Summary
Aqui nós descrevemos o uso de uma auto-montagem 3-dimensional andaime para a cultura humana células progenitoras neurais. Nós apresentamos um protocolo para liberar as células da scaffolds a serem analisados posteriormente por exemplo, por citometria de fluxo. Este protocolo pode ser adaptado para outros tipos de células para realizar estudos detalhados mecanicamente.
Abstract
A influência de três dimensões (3D) andaimes em diferenciação, proliferação, crescimento e finalmente neuronal é de grande interesse, a fim de encontrar novos métodos de terapias baseadas em células e padronizado em distúrbios neurológicos ou doenças neurodegenerativas. Estruturas 3D são esperados para proporcionar um ambiente muito mais próximo da situação in vivo do que as culturas 2D. No contexto da medicina regenerativa, a combinação de andaimes biomaterial com tronco neurais e células progenitoras é uma grande promessa como uma ferramenta terapêutica. 1-5 sistemas Cultura emular um ambiente tridimensional foram mostrados para influenciar a proliferação e diferenciação em diferentes tipos de caule e células progenitoras. Aqui, a formação e funcionalização do 3D microenviroment é importante para determinar a sobrevivência e destino das células incorporado. 6-8 Aqui usamos PuraMatrix 9,10 (RADA16, PM), um peptídeo com base hidrogel andaime,que é bem descrito e utilizado para estudar a influência de um ambiente 3D sobre diferentes tipos celulares. 7,11-14 PuraMatrix podem ser facilmente personalizados ea fabricação sintética do nano-fibras fornece um sistema de cultura 3D de alta confiabilidade, que é, além xeno-free.
Recentemente, têm estudado a influência da concentração de PM-sobre a formação do andaime. 13 Neste estudo as concentrações utilizadas da PM teve um impacto direto sobre a formação da estrutura em 3D, que foi demonstrada por microscopia de força atômica. Uma análise posterior da sobrevivência e diferenciação dos hNPCs revelou uma influência das concentrações utilizadas da PM sobre o destino das células incorporado. No entanto, a análise de sobrevida ou diferenciação neuronal por meio de técnicas de imunofluorescência possuir alguns obstáculos. Para obter dados confiáveis, é preciso determinar o número total de células dentro de uma matriz para obter o número relativo de exemplo. células neuronais marcados por βIII-tubulina. Este pré-requisitos de uma técnica para analisar os andaimes em todas as dimensões de 3 por um microscópio confocal ou uma técnica comparável como microscópios de fluorescência capaz de tomar z-stacks da amostra. Além disso, este tipo de análise é extremamente demorado.
Aqui demonstramos um método para liberar as células dos andaimes 3D para a análise posterior por exemplo, por citometria de fluxo. Neste protocolo células progenitoras neurais (hNPCs) da linha celular ReNcell VM (Millipore EUA) foram cultivadas e diferenciadas em 3D-scaffolds consistindo de PuraMatrix (PM) ou PuraMatrix suplementado com laminina (PML). Em nossas mãos um PM-concentração de 0,25% foi ideal para o cultivo das 13 células, no entanto, a concentração pode ser adaptado para outros tipos celulares. 12 As células liberado pode ser usado para, por exemplo estudos imunocitoquímicos e posteriormente analisadas por citometria de fluxo. Isso acelera a análise e more mais, o resto os dados obtidos sobre uma base mais ampla, melhorando a confiabilidade dos dados.
Protocol
1. Parte 1: Cultura da hNPCs em PuraMatrix
- Com antecedência, para a geração de um andaime com uma concentração de 0,25% PuraMatrix sem laminina, é necessário preparar as seguintes soluções
- Prepare uma solução contendo sacarose 20% e uma solução contendo 10% de sacarose dissolvida em água destilada estéril.
- Para solução 1 ml mix 120 da solução de sacarose 20% com 120 mL de água destilada em um tubo de 1,5 ml cônico.
- Para a solução 2 mL mix 60 do PuraMatrix solução com 60 ml de solução de sacarose 20% em um tubo de 1,5 ml cônico.
De uma preparação de um andaime com uma concentração de 0,25% PuraMatrix suplementado com laminina (8 mg por 100 mL Matrix), é necessário preparar as seguintes soluções.
- Para solução 1 ml mix 72 de água destilada com 120 ml de solução de sacarose 20% e 48 mL laminina em um tubo de 1,5 ml cônico.
- Para a solução 2 mix solução PuraMatrix 60 mL com 60 mL da solução de sacarose 20% em um tubo de 1,5 ml cônico.
- Para o encaixe de células no PuraMatrix preparar um 4-bem placa de cultura de células e coloque uma lamínula esterilizada de vidro (mm diâmetro 13) em dois poços. Armazenar a placa na bancada limpa para o uso posterior. Lamínulas de vidro são utilizadas apenas para os estudos imunocitoquímicos. Se não colorações imunocitoquímicos são destinados, a etapa pode ser ignorada.
Para preparar o hNPCs para encapsulamento em um scaffolds 3D tem que se preparar as seguintes soluções. Diluir o Benzonase na solução Tripsina / EDTA, utilizando um factor de diluição de 1:10.000. Para uma mistura solução Trypsin-Inhibitor/Benzonase: DMEM/F12 + Benzonase 25U/μl + 1% HSA + Tripsina-inibidor (0,5 mg).
- Separar as células por adição de 500 solução de Tripsina / Benzonase mL e incubar por 5 min em uma incubadora (37 CO ° C, 5% 2). Parar a reação com solução Trypsin-Inhibitor/Benzonase. Posteriormente centrifugar as células destacadas por 5 min a 3000 x g. Lavar as células com 5 ml da solução de sacarose 10% e centrifugar novamente. Desprezar o sobrenadante.
- Ressuspender as células em solução de sacarose 10%, a solução final deve conter células 1x10 6 células / ml.
Os próximos passos, 1,8-1,11, deve ser feito o mais rápido possível, devido ao baixo pH da solução PuraMatrix, o que pode ser prejudicial para as células.
- Misture 60 mL de suspensão de células com a solução 1.
- Adicione 120 ml de solução 1, que contém as células, para o tubo cônico com solução de 2 e misture cuidadosamente.
- ML colocar 100 da mistura imediatamente sobre cada tampa desliza residia na placa de quatro poços.
- Adicione lentamente 200 mL meio de cultura de células por poço e depois de 2-3 minutos outra mL 200. Isto irá iniciar o auto-montagem da matriz.
- Incubar cells a 37 ° C, por 1h na bancada limpa em uma placa de aquecimento ou a área aquecida de sua bancada limpa. Na medida do possível não se movem a placa pois isso pode prejudicar a montagem das matrizes.
- Remover a maior parte do meio, mas não todos, para evitar as matrizes caindo seco, com uma pipeta de 1000 mL. Adicionar 500 mL de meio de matrizes para lavar por 10 min. Finalmente retire a médio e adicionar 500 mL de médio fresco e colocar a placa de cultura em uma incubadora (37 ° CO C, 5% 2). Como as matrizes são sensíveis ao choque das placas deve ser movido o menos possível e armazenado, se possível, em uma incubadora separado.
- O hNPCs aqui utilizados foram proliferaram por 7 dias no scaffolds 3D e diferenciação foi iniciada pela retirada dos fatores de crescimento 13. Meio foi trocado a cada 2-3 dias.
2. Parte 2: coloração imunocitoquímico de matrizes inteira
- Com antecedência, para o procedimento de coloração, é necessário preparar: absolução tampão de bloqueio constituído de soro de cabra normal de 5% e 0,3% de Triton X-100 (dissolvida em PBS, uma solução de paraformaldeído a 4% com base em 0,1 M PBS e se precisava de uma solução com 4 ',6-Diamidin-2'-phenylindoldihydrochlorid DAPI) para uma coloração núcleos contendo 100 ng DAPI / ml dissolvida em PBS. As amostras foram montadas com uma mistura de Mowiol e DABCO.
- Para lavar as matrizes remover o meio com uma pipeta de 1000 mL e lavar os andaimes, uma vez com PBS por 5 minutos.
- Para corrigir os andaimes remover o PBS e adicionar 400 mL de paraformaldeído (4% em 0,1 M PBS) para cada poço e incubar as matrizes por 30 minutos em temperatura ambiente. Os andaimes fixos podem ser armazenados em PBS suplementado com 0,02% NaN 3 a 4 ° C por várias semanas até vários meses.
- Antes de uma coloração lavar os andaimes com PBS por 5 minutos.
- Incubar os andaimes em solução de bloqueio buffer. Solução de bloqueio foi mudado três vezes a cada 2-3 horas e subsequcantes andaimes foram incubadas em solução de bloqueio durante a noite a 4 ° C.
- Remover a solução tampão de bloqueio e adicionar o anticorpo primário dissolvida em PBS suplementado com soro de cabra normal de 1% e incubar as matrizes durante a noite a 4 ° C.
- Remover a solução anticorpo primário e lavar andaimes 4 vezes por 2 h e, posteriormente, durante a noite a 4 ° C com PBS.
- Remover o PBS e adicionar a solução com o anticorpo secundário, dissolvida em PBS suplementado com soro de cabra 1% normal, por 4 h à temperatura ambiente no escuro.
- Lavar as amostras com PBS 4-6 vezes por 1 hora e, posteriormente, durante a noite a 4 ° C no escuro.
- Para uma coloração núcleos pode-se adicionar 400 mL da solução de DAPI por 30 min.
- Para montar as amostras é necessário lâminas de microscópio. Adicionar 50 mL Mowiol / Dabco na lâminas de microscópio. Remova a tampa desliza a partir da placa de 4 bem e colocá-los cuidadosamente sobre o meio de montagem.
- Aqui usamos um 8000 Biozeromicroscópio (Keyence, Alemanha, Karlsruhe) para obter micrografias única e z-stacks. Cada pilha contém 30 imagens de solteiro com uma distância de M 1-2. Usando o software analisador correspondentes a desfocagem inerente à fluorescência foi removido antes projeções completa do z-stacks foram produzidos.
3. Parte 3: Lançamento do hNPCs dos andaimes para a análise de citometria de fluxo
- Com antecedência, para a liberação das células de andaimes lavar os andaimes com 500 mL HBSS.
- Transferir os andaimes por meio de uma pipeta de 1000 mL para um tubo cônico de 15 ml contendo meio de cultura celular.
- Para perturbar a andaimes mecanicamente ressuspender a solução celular várias vezes com uma pipeta de 1000 mL e, posteriormente, centrifugar a solução a 3000 xg por 5 min.
- Retire o sobrenadante com uma pipeta, adicionar 500 mL de tripsina / Benzonase solução e ressuspender o pellet celular várias vezes.
- Incubar as células por 5 mina 37 ° C na solução de Tripsina / Benzonase. Para parar a reacção adicionar uma solução Trypsin-inhibitor/Benzonase ml e pipeta para cima e para baixo várias vezes.
- Centrifugar a suspensão celular 5 min a 3000 xg, remover o sobrenadante e lavar as células com tampão HBSS 2 ml. Repita este passo duas vezes. Este procedimento irá remover os restos da matriz.
- Passe o celular através de um filtro solução suspensão celular (tamanho dos poros 70 mm) para remover agregados e recolher as células em meio de cultura celular. As células obtidas podem ser semeados novamente por exemplo, sobre lamínulas para estudos funcionais como patch clamp ou medições fluometric. Para processar as células para citometria de fluxo, as células corrigir imediatamente (ver 4.1).
4. Parte 4: Quantificação de βIII-tubulina células positivas por citometria de fluxo
- Fixar as células lançado obtida no passo 3.7 com PFA 1% por 15 min em temperatura ambiente.
- Centrifugar a suspensão celular por 5 min a 3000 xg e remove o sobrenadante. Se necessário, as células podem estar preparado para ser armazenado a 4 ° C para posterior análise. Portanto, as células ressuspender em tampão de lavagem (PBS suplementado com BSA 0,5% e 0,02% Na-azida).
- Para prosseguir com a preparação para a citometria de fluxo, centrifugar a suspensão celular por 10 minutos a 350 xg, descartar o sobrenadante e ressuspender as células em 25 mL da solução de anticorpos. Portanto, o primeiro anticorpo é misturado com tampão de saponina na concentração 1:100 por exemplo βIII-tubulina. O buffer de saponina consiste em PBS com uma concentração de 0,5% saponina, uma concentração de BSA de 0,5% e uma concentração de Na-azida de 0,02%.
- Incubar a suspensão de células com o primeiro anticorpo para 2 h à temperatura ambiente em um agitador. Como controle negativo preparar uma amostra sem o primeiro anticorpo.
- Para a etapa primeira lavagem adicionar 300 mL de buffer saponina diretamente para as células. Centrifugar a suspensão celular por 5 min a 350 x g. Para a segunda lavagem, descartaro sobrenadante, adicionar 300 mL de buffer e centrifugar a suspensão de células por 5 min a 350 x g.
- Remover o sobrenadante e adicionar 25 mL de solução contendo o anticorpo secundário (por exemplo Alexa Fluor 647, 1:1000, dissolvido em tampão saponina). Incubar as células com o anticorpo secundário 1h à temperatura ambiente, no escuro.
- Para a etapa primeira lavagem adicionar 300 mL de buffer saponina diretamente para as células. Centrifugar a suspensão celular por 5 min a 350 x g. Para a segunda lavagem, descartar o sobrenadante, adicionar 300 mL de buffer e centrifugar a suspensão de células por 5 min a 350 x g.
- Descartar o sobrenadante e ressuspender as células em 500 mL de tampão de lavagem para a análise de citometria de fluxo.
5. Resultados representante
Um exemplo de hNPCs cultivadas em auto-montagem de andaime PuraMatrix hidrogel é mostrado na figura 1. O hNPCs crescer em estruturas esféricas como na PM não modificado. Nesta condição culturas, as células dificilmente pode ser reconhecido em uma transmissão de luz, apesar de feixes de processos entre as esferas são visíveis (fig. 1A). Dependendo das condições de cultura do tipo de célula utilizada, a matriz pode ser modificado por exemplo, pela adição de laminina. Para a linha de células hNPC ReNcell VM (Millipore) laminina é necessário para induzir um padrão de crescimento com agregados menos densos, mas uma distribuição mais homogênea das células (Fig 1b). Independente das modificações, a matriz pode ser usado para estudar a diferenciação neuronal, por exemplo. Figura 1C apresenta uma coloração do hNPCs para o marcador neuronal βIII-tubulina. Neste exemplo as células foram cultivadas por 7 dias na matriz e, posteriormente, diferenciada por 4 dias, onde a diferenciação foi induzida pela retirada do EGF e fatores de crescimento. BFGF 13 corpos celulares e uma densa rede de processos construída pelas células pode ser reconhecidos facilmente. No entanto, é óbvio que uma quantificação do número de células é demorado, como um grande número deimagens de diferentes regiões da matriz tem de ser analisada, para se obter uma base de dados confiável para uma análise estatística. Em 1D fig pode-se ver um exemplo de células libertada da matriz e, posteriormente, tecendo sobre lamínulas. Essas células poderiam ser usadas para estudos funcionais.
A liberação das células do scaffolds 3D oferece a possibilidade de analisar diferentes parâmetros, como expressão de proteínas marcadoras ou a taxa de sobrevivência das células por AnnexinV / PI coloração ou um ensaio de TUNEL. A Figura 2 mostra um exemplo de uma análise de citometria de fluxo da percentagem de células βIII-tubulina +. O controle negativo (células não marcadas para βIII-tubulina) é mostrado na Figura 2a. Esses controles são usados para determinar o portão para a detecção mais recente do βIII-tubulina + células (fig. 2B). Uma comparação de uma contagem manual de células e uma análise por citometria de fluxo é mostrado na figura 2C. A porcentagem de células βIII-tubulina + foi determINED pela contagem do número total de células (por meio de uma coloração DAPI nuclear) eo número de células βIII-tubulina + nas fotos de fluorescência.
Figura 1. hNPCs cultivadas em PuraMatrix hidrogel de auto-montagem de peptídeos. A hNPCs) encapsulado em PuraMatrix (PM) crescer em spheric, densas estruturas lotado, onde o diâmetro das esferas pode ser até várias centenas de M. Entre as esferas pode-se reconhecer pacotes de processos construída pelas células (setas). B) As células encapsuladas em PuraMatrix suplementado com laminina (PML) crescem em estruturas menos denso, mais homogeneamente distribuída. Na laminina complementada matriz pode-se reconhecer células individuais em áreas menos densas (setas), no entanto, é quase impossível quantificar o número de células. C) hNPCs diferenciados para 4 dias em PML marcador neuronal expressar como βIII-tubulina (verde). Para avaliaçãote a porcentagem de células positivas é preciso determinar o número total de células por uma coloração núcleos como o DAPI (azul). A microfotografia apresenta a projeção total de um z pilha de fotos tiradas com Biozero-8000 microscópio. D) Células lançado a partir da matriz podem ser semeadas em lamínulas por exemplo, para estudos funcionais. A microfotografia mostra células cultivadas por 3d, posteriormente, ao processo de libertação. A coloração para βIII-tubulina (vermelho) revela uma morfologia semelhante às células hospedado no andaime 3D.
Figura 2. Células de fluxo citometria liberado PuraMatrix. Para superar a quantificação demorada de microfotografias foi utilizado um protocolo para liberação de células cultivadas em PuraMatrix que dá acesso a uma análise mais rápida por citometria de fluxo. Um células) Unstained foram usados como controle negativo, para definir o portão (moldura preta) para a análise posteriormentede, por exemplo βIII-tubulina células. B) Para quantificar o percentual de βIII-tubulina + células mesma porta, situado no controle negativo, foi utilizado. Células positivas aparecem na parte direita do eixo x, onde também uma população intermediária foi observado (frame pontilhada), restos celulares mais provável que representam. C) A comparação do manual células contadas e células contadas por citometria de fluxo revelou uma proporção muito maior de células positivas, onde a dependência temporal do número de βIII-tubulina + foi comparável, o que indica a confiabilidade do protocolo de citometria de fluxo.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
O uso do 3D-scaffolds oferece a oportunidade de estudar o desenvolvimento de diferentes tipos de células em uma situação de cultura de células mais perto a situação in vivo. No entanto, quanto à análise da diferenciação neuronal por exemplo, ou estudos funcionais é preciso superar alguns obstáculos para obtenção de dados confiáveis para quantificação por exemplo, de tipos de células.
Aqui descrevemos a cultura de hNPCs no hidrogel baseada peptídeo scaffold PuraMatrix e posteriormente a liberação das células para ser utilizada para os estudos em uma situação 2D proporcionando um fácil acesso a ferramentas como FACS ou ensaios funcionais. Recentemente, demonstrou a influência da concentração PuraMatrix sobre a formação do 3D-scaffold por microscopia de força atômica ea influência sobre a sobrevivência e diferenciação das células. 13 No entanto, há que ter em mente que cada tipo de célula pode precisar cultura diferente condições ou matrizes consistem de outros materiais, por exemplo matrigel ou colágeno.
O protocolo para liberar as células se baseia em um protocolo fornecido pelo fabricante 18 e é comparável com os protocolos usados para preparar por exemplo, culturas primárias neuronais onde um isolamento mecânico das células é seguido por uma digestão do material circundante por enzimas. As células tolerar este procedimento e fique vital e construiu processos e expressar como marcador neuronal βIII-tubulina, uma vez que são semeados novamente em uma superfície revestida laminina. Aqui realizamos estudos de citometria de fluxo com células liberadas para quantificar a quantidade de células βIII-tubulina +. A comparação com uma quantificação feito "manualmente" através da contagem de células em micrografias revelaram uma proporção muito maior de células βIII-tubulina +. Isso é mais provável, devido ao maior número de células contadas pelo citômetro de fluxo (50.000 por sonda), em comparação com a análise manual (várias centenas por sonda). No entanto, a cinética do número de & beta; III-tubulina + células segue o mesmo padrão em ambas as amostras, onde detectamos uma diminuição de βIII-tubulina + células ao longo do tempo. Isto está de acordo com estudos utilizando as células ReNcell VM 15-17. Outros obstáculos a superar, durante uma análise manual são áreas muito densas de matrizes que dificilmente pode ser analisado ou de fundo de alta do material da matriz, resultando em uma subestimação do "real" número de células. Estamos convencidos de que este protocolo pode ser adaptado para outros tipos de células fornecendo um método rápido e confiável para quantificar diversos aspectos da proliferação, diferenciação e sobrevivência das células.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Não há conflitos de interesse declarados.
Acknowledgments
Os autores gostariam de agradecer a Norman Krüger para o seu excelente suporte técnico.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| PuraMatrix peptide hydrogel | BD Biosciences | 354250 | |
| Mouse laminin I | Cultrex | 400-2009090 | |
| Sucrose | Sigma-Aldrich | S9378-1KG | |
| Normal goat serum | Dako | X0907 | |
| Triton X 100 | Carl Roth Gmbh | 3051.3 | |
| PBS Dulbecco | Biochrom AG | L 1825 | |
| HBSS | GIBCO, by Life Technologies | 14170-088 | Hanks’ Balanced Salt Solution 1X |
| βIII-tubulin antibody | Santa Cruz Biotechnology, Inc. | Sc-51670 | Mouse, monoclonal, 1:500 |
| Alexa Fluor 488 | Invitrogen | A 11029 | Goat α mouse, 1:1000 |
| Alexa Fluor 568 | Invitrogen | A 11031 | Goat α mouse, 1:1000 |
| Alexa Fluor 647 | Invitrogen | A 21235 | Goat α mouse, 1:1000 |
| Mowiol 4-88 Reagent | Calbiochem | 475904 | |
| Dabco | Aldrich | D2,780-2 | 1,4-Diazabicyclo[2.2.2]octane 98% |
| Cell strainer | BD Biosciences | 352350 | 70 μm pore size |
| Saponin | Merck & Co., Inc. | 7695 | |
| Trypsin/ EDTA | GIBCO, by Life Technologies | 25300-054 | |
| Benzonase 250 U/μl | Merck & Co., Inc. | 1.01654.0001 | |
| Trypsin Inhibitor | Sigma-Aldrich | T6522 (500 mg) | |
| 20% HSA | Octapharma | Human-Albumin Kabi 20% |
References
- Zhang, S., Gelain, F., Zhao, X. Designer self-assembling peptide nanofiber scaffolds for 3D tissue cell cultures. Semin. Cancer. Biol. 15, 413-420 (2005).
- Gelain, F., Horii, A., Zhang, S. Designer self-assembling peptide scaffolds for 3-d tissue cell cultures and regenerative medicine. Macromol. Biosci. 7, 544-551 (2007).
- Blow, N. Cell Culture: building a better matrix. Nature. Methods. 6 (8), 619-622 (2009).
- Hauser, C. A., Zhang, S. Designer self-assembling peptide nanofiber biological materials. Chem. Soc. Rev. 39, 2780-2790 (2010).
- Teng, Y. D. Functional recovery following traumatic spinal cord injury mediated by a unique polymer scaffold seeded with neural stem cells. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 99, 3024-3029 (2002).
- Silva, G. A. Selective differentiation of neural progenitor cells by high-epitope density nanofibers. Science. 303, 1352-1355 (2004).
- Gelain, F., Bottai, D., Vescovi, A., Zhang, S. Designer self-assembling peptide nanofiber scaffolds for adult mouse neural stem cell 3-dimensional cultures. PLoS. ONE. 1, e119-e119 (2006).
- Taraballi, F. Glycine-spacers influence functional motifs exposure and self-assembling propensity of functionalized substrates tailored for neural stem cell cultures. Front Neuroengineering. 3, 1-1 (2010).
- Zhang, S., Holmes, T., Lockshin, C., Rich, A. Spontaneous assembly of a self-complementary oligopeptide to form a stable macroscopic membrane. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 90, 3334-3338 (1993).
- Zhang, S. Self-complementary oligopeptide matrices support mammalian cell attachment. Biomaterials. 16, 1385-1393 (1995).
- Horii, A., Wang, X., Gelain, F., Zhang, S. Biological designer self-assembling peptide nanofiber scaffolds significantly enhance osteoblast proliferation, differentiation and 3-D migration. PLoS. ONE. 2, e190-e190 (2007).
- Thonhoff, J. R., Lou, D. I., Jordan, P. M., Zhao, X., Wu, P. Compatibility of human fetal neural stem cells with hydrogel biomaterials in vitro. Brain. Res. 1187, 42-51 (2008).
- Ortinau, S. Effect of 3D-scaffold formation on differentiation and survival in human neural progenitor cells. Biomed. Eng. Online. 9, 70-70 (2010).
- Abu-Yousif, A. O., Rizvi, I., Evans, C. L., Celli, J. P., Hasan, T. PuraMatrix Encapsulation of Cancer Cells. J. Vis. Exp. (34), e1692-e1692 (2009).
- Morgan, P. J. Protection of neurons derived from human neural progenitor cells by veratridine. Neuroreport. 20, 1225-1229 (2009).
- Giese, A. K. Erythropoietin and the effect of oxygen during proliferation and differentiation of human neural progenitor cells. BMC. Cell Biol. 11, 94-94 (2010).
- Schmöle, A. C. Novel indolylmaleimide acts as GSK-3beta inhibitor in human neural progenitor cells. Bioorg. Med. Chem. 18, 6785-6795 (2010).
- PuraMatrix, B. D. Peptide Hydrogel. Guidelines for Use. Catalog No 354250, BD. (2006).
