Summary
Her beskriver vi en rask og enkel metode for å måle celle stivhet. Det generelle prinsipp ved denne tilnærmingen er å måle membran deformasjon i respons til veldefinerte undertrykk påføres gjennom en mikropipette til celleoverflaten. Denne metoden gir et kraftig verktøy for å studere biomekaniske egenskaper substrat-tilkoblede celler.
Abstract
Økende antall studier viser at biomekaniske egenskapene til individuelle celler spiller store roller i flere cellulære funksjoner, inkludert celleproliferasjon, differensiering, migrasjon og celle-celle interaksjoner. De to sentrale parametre av cellulære biomekanikk er cellulær deformerbarhet eller stivhet og evnen av cellene til kontrakt og generere kraft. Her beskriver vi en rask og enkel metode for å anslå celle stivhet ved å måle graden av membranen deformasjon i respons til undertrykk som påføres med en glass mikropipette til celleoverflaten, en teknikk som kalles mikropipette Aspirasjon eller Microaspiration.
Microaspiration utføres ved å trekke et glass kapillær å opprette en mikropipette med en svært liten spiss (2-50 um diameter, avhengig av størrelsen av en celle eller en vevsprøve), som deretter kobles til en pneumatisk trykktransduser og brakt til en nær nærhet av en celle under et mikroskop. Nårpipettetuppen berører en celle, et trinn med undertrykk påføres pipetten ved pneumatiske trykktransduseren genererer veldefinerte press på cellemembranen. I respons til trykk, er membranen aspireres inn i pipetten og progressiv membran deformasjon eller "membran projeksjon" inn i pipetten blir målt som en funksjon av tid. Det grunnleggende prinsipp for denne eksperimentelle tilnærmingen er at graden av membranen deformasjon i respons til en definert mekanisk kraft er en funksjon av membran stivhet. Den stivere membranen er, jo saktere frekvensen av membranen deformasjon og jo kortere steady state aspirasjon length.The teknikken kan utføres på isolerte celler, både i suspensjon og substrat-tilkoblede, store organeller, og liposomer.
Analysen utføres ved å sammenligne maksimal membran deformasjoner oppnådd under et gitt trykk for forskjellige cellepopulasjoner eller eksperimentelle betingelser. En "stivhet koeffisient" er esanslås ved å plotte aspirerte lengden membran deformasjon som en funksjon av det påtrykte trykk. Videre kan dataene bli ytterligere analysert for å estimere Youngs modulus av cellene (E), den vanligste parameteren å karakterisere stivhet av materialer. Det er viktig å merke seg at plasmamembranen i eukaryote celler kan bli sett på som en bi-komponent-system hvor membran lipid bilayer er underlied av sub-membran cytoskjelettet og at det er den cytoskjelettet som utgjør mekaniske stillaset av membranen og dominerer deformerbarhet av den cellulære konvolutten. Denne tilnærmingen derfor tillater sondering de biomekaniske egenskapene til sub-membran cytoskjelettet.
Protocol
1. Trekke Glass Mikropipetter
Utstyr: mikropipette Puller, Microforge.
Glass: Boroscillicate glass kapillærer (~ 1,5 mm utvendig diameter, ~ 1,4 mm indre diameter).
- Mikropipetter trekkes med samme grunnleggende tilnærming som brukes til å forberede glass mikroelektroder for elektrofysiologiske innspillinger. Kort, er et glass kapillær oppvarmet i midten og når glasset begynner å smelte de to halvdelene av kapillæret blir trukket fra hverandre genererer to mikropipetter. Flere kommersielle pullers er tilgjengelige for å utføre denne prosessen fra relativt enkle vertikale pullers som bruker tyngdekraften til å dra de to pipetter hverandre til høyt sofistikerte horisontale pullers som tilbyr flere programmerbare alternativer for å variere hastigheten og andre parametere av trekk. Begge typer avtrekker ble brukt i våre forsøk.
- Kravs for geometrien av pipettespissen: Toppen av pipetter som brukes i disse eksperimentene vanligvis varierer mellom 2-6 um ekstern diameter avhengig av størrelsen av cellen. En annen viktig parameter er formen på spissen, som bør omtrentlige et sylindrisk rør (se figur 1). Dette kan oppnås ved å optimalisere parameterne for trekk og verifisere formen på spissen under mikroskopet til ønsket fasong oppnås. Den optimale lengde av pipetten shank avhenger av mengden av forventet deformasjon: hvis deformasjoner er små <10 um, er det nok at den sylinder-lignende del av pipetten er også relativt kort (samme størrelsesorden), for større deformasjoner justeres tilsvarende. Generelt øker varme og / eller økning i "trekk" reduserer diameteren av spissen. Økningen i "pull" genererer også en spiss med en lengre avsmalning. I våre eksperimenter ved hjelp av en Sutter P-97 horisontale pipette puller var programmetoptimalisert til følgende parametere: Heat av 473, Pull 22, Velocity 22, Time 200, trykk 500. Det er også mulig å opprette sylindriske tips av trekke en meget lange skaft og deretter bryte og polering den. Detaljerte instruksjoner for hvordan å forberede forskjellige typer av pipetter er gitt i Sutter manualen.
- Microforge: Det anbefales også å fyre-polere pipettetuppen å generere en jevn glass overflate som gjør en god tetning til plasmamembranen. Dette gjøres ved å bringe spissen av pipetten til nærheten av en oppvarmet glasskule for en svært en brøkdel av et sekund ved hjelp av en microforge. Lignende teknikk er rutinemessig brukt for å forberede microelectrodes for elektrofysiologiske opptak.
- Fylle mikropipette: Mikropipetter skal fylles med en fysiologisk saltoppløsning, for eksempel PBS eller ikke-fluorescerende vekstmedier. Viktigere løsningen bør suppleres med 30% serum som vil tillate cellen memBrane å flytte greit inn i pipetten. To tilnærminger kan brukes for å bli kvitt luftbobler i pipettetuppen: (i) en pipettetuppen kan dyppes i oppløsningen første å tillate væsken å fylle spissen ved kapillære krefter etterfulgt av tilbakefylling pipetten fra den andre enden, eller (ii) den hele pipetten kan fylles fra baksiden slutten ved å banke på skaftet av pipetten for å fjerne boblene fra spissen.
- Merk: Pipettes må være forberedt på dagen av eksperimentet.
2. Utarbeidelse av celler
- Kimdannelse cellene: Microaspiration utføres på enkeltceller som enten opprettholdes i suspensjon eller er festet til substratet. Å aspirere celler i suspensjon, blir cellene løftes fra sine substrater og pipettert inn i et grunt langsgående kammer som er montert på den invertert mikroskop rett før eksperimentet. Til å aspirere substrat-tilkoblede celler, cellersås på små cover-slips (~ 10 mm diameter), som også kan plasseres i microaspiration kammeret før eksperimentet. Begrunnelsen for å bruke et grunt langsgående kammer er å tillate en mikropipette å nærme cellene på en svært spiss vinkel, så horisontalt som mulig. Dette gjøres for å tillate membranen trekkes inn i mikropipette å bli visualisert på en enkelt fokusplanet (se Figur 2).
- Visualisering cellemembranen: Å observere membranen projeksjon inn i pipetten blir cellemembraner farget med en lipofil fluorescerende fargestoff, slik som å bruke en standard Dii farging protokoll.
- Varm PBS-løsning.
- Fortynn bestanden DII til en arbeidskonsentrasjon (5 uM) med warmed PBS-løsning.
- Sonicate for 5 min å bryte fargestoff aggregater.
- Spinne ned i 5 minutter og ta supernatant.
- Vask celler i PBS 3 ganger, 5 min hver.
- Inkuber celler med fargestoffet sålution i 30 min i en 37 ° C inkubator.
- Vask cellene med PBS tre ganger i 5 min hver.
- Merk: Det er mulig å erstatte Dii farging av membranen med visualisere sub-membran cytoskjelettet som også blir trukket sammen med membranen inn i pipetten. Det må tas i betraktning, imidlertid at perturbing cytoskjelettet kan endre biomekaniske egenskaper av cellen. Videre, ved utførelse microaspiration eksperimenter med substrat festede celler, er det anbefalt å bruke 3D avbildning å estimere lengden av membran projeksjon inn i pipetten som er posisjonert i en vinkel til fokalplanet av cellene.
3. Microaspiration og Image Acquisition
Utstyr: Inverted Fluorescent mikroskop, fortrinnsvis med 3D dekonvolusjon evner (Zeiss Axiovert 200M med datastyrte Z-aksen bevegelse av sentralt måles eller tilsvarende), videokamera koblet til en datamaskin (AxioCam MRM eller tilsvarende), trykkgiver (BioTek eller tilsvarende), vibrasjonsfri stasjon (TMD eller tilsvarende), micromanipulator (Narishige, Sutter, Burleigh eller tilsvarende, manipulatorer kan være mekanisk, hydraulisk eller piezoelektriske). Det er også viktig å understreke at microaspiration kan utføres ved hjelp av et mikroskop uten 3D evner å estimere stivhet av celler i suspensjon, slik som røde blodlegemer 1,2 eller nøytrofiler 3, isolerte organeller som atomkjerner 4 eller kunstige liposomer 5.
Image Acquisition programvare: Zeiss AxioVision eller tilsvarende.
- Monter cellene inn i en microaspiration kammer, som beskrevet ovenfor, på en invertert fluorescerende mikroskop. Plasser cellene velge en celle for et eksperiment og plassere den i sentrum av synsfeltet. Det er viktig å perform disse eksperimentene i en vibrasjonsfri miljø, spesielt for forsøkene med underlaget-tilkoblede celler fordi minutt vibrasjoner som vanligvis oppstår på benker og vanlige bord er trolig helt kompromiss etableringen av sel, bryte tuppen av micropipette eller føre betydelige endringer i posisjonen av spissen som vil forskyve analysen av resultatene.
- Plasser en mikropipette fylt med PBS / media w / serum løsning i en pipetteholder koblet til en strøm transduser etter fleksibel slange med diameter tilpasset den connecter av pipetten holder for en tett passform. I begynnelsen av hvert eksperiment trykket i pipetten er ekvilibrert til det atmosfæriske trykket. Pipetten er montert på en mikromanipulator som tillater fin kontroll av pipetten bevegelsene i en mikron rekkevidde. Plasser en pipette på en grunne vinkel til bunnen av kammeret og bringe pipettetuppen til sentrum av synsfeltet. The borkroneskaftet pipetten, en sylindrisk del av pipettespissen inn i hvilket membranen aspireres, er justert horisontalt til fokalplanet ved (1) posisjonering pipetten ved den grunneste vinkel mulig (10-15 °) og (2) ved bøye skaftet av pipetten mot bunnen av kammeret. Fordi stammen er svært tynn den er fleksibel nok til å skyve på bunnen av kammeret mens nærmer en celle, som vist skjematisk i Figur 1. Sakte bringe ned mikropipette til siden av en enkelt celle ved hjelp av emnet manipulator før nær fokusplanet for cellen. Deretter, ved hjelp av en fin manipulator flytte mikropipette til kanten av cellen inntil pipettetuppen vidt berører membranen. Ta en bilde å observere posisjonen av pipetten. Gode forseglinger opprettes når hele pipettetuppen er i full kontakt med celleoverflaten og kontakten er stabil. Det er ingen sterk objektivt kriterium, men om hvor god tetning er excEPT for visuell undersøkelse.
- Påfør et skritt av undertrykk ved hjelp svingeren og vedlikeholde det før membran projeksjon er stabilisert. Mengden av trykk som trengs for å aspirere membranen inn i pipetten varierer avhengig av celletype og spesifikke eksperimentelle betingelser. I våre eksperimenter er innledende deformasjon vanligvis observert ved anvendelse trykk i området mellom -2 til-15mm Hg. Når trykket påføres, er membranen gradvis deformert inn i pipetten til den er stabilisert på viss lengde, en prosess som vanligvis tar 2-3 minutter. I løpet av denne tiden, er bilder av membran deformasjon ervervet hvert 30 sek å spore utviklingen av membranen som er trukket inn i pipetten.
- Øk trykket til neste nivå i 2-5 mm Hg trinn og gjenta hele prosedyren til membran projeksjon løsner fra cellen og beveger seg inn i pipetten, ved hvilket punkt forsøket stoppet.
Å kvantifisere graden av membran deformasjon, er den aspirerte lengde (L) målt fra spissen av pipetten til toppunktet av omkretsen av membranen projeksjon. Det er viktig å merke seg, at et større pipette vil gjelde mer kraft på cellemembranen på samme nivå av press. Å ta hensyn til variasjonen mellom diametrene av pipetter, derfor er den aspirerte lengden normalisert for pipetten diameter (D) måles for hvert eksperiment.
Dataene kan bli ytterligere analysert ved hjelp av en standard lineærviskoelastiske halv plass modell av endotelcelle, som beskrevet i de tidligere studiene 6,7. Spesifikt ble elastisitetsmodulen av cellene ved hjelp av ligningen:
hvor E er Youngs modul, er en indreradius av pipetten er Ap trykkforskjellen, L er tilsvarende aspirert lengde og φ (η) er en vegg fungere beregnet kraften modellen, som beskrevet av Theret m.fl. 7. Det er viktig å merke seg at flere modeller har blitt brukt for å analysere data, inkludert et microaspiration elementmetoden modell som forutsetter at en celle er en deformerbar kule med isotrope og homogen materialegenskaper og flytende slipp modeller, som antar at cellene danner en sfærisk form, kan deformeres kontinuerlig og gjenopprette ved utgivelsen, som beskrevet i flere utmerkede omtaler: 8-10. Microaspiration kan også brukes til å undersøke andre biomekaniske parametere av celler og vev, slik som cellulære viskoelastiske egenskaper, kortikal spenning og bidrag av forskjellige strukturelle elementer til celle og vev biomekanikk (se vurderinger oppført ovenfor for mer informasjon).
5. RepresentantResultater
I tidligere studier ble mikropipette aspirasjon enten utføres på liposomer 5 eller på celler som ikke ble festet til substratet 2,11-13. I våre studier har imidlertid cellene typisk holdes festet til substratet for å unngå endringer i cytoskeletal struktur som er sannsynlig å oppstå når cellene løsner 14-16. For å validere bruk av microaspiration teknikk for substrat-tilkoblede celler, testet vi om avbrudd av F-aktin resultater i reduksjon i celle stivhet av storfe aorta endotelceller (BAECs), som er estimert av denne tilnærmingen. Figur 3 viser at, som forventet , dette er faktisk tilfelle. Spesifikt viser figur 3A en typisk serie av fluorescerende bilder av en endotelial membran gjennomgår progressiv deformasjon i respons til undertrykk påføres gjennom en mikropipette. Som forventet, er membranen gradvis aspireres til pipetten og aspirated lengde øker som en funksjon av anvendt trykk. Tiden-kurs av deformasjon viser at avbrudd av F-aktin signifikant øker den aspirerte lengder av fremspringene under alle trykkforhold (figur 3B) 14.
Ved hjelp av denne tilnærmingen, oppdaget vi at celle stivhet øker når cellemembraner er oppbrukt av kolesterol mens kolesterol berikelse hadde ingen effekt 14. Fig. 4 viser en kolesterol-anriket celle, en kontroll celle, og en kolesterol-utarmet cellen etter nådd maksimal aspirasjons lengder på -15 mm Hg (4A). Anslagene vanligvis startet å utvikle i-10 mmHg og gang-kurs av membran deformasjon kunne måles for de negative trykk på -10, -15 og -20 mm Hg (4B). Anvendelse av trykk over-25mmHg førte avløsning av den aspirerte projeksjon danner en separat vesikkel. Trykknivået som resulterte i membran avløsning var Similär under forskjellige kolesterol forhold. Denne observasjonen var svært uventet fordi tidligere studier viste at i membran lipid bilayers en økning i membran kolesterol øker stivheten av membranens 5,17. Våre videre studier bekreftet disse observasjonene ved hjelp av flere uavhengige tilnærminger, inkludert Atomic Force Microscopy 18,19 og Force Traction Mikroskopi 20.
Figur 1. Skjematisk sideriss av en innspilling pipette. Pipetten trekkes å generere en sylindrisk skaft på tuppen (sideriss). Mikropipette parametere: D = 2a = innvendig diameter og ED = 2b = utvendig diameter.
Figur 2. Mikropipette nærmer et substrat-vedlagte celle (A) Skjematisk sideriss;. (B) Lys kontrast-bilde av en mikropipette shank berøre en typisk formet celle brukt i aspirasjons eksperimenter, (C) Fluorescerende bilde av den samme cellen merket med DiIC 18. Den micropipette er fortsatt til stede, men er usynlig (fra 14).
Figur 3. Validering av målecelle stivhet i underlaget-tilkoblede celler ved hjelp microaspiration. A: Bilder av progressiv membran deformasjon av BAECs under kontroll forhold og etter eksponering for latrunculin Pipetten er usynlig på bildene fordi det ikke fluoresce.. Cellene ble eksponert for 2 uM latrunculin A i 10 min, noe som dramatisk redusert mengden av F-aktin, målt ved rhodamin-phalloidin fluorescens (ikke vist), men hadde ingen signifikant effekt på cellen form. I en latrunculin-behandlet celle, er det en fortynning av membranen i midten av den aspirerte projeksjon men anslaget fremdeles er festet til den calen. B. Effekt av latrunculin A på tiden kurs av membran deformasjon hvor L aspireres lengde av membranen projeksjon og D er diameteren av pipetten for kontroll-celler (n = 14) og celler eksponert til 2 uM latrunculin A i 10 min (n = 5). Cellene ble aspirert med -10 mm Hg (ruter), -15 mm Hg (firkanter) og -20 mm Hg (trekanter). (Fra 14.)
Figur 4. Effekt av mobilnettet kolesterol nivåer på membran deformasjon av BAECs. . Et typisk bilder av membran deformasjon av kolesterol-anriket, kolesterol-utarmet og kontrollcellene (kontrollfunksjoner celler ble eksponert for MβCD: MβCD-kolesterol blanding ved 1:1 forhold som hadde ingen effekt på nivået av fritt kolesterol i celler (se innfelt). Bildene vist skildre maksimal deformasjon ved -15 mm Hg. Pilen indikerer posisjonen av den aspirerte projeksjon. Baren er 30 mikrometer. B. Gjennomsnittlig tid-kurs av turbo lengder for de tre eksperimentelle cellepopulasjoner. C. Maksimale aspirated lengder plottet som en funksjon av påført trykk. Maksimal normalisert lengde i utarmet celler var signifikant lavere enn for kontroll-celler for presset -15 mm Hg og -20 mm Hg (P <0,05). (Fra 14.)
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Microaspiration gir en enkel og meget reproduserbar metode for å estimere celle stivhet / deformerbarhet ved å bruke negative trykk til en cellemembran, og måling membran deformerbarhet i respons til veldefinerte press. Det ble først utviklet av Mitchison og Swann (1954) for å karakterisere de elastiske egenskapene sjø-urchin egg for å gi innsikt i mekanismer for celledeling 21 og deretter å se på de mekaniske egenskapene i røde blodceller en. Denne metoden har vært brukt i flere undersøkelser for å vurdere de biomekaniske egenskaper forskjellige celletyper (f.eks 2,3,12,13). Våre nyere studier utvidet denne metoden for å beregne stivhet av underlaget-tilkoblede celler ved å kombinere microaspiration med 3D avbildning 14,15,22. Membran stivhet og elastisitet tilveiebringe kritisk informasjon vedrørende celle fenotype og hvordan cellene reagerer på et dynamisk miljø, spesielt en rekke mekaniske ledetråds som genereres av hemodynamiske krefter blodstrøm eller ved å endre viskoelastiske egenskaper ekstracellulære matrix. Faktisk har studier vist at tidligere celle stivhet øker i respons til fluid skjærspenning 13,23 og som en funksjon av stivheten av substratet 16,24. Endringer i celle stivhet forventes å ha stor innvirkning på celle mechanosensitivity og mechanotransduction. Konkret har vi vist nylig at en økning i endotelial stivhet letter deres følsomhet for flyte 25. Vi har også vist at endothelial avstivning er assosiert med en økning i deres angiogene potensial 22. Videre, en nedgang på membran stivhet og viskositet karakterisere proliferative sent stadium eggstokkreft celler indikerer at disse egenskapene kan bidra til å differensiere tidlig versus en aggressiv ondartet fenotype 26.
Målecelle stivhet kan også innsamlingsløsE-dur innsikt i struktur og organisering av cytoskjelettet. En viktig faktor i å bestemme celle stivhet er sub-membran cytoskjelettet, spesielt F-aktin 6,14. Endringer i celle stivhet kan også gjenspeile cytoskeletal re-arrangement i respons til forskjellige signalmolekyler hendelser, for eksempel aktivering av 27 Rho-GTPases, en stor mekanisme som par mellom membran og cytoskjelettet 28. Videre kan endringer i celle stivhet bli oppdaget selv når ingen tydelige endringer i strukturen i cytoskjelettet nettverk er observert 14 som tyder på at denne tilnærmingen er mer følsom for subtile endringer i cytoskjelettet struktur enn visualisering av nettverkene.
I form av alternative tilnærminger, gir microaspiration et nyttig og rimelig alternativ til Atomic Force Microscopy (AFM) som vanligvis brukes til å måle celle stivhet 29,30. I motsetning til AFM som måler lokale membraNE stivhet, gir microaspiration en global mål på deformerbarhet til en celle. Andre metoder for å estimere cellulære biomekaniske egenskaper inkluderer ulike bead / partikkel tilnærminger, for eksempel magnetiske vridning cytometri 31-33, partikkel sporing 34,35, så vel som flere andre metoder, som cytoindenter, en metode som er noe lik den AFM 36 og optisk pinsett 37. Mens detaljert komparativ analyse av disse teknikkene er utenfor omfanget av dette manuskriptet, de viktigste forskjeller mellom dem og microaspiration er følgende: (i) Magnetisk vridning cytometri innebærer påføring av et ytre kraft til en perle festet til cellene overflaten å forårsake lokal membran deformasjon på det sted hvor vulsten er festet som er viktigst å bestemme kraften-indusert avstivning respons 31, (ii) Partikkel sporing kan brukes for flere forskjellige formål, for eksempel estimere kraft som cellene øve på substsats (trekkraft Mikroskopi) 34 eller anslå stivhet av den interne "dype" lag av cellen ved å analysere den bevegelse av perler eller organeller inne i cellen 35. I motsetning, er optiske tweezesrs brukes til å trekke membran nanorør (stagene) å estimere kortikal spenning og membran-cytoskjelettet heft 37. En alternativ metode for å trekke membran stagene er å bruke AFM, en metode som har både betydelige likheter og forskjeller i forhold til optisk pinsett 18,38. Fordelen med de fleste av disse metoder er at de kan gi detaljert romlig informasjon om biomekaniske egenskapene til de individuelle celler. Men alle disse teknikkene krever enten svært kostbart utstyr eller sofistikerte og ikke lett tilgjengelig programvarepakker. Styrken på microaspiration, på den annen side, er at det er en god som andre metoder på å gi kvantitative resultater og differensierende blant spesifikk mekanisk modells av cellen uten krav til høyt spesialisert utstyr eller programvare. I sammendraget, mens det er flere måter å vurdere biomekaniske egenskaper av celler og vev, forblir microaspiration et nyttig og kraftig tilnærming for å undersøke cellulære biomekanikk.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Ingen interessekonflikter erklært.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Sutter pipette puller | Sutter Instruments | P-97 | |
| Microforge | Narishige | MF-830 | |
| Inverted Fluorescent Microscope | Zeiss | Axiovert 200M | The microscope should be preferably equipped with 3D/deconvolution capabilities. |
| Videocamera | Zeiss | AxioCam MRm | |
| Image Acquisition sotware | Zeiss | AxioVision | |
| Pneumatic Pressure Transducer | BioTek | DPM-1B | DPM1B Pneumatic Transducer Tester can now be found by FLUKE. |
| Pipette glass | Richland | Customized glass | Pipettes were customized with a 1.2 inner diameter and 1.6 outer diameter. |
| DiI Dye | Invitrogen | D282 | Dissolves well in DMSO |
References
- Rand, R. P., Burton, A. C. Mechanical properties of the red cell membrane. I. Membrane stiffness and intracellular pressure. Biophys. J. 4, 115-135 (1964).
- Discher, D. E., Mohandas, N., Evans, E. A. Molecular maps of red cell deformation: hidden elasticity and in situ connectivity. Science. 266, 1032-1035 (1994).
- Schmid-Schönbein, G. W., Sung, K. L., Tözeren, H., Skalak, R., Chien, S. Passive mechanical properties of human leukocytes. Biophys. J. 36, 243-256 (1981).
- Guilak, F., Tedrow, J. R., Burgkart, R. Viscoelastic properties of the cell nucleus. Biochem. Biophys. Re.s Commun. 269, 781-786 (2000).
- Needham, D., Nunn, R. S. Elastic deformation and failure of lipid bilayer membranes containing cholesterol. Biophys. J. 58, 997-1009 (1990).
- Sato, M., Theret, D. P., Wheeler, L. T., Ohshima, N., Nerem, R. M. Application of the micropipette technique to the measurement of cultured porcine aortic endothelial cell viscoelastic properties. Journal of Biomechanical Engineering. 112, 263-268 (1990).
- Theret, D. P., Levesque, M. J., Sato, F., Nerem, R. M., Wheeler, L. T. The application of a homogeneous half-space model in the analysis of endothelial cell micropipette measurements. J. of Biomechanical Engineering. 110, 190-199 (1988).
- Hochmuth, R. M. Micropipette aspiration of living cells. J. Biomech. 33, 15-22 (2000).
- Lim, C. T., Zhou, E. H., Quek, S. T. Mechanical models for living cells--a review. Journal of Biomechanics. 39, 195 (2006).
- Zhao, R., Wyss, K., Simmons, C. A. Comparison of analytical and inverse finite element approaches to estimate cell viscoelastic properties by micropipette aspiration. Journal of Biomechanics. 42, 2768 (2009).
- Chien, S., Sung, K. L., Skalak, R., Usami, S., Tozeren, A. Theoretical and experimental studies on viscoelastic properties of erythrocyte membrane. Biophys. J. 24, 463-487 (1978).
- Evans, E., Kuhan, B. Passive material behavior of granulocytes based on large deformation and recovery after deformation tests. Blood. 64, 1028-1035 (1984).
- Sato, M., Levesque, M. J., Nerem, R. M. Micropipette aspiration of cultured bovine aortic endothelial cells exposed to shear stress. Arteriosclerosis. 7, 276-286 (1987).
- Byfield, F., Aranda-Aspinoza, H., Romanenko, V. G., Rothblat, G. H., Levitan, I. Cholesterol depletion increases membrane stiffness of aortic endothelial cells. Biophys. J. 87, 3336-3343 (2004).
- Byfield, F. J., Hoffman, B. D., Romanenko, V. G., Fang, Y., Crocker, J. C., Levitan, I. Evidence for the role of cell stiffness in modulation of volume-regulated anion channels. Acta. Physiologica. 187, 285-294 (2006).
- Byfield, F. J., Reen, R. K., Shentu, T. -P., Levitan, I., Gooch, K. J. Endothelial actin and cell stiffness is modulated by substrate stiffness in 2D and 3D. Journal of Biomechanics. 42, 1114 (2009).
- Evans, E., Needham, D. Physical properties of surfactant bilayer membranes: thermal transitions, elasticity, rigidity, cohesion and colloidal interactions. Journal of Physical Chemistry. 91, 4219-4228 (1987).
- Sun, M., Northup, N., Marga, F., Huber, T., Byfield, F. J., Levitan, I., Forgacs, G. The effect of cellular cholesterol on membrane-cytoskeleton adhesion. J. Cell. Sci. 120, 2223-2231 (2007).
- Shentu, T. P., Titushkin, I., Singh, D. K., Gooch, K. J., Subbaiah, P. V., Cho, M., Levitan, I. oxLDL-induced decrease in lipid order of membrane domains is inversely correlated with endothelial stiffness and network formation. Am. J. Physiol. Cell. Physiol. 299, 218-229 (2010).
- Norman, L. L., Oetama, R. J., Dembo, M., Byfield, F., Hammer, D. A., Levitan, I., Aranda-Espinoza, H. Modification of Cellular Cholesterol Content Affects Traction Force, Adhesion and Cell Spreading. Cell Mol. Bioeng. 3, 151-162 (2010).
- Mitchinson, J. M., Swann, M. M. The Mechanical Properties of the Cell Surface: I. The Cell Elastimeter. J. of Experimental Biology. 31, 443-460 (1954).
- Byfield, F. J., Tikku, S., Rothblat, G. H., Gooch, K. J., Levitan, I. OxLDL increases endothelial stiffness, force generation, and network formation. J. Lipid Res. 47, 715-723 (2006).
- Ohashi, T., Ishii, Y., Ishikawa, Y., Matsumoto, T., Sato, M. Experimental and numerical analyses of local mechanical properties measured by atomic force microscopy for sheared endothelial cells. Biomed. Mater. Eng. 12, 319-327 (2002).
- Solon, J., Levental, I., Sengupta, K., Georges, P. C., Janmey, P. A. Fibroblast adaptation and stiffness matching to soft elastic substrates. Biophysical Journal. 93, 4453 (2007).
- Kowalsky, G. B., Byfield, F. J., Levitan, I. oxLDL facilitates flow-induced realignment of aortic endothelial cells. Am. J. Physiol. Cell. Physiol. 295, 332-340 (2008).
- Ketene, A. N., Schmelz, E. M., Roberts, P. C., Agah, M. The effects of cancer progression on the viscoelasticity of ovarian cell cytoskeleton structures. Nanomedicine: Nanotechnology, Biology and Medicine. , Forthcoming (2011).
- Kole, T. P., Tseng, Y., Huang, L., Katz, J. L., Wirtz, D. Rho kinase regulates the intracellular micromechanical response of adherent cells to rho activation. Mol. Biol. Cell. 15, 3475-3484 (2004).
- Hall, A. Rho GTPases and the Actin Cytoskeleton. Science. 279, 509-514 (1998).
- Okajima, T. Atomic Force Microscopy for the Examination of Single Cell Rheology. In. Methods Mol. Biol. 736, 303-329 (2011).
- Wang, N., Butler, J. P., Ingber, D. E. Mechanotransduction across the cell surface and through the cytoskeleton. Science. 260, 1124-1127 (1993).
- Fabry, B., Maksym, G. N., Butler, J. P., Glogauer, M., Navajas, D., Fredberg, J. J. Scaling the microrheology of living cells. Physical Review Letters. 87, 148102 (2001).
- Park, C. Y., Tambe, D., Alencar, A. M., Trepat, X., Zhou, E. H., Millet, E., Butler, J. P., Fredberg, J. J. Mapping the cytoskeletal prestress. American Journal of Physiology - Cell Physiology. 298, C1245-C1252 (2010).
- Munevar, S., Wang, Y., Dembo, M. Traction force microscopy of migrating normal and H-ras transformed 3T3 fibroblasts. Biophys. J. 80, 1744-1757 (2001).
- Wirtz, D. Particle-tracking microrheology of living cells: principles and applications. Annu. Rev. Biophys. 38, 301-326 (2009).
- Shin, D., Athanasiou, K. Cytoindentation for obtaining cell biomechanical properties. J. Orthop. Res. 17, 880-890 (1999).
- Ou-Yang, H. D., Wei, M. T. Complex fluids: probing mechanical properties of biological systems with optical tweezers. Annu. Rev. Phys. Chem. 61, 421-440 (2010).
- Hosu, B. G., Sun, M., Marga, F., Grandbois, M., Forgacs, G. Eukaryotic membrane tethers revisited using magnetic tweezers. Phys. Biol. 4, 67-78 (2007).
