MG	250 gram bottle
Ketoprofen	Sigma-Aldrich	K1751-1G	1 gram bottle
Amikicin Sulphate salt	Sigma-Aldrich	A2324-5G	5 gram bottle
Sucrose ACS Reagent	Sigma-Aldrich	S5016-500G	500 gram bottle
Standard mouse catheters with soft mesh	CamCaths	MIVSA/20/26/BC-1S	Tubing specifications: 26SWG;0.451;0.254
Crystal cap applicator	HRS Scientific	313CAC	This is the white catheter cap.
Tygon Micro Bore Tubing	Thomas Scientific	9561S41	Tubing specifications (bore x o.d. x wall thickness in inches): .01 x .03 x .01