Multimodal Imaging of Stem Cell implantasjon i sentralnervesystemet av Mus

Summary

Denne artikkelen beskriver en optimalisert sekvens av hendelser for multimodal imaging av cellulære grafts i gnager hjernen ved hjelp: (i) in vivo bioluminesens og magnetisk resonans imaging, og (ii) post mortem histologisk analyse. Ved å kombinere disse bildediagnostikk på et enkelt dyr lar mobilnettet pode evaluering med høy oppløsning, sensitivitet og spesifisitet.

Abstract

I løpet av det siste tiåret har stamcelletransplantasjon fått økende interesse som primær eller sekundær terapeutisk modalitet for en rekke sykdommer, både i prekliniske og kliniske studier. Men hittil resultater mht funksjonelle resultatet og / eller vev regenerering følgende stamcelletransplantasjon er ganske mangfoldig. Vanligvis er en klinisk nytte observert uten dyp forståelse av de underliggende mekanisme (er) ^1. Derfor har flere innsats førte til utviklingen av ulike molekylære imaging modaliteter å overvåke stamcelleforskningen pode med det endelige målet til nøyaktig evaluere overlevelse, skjebne og fysiologi av podet stamceller og / eller deres mikro-miljø. Observerte endringene i én eller flere parametre bestemt av molekylær bildediagnostikk kan være relatert til den observerte kliniske effekten. I denne sammenheng våre studier fokuserer på den kombinerte bruken av bioluminesens imaging (BLI), magnetisk resonans imaging (MRI) og histologiske analysis å evaluere stamcelleforskningen poding.

BLI brukes ofte til ikke-invasiv utføre celle sporing og overvåke celle overlevelse i tiden etter ^2-7 transplantasjon, basert på en biokjemisk reaksjon der cellene uttrykker luciferase-reporter genet er i stand til å sende ut lys etter samspill med underlaget sin (for eksempel D- luciferin ^{8), 9.} MR derimot er en non-invasiv teknikk som er klinisk relevant ¹⁰ og kan brukes til nøyaktig lokalisere cellulære grafts med svært høy oppløsning ^11-15, selv om følsomheten svært avhengig av kontrasten generert etter celle merking med en MR kontrastmiddel . Endelig er post-mortem histologisk analyse metoden for valg for å validere forskningsresultater oppnådd med ikke-invasive teknikker med høyest oppløsning og følsomhet. Videre endepunkt histologisk analyse tillater oss å utføre detaljerte fenotypisk analyse av podet celler og / eller omkringliggende vev, BAsed på bruk av fluorescerende reporter proteiner og / eller direkte celle merking med spesifikke antistoffer.

I sammendraget, vi her visuelt demonstrere komplementaritet i BLI, MR og histologi for å avdekke ulike stamcelleforskningen-og / eller miljø-assosiert egenskaper etter stamcelle transplantasjon i CNS av mus. Som et eksempel, benmarg-avledet stromale celler, genmanipulerte å uttrykke den forbedrede grønt fluorescerende protein (eGFP) og Firefly luciferase (svingninger), og merket med blå lysstoffrør mikron-størrelse jernoksid partikler (MPIOs), vil bli podet i CNS av immun-kompetente mus og utfallet vil bli overvåket av BLI, MR og histologi (figur 1).

Protocol

1. Celleforberedelsen

1. Forsøk bør igangsettes ved hjelp av ex vivo dyrkede stamceller populasjoner genetisk konstruert til å uttrykke luciferase og eGFP reporter proteiner. Her bruker vi luciferase / eGFP-uttrykker murine benmarg-deriverte stromale celler (BMSC-Luc/eGFP) som tidligere beskrevet av Bergwerf et al. ^{2, 5.}
2. To dager før celle merking, plate BMSC-Luc/eGFP celler ved en tetthet på 8 x 10 ⁵ celler per T75 kultur kolbe i 15 ml komplett ekspansjon medium (CEM) supplert med en mikrogram / ​​ml Puromycine.
3. Tillat celler å vokse i 48 timer ved 37 ° C og 5% CO _2.
4. Tilsett 5 x 10 ⁶ glasiale Blå mikron-størrelse jernoksid partikler (GB MPIO) per ml kultur middels til den voksende cellekultur (total: 75 x 10 ⁶ partikler pr 15 ml kultur medium i en T75 kultur kolbe).
5. Inkuber i 16 timer for å tillate partikkel opptak via endocytose.
6. Vask bort gjenværende partiklerog la celler å vokse for ytterligere 24 timer for å få celle confluency og homogen distribusjon av GB MPIO.
7. Valider partikkel opptak visuelt ved hjelp av fluorescens mikroskopi ved å telle forholdet mellom eGFP + og GB MPIO + celler til den totale mengden av eGFP + celler.
8. Vask GB MPIO-merkede BMSC-Luc/eGFP celler to ganger med 10 ml PBS og høste celler etter trypsin-EDTA behandling (5 ml per T75 kultur Kolben i 5 minutter).
9. Vask høstet celler og Resuspender ved endelig konsentrasjon på 133 x 10 ⁶ celler / ml i PBS.
10. Hold cellene på is inntil transplantasjon.

2. Cell Implantasjon i CNS av mus

1. Anaesthetize mus av en intraperitoneal injeksjon av en ketamin (80 mg / kg) + xylazin (16 mg / kg) blanding.
2. Vent i 5 minutter slik at mus å sovne.
3. Shave musa hodet for å tillate sterile manipulasjoner.
4. Plasser musen i en stereotactic ramme.
5. Desinfect denhud og våt øynene på mus for å hindre dehydrering.
6. Lag en midtlinjen skalp snitt å avsløre skallen, og bore et hull i skallen med en dental drill graden ved gitte koordinater: 2 mm posterior og 2 mm lateralt for Bregma.
7. Vortex cellesuspensjonen kort og aspirer cellesuspensjonen i sprøyten.
8. Plasser sprøytespissen i en dybde på 2,5 mm under dura og la press likevekt i 1 minutt.
9. Sprøyt en 3 mL cellesuspensjon (4 x 10 ⁵ celler) i en dybde på 2 mm under dura og med en hastighet på 0,70 mL / min ved hjelp av en automatisert mikro-injeksjon pumpe.
10. Vent i ytterligere 5 minutter for å hindre tilbakestrømning av den injiserte cellesuspensjon.
11. Sakte trekke nålen og desinfisere huden grensene før suturing huden.
12. Injiser 300 mL 0,9% NaCl-løsning subkutant for å hindre dehydrering, og plasserer musen under en varmelampe for å gjenopprette fra anestesi. Administrer pOST-operative smertestillende i samsvar med institusjonelle standarder.

3. In vivo bioluminesens

1. Anaesthetize musene med en blanding av 3% isofluran og oksygen.
2. Plasser mus i Photon Imager og redusere anestesi nivå til 1,5% isofluran og oksygen.
3. Injiser 150 mg D-luciferin per kg kroppsvekt intravenøst.
4. Tilegne image i 5 minutter ved hjelp av Photo Vision programvare.
5. Utfør bildebehandling ved hjelp av M3vision programvaren. Kvantifisere observerte signalet ved hjelp av faste regioner av interesse.

4. In vivo Magnetic Resonance Imaging

1. Anaesthetize musene med 3% isofluran i en blanding av O _2: N ₂ O (3:7).
2. Plasser mus i restrainer av en horisontal 9.4T MR-system og redusere anestesi nivå til 1% isofluran i en blanding av O _2: N ₂ O (3:7).
3. Fukt øynene på mus for å hindre dehydrasjon, feste en rektal probe for å overvåke kroppstemperatur og overvåke pustefrekvens ved å plassere en sensor under musen magen.
4. Opprettholde pustefrekvens på 110 ± 10 pust per minutt og holde kroppstemperaturen konstant innenfor et smalt område på 37 ± 0,5 ° C.
5. Plasser overflaten RF spolen på toppen av musen hodet og plasserer musen i midten av magneten.
6. Anskaffe et sett med 10 koronale T2-vektet sentrifugering ekko (SE) bilder for å få nøyaktig anatomisk informasjon og T2 *-vektede gradient ekko (GE) bilder for å studere stamcelleforskningen migrasjon med en in-plane oppløsning på 70 mikrometer ^to. Sett sekvensparametre som følger: repetisjon tid (TR): 500 ms, ekko tid (TE): 8 ms (GE sekvens) og repetisjon tid (TR): 4200 ms, ekko tid (TE): 12,16 ms (SE sekvens); synsfelt (FOV): 18x18 mm ^2, matrise: 256x256, 1 mm skive tykkelse og 1 mm skive separasjon (Paravision 5.1-programvaren).
7. Utfør databehandlingbruker Amira 4.0-programvaren.

5. Post Mortem Histologi

1. Anaesthetize musene svært dypt ved innånding av en isofluorane (4%), oksygen (0,5 L / min) og nitrogen (1 L / min) blandingen i 2 minutter. Ofre musene ved cervical forvridning.
2. Ta musen hjernen fra skallen og fiksere hjernevevet i 4% paraformaldehyde i PBS i 2 timer.
3. Uttørrende hjernevevet ved å plassere hjernen senere i ulike graderinger av sukrose: 2 hr i 5% sukrose i PBS, 2 t i 10% sukrose i PBS, overnatting i 20% sukrose i PBS.
4. Frys hjernevevet ved hjelp av væske nitrogen og lagre vev ved -80 ° C til seksjonering.
5. § hjernevevet i 10 mikrometer tykke seksjoner ved hjelp av en cryostat.
6. Screen unstained cryosections for blå fluorescens fra GB MPIO partikler og grønt fluorescens fra eGFP uttrykker cellene ved hjelp av en fluorescens mikroskop.
7. Screen unstained cryosections forgrønn / rød bakgrunn fluorescens fra inflammatoriske celler.
8. Utfør videre immunhistokjemiske og immunofluorescent stainings å identifisere endogene celle populasjoner (f.eks microglia, astrocytes, T celler, ...) i samspill med mobilnettet grafts.

6. Representative Resultater

Vi her visuelt presenterte en optimalisert sekvens av hendelser for vellykket multimodal imaging av luciferase / eGFP-uttrykke (STEM) celle populasjoner i CNS av mus. Ved første, de beskrevne GB MPIO merking prosedyren resulterer i svært effektiv merking av BMSC-Luc/eGFP celler, som lett kan validerte med fluorescens mikroskopi (Figur 2A). Neste, ved poding av GB MPIO merket BMSC-Luc/eGFP i CNS av mus, kan overlevelsen av den cellulære graftet overvåkes av in vivo BLI basert på luciferase aktivitet (figur 2B). I tillegg kan den eksakte lokaliseringen av podet celler bli overvåket av in vivo (Figur 2C). Til slutt lar histologisk analyse validering av resultatene oppnådd ved BLI og MRI. Stabil overlevelse ble bekreftet av en stabil eGFP uttrykk i tid (figur 2D). For dette colocalization av eGFP-uttrykke celler med blå fluoriserende MPIO tillater nøyaktig bestemmelse av lokalisering og overlevelse av podet celler. I tillegg reduserer denne doble fluorescerende merking av stamceller muligheten til å observere falske positive resultater basert på bakgrunnsfluorescens opprettet av betennelsesceller ^5.

Figur 1. Oversikt over håndtering sekvensen

1. Cell merking: BMSC-Luc/eGFP er merket med 5 x 10 ⁶ GB MPIO partikler per ml kultur medium. Etter 16 timer med inkubasjon og påfølgende hvileperiode på 24 timer, blir cellene høstes forintracerebral implantasjon.
2. Cell implantasjon: GB MPIO merket BMSC-Luc/eGFP er podet på mus hjernen på følgende koordinater: bregma -2 mm, 2 mm rett fra midtlinjen og 2 mm under dura.
3. In vivo BLI: Etter intravenøs administrering av 150 mg D-luciferin/kg kroppsvekt, ble den genererte lys ervervet i løpet av 5 minutter ved hjelp av Photon Imager.
4. In vivo MRI: Et sett med 10 koronale T2-vektet sentrifugering ekko (SE) bilder og T2 *-vektede gradient ekko (GE) bilder med en in-plane oppløsning på 70 mikrometer ² ble kjøpt. Sekvensparametre var som følger: repetisjon tid (TR): 500 ms, ekko tid (TE): 8 ms (GE sekvens) og repetisjon tid (TR): 4200 ms, ekko tid (TE): 12,16 ms (SE sekvens); synsfelt (FOV): 18x18 mm ^2, matrise: 256x256, 1 mm skive tykkelse og en mm skive separasjon.
5. Post-mortem histologi: 10μm tykt cryosection ble screenet for eGFP uttrykke og blå fluorescensmerkede BMSC usynge en fluorescens mikroskop.

Figur 2. Multimodal imaging av stamcelleforskningen grafts

1. Direkte immunfluorescens mikroskopi av Glacial blå (GB) MPIO merket BMSC-Luc/eGFP.
2. In vivo BLI av mus injisert med 4x10 ⁵ GB MPIO merket BMSC-Luc/eGFP celler ved uke 1 og uke 2 etter implantasjon. Statistisk analyse av oppdagede BLI signaler ved uke 1 og uke 2 etter implantasjon. Data er uttrykt som gjennomsnittlig antall fotoner per sekund per steradian per kvadratcentimeter (ph / s / sr / cm ²⁾ fra en fem minutters periode + / - standard error beregnet fra en fast region av interesse i mus viser en klar BLI signal på injeksjonsstedet.
3. Koronale todimensjonal MR av GB MPIO merket BMSC-Luc/eGFP (venstre panel: (i) T2-vektet spin ekko image og (ii) T2 *-vektet gradient ekko bilde) og umerkede BMSC-LUC / eGFP (høyre panel: (iii) T2-vektet spin ekko image og (vi) T2 *-vektet gradient ekko bilde) grafts i mus hjernen.
4. Histologisk analyse av GB MPIO merket BMSC-Luc/eGFP implantater i uke 2 etter implantasjon. (I) Direkte immunfluorescens analyse for lokalisering av eGFP-uttrykke og GB MPIO merket BMSC-Luc/eGFP grafts. (Ii) Høy forstørrelse detalj av (i). (Iii) Immunofluorescent farging for GFAP antigen, indikerer utviklingen av astrocytic arrvev i den omkringliggende av GB MPIO merket BMSC-Luc/eGFP. (Vi) Immunofluorescent farging for Iba-1 antigen, som indikerer invasjonen og omkringliggende av GB MPIO merket BMSC-Luc/eGFP av microglia.

Discussion

I denne rapporten beskriver vi en optimalisert protokoll for kombinasjonen av tre komplementære bildediagnostikk (BLI, MR og histologi) for detaljert karakterisering av mobilnettet implantater i CNS av immun kompetente mus. En kombinasjon av reporter gen merking av celler, basert på genetisk modifisering med reporteren gener ildflue luciferase og eGFP, og en direkte celle merking med GB MPIO, fører til en nøyaktig vurdering av stamcelleforskningen grafts in vivo.

For partikkel merking av BMSC er GB MPIO partikkelstørrelsen (1.63μm) i kombinasjon med anioniske overflate (karboksylgrupper innbyttere) foreslo å legge til rette endocytotic opptak av disse partiklene av ikke-phagocytic celler ^16-18. Imidlertid må det nevnes at inkubasjonstiden for å oppnå høy merking effektivitet er celletype avhengig. For eksempel, phagocytic celler (som makrofager og dendrittiske celler) er i stand til å internalisere disse partiklene raskere (inkubasjonstid på 0,5 til 1 time) sammenlignet med ikke-phaghocytic celletyper (som BMSC eller nevrale stamceller), som trenger en inkubasjonstid på minimum 16 timer for effektiv merking. Dette må tas hensyn ved utføring celle merking eksperimenter og effektivitet av merking bør alltid bestemmes på forhånd ved fluorescens mikroskopi og / eller flowcytometrisk analyse. Som merking av celle populasjoner med GB MPIOs ikke påvirker celleviabilitet, celleproliferasjon eller celle fenotype ^5, skaper kombinasjonen av jernoksid og en Fluoroforen i disse partiklene derfor en ideell mulighet til å visualisere dem både MR og optisk avbildning. Dessuten, på grunn av det høye jerninnholdet og stor partikkelstørrelse, kan MPIO partikler brukes for enkelt celle ^12,19,20 og enkelt partikkel bildebehandling ²¹ av MR. Dette er svært interessant når det gjelder å studere celle migrasjon som enkeltceller kan observeres. Men det høye jerninnholdet i brukte GB MPIOpartikler har også visse ulemper når som mål å avgrense den eksakte størrelsen av graftet området ved MR. Den svært høye jerninnholdet MPIOs ikke bare skaper magnetiske inhomogeniteter på implantasjonsstedet, men også i områdene rundt den cellulære implantatet, som resulterer i en overvurdering av implantasjonsstedet volum og en mindre nøyaktig diskriminering mellom implantert celler og omkringliggende vev. Følgelig, type partikkel, som trengs for celle merking, vil avhenge av studien design. Når sikte på å fastslå stamcelleforskningen migrasjon, en meget høy følsomhet og dermed høy jern inneholder MPIOs vil være nødvendig. På den annen side kan når som mål for nøyaktig lokalisering av stamcelleforskningen grafts, mindre SPIOs med en lavere jerninnhold være et foretrekke alternativ ^22. Videre jern partikler generere negativ kontrast innføre et annet problem når det gjelder diskriminering mellom implantert celler og blødende etter celle transplantasjon. Derfor mye av forskningen som foregårvidere mot bruk av positive kontrastmidler for celle merking. Ved siden av partikkel typen, avhenger av hvilken type sekvens brukes for MR oppkjøpet også på målet med studien. Når MR brukes til å avgrense implantatet å få nøyaktig informasjon om plasseringen av implantatet og implantatet volum, T2 sekvens (spin ekko) er gunstig da det gir anatomisk informasjon med høy nøyaktighet. På den annen side er T2 * sekvens (gradient ekko) en sekvens som brukes til å studere mulig migrasjon av podet celler som denne sekvensen tar hensyn til alle inhomogenities av magnetfelt gjengi et høyere følsomhet mot forbindelser som påvirker magnetfeltet. Denne sekvensen er absolutt nødvendig når det gjelder påvisning av en liten mengde celler som kan ha vandret ut av implanterte regionen. Ved hjelp av denne sekvensen vi var i stand til å konkludere med at BMSC-Luc/eGFP cellene ikke migrere etter striatale banene implantasjon i CNS av mus.

MensMR gir data om celle implantat lokalisering, gir ekstra BLI analyse data vedrørende celle implantat overlevelse ^2,4,11. Som enzymatisk reaksjon mellom luciferase enzymet og underlaget luciferin trenger nærvær av O ₂ og ATP, er det en pålitelig teknikk for å studere celle overlevelse. Nekrotiske celler vil ikke uttrykke luciferase enzymet og ingen O ₂ og ATP vil være tilstede. Dessuten bare celler som uttrykker luciferase enzymet er i stand til å katalysere reaksjonen, som resulterer i produksjon av lys, som ligner den høye følsomheten av teknikken. BLI kan utføres på en kvantitativ måte fordi mengden av produsert lys er proporsjonal med mengden av luciferase-uttrykke celler. Men viktige hensyn må tas hensyn ved utføring BLI kvantitativt som flere andre faktorer enn celle mengder kan påvirke uttrykket nivået av luciferase eller mengden oppdaget lys. For eksempel, anesthesiet nivå kan påvirke luciferase enzymet og / eller luciferin tilgjengelighet ^23, ulike faktorer og forbindelser kan påvirke underlaget tilgjengelighet og / eller opptak ^24-26 eller promoter aktivitet ^27-30, noe som resulterer i forskjeller i utgangssignal. Videre bruk av BLI er begrenset til små dyr som teknikken er begrenset til lav vev penetrasjon av lys. Dermed når som mål å utføre kvantitative BLI å følge opp celle overlevelse etter transplantasjon, alle parametere muligens påvirke signal variasjoner må holdes så standard som mulig. For eksempel implantasjon dybde av mobilnettet grafts, anestesi nivå og tilførselsvei / mengde av underlaget administrert før BLI anskaffelse, riktig Barbering av dyrets hud osv.

Tatt i betraktning den ovenfor beskrevne fordeler og ulemper ved molekylær avbildning, de oppnådde resultater alltid må vurderes fortløpende av histologisk analyse. Herved Variooss cellulære fenotyper og cellulære interaksjoner mellom ulike celletyper kan visualiseres med høyest sensitivitet post mortem. Til tross for at denne teknikken er valideringsverktøyet av valget, tilstedeværelse av bakgrunnsfluorescens opprettet av betennelsesceller rundt og / eller invadere transplantatet området må vurderes, da dette kan føre til falske positive resultater. Men reduserer bruken av en dobbel merking med et fluorescerende reporter gen, som eGFP, og en fluorescerende probe, for eksempel NO MPIO, muligheten for forveksling (dvs. podet cellene skal vise både spesifikke fluorescences, uten å vise bakgrunnsfluorescens i irrelevant lys kanaler).

Oppsummering, mens BLI er en unik teknikk for å overvåke celle overlevelse i tid i en kvantitativ måte med svært høy sensitivitet, men lav oppløsning, er MR teknikken av valget for å overvinne den lave oppløsningen oppnås med BLI. Kombinasjon av disse in vivo tekniskspørs gjør tilstrekkelig informasjon om overlevelse og lokalisering av podet celler in vivo i en ikke-invasiv måte. Endelig kan cellulære pode interaksjoner med omkringliggende vev og / eller endogene inflammatoriske celler lett bli overvåket post mortem ved hjelp av histologi. Selv, i øyeblikket, sistnevnte fortsatt må gjøres av histologiske analyser, vil de viktigste utfordringer for fremtiden være å forbedre eksisterende in vivo molekylære imaging modaliteter å tillate sanntid vurdering av parametrene med lignende oppløsning og følsomhet som oppnås ved hjelp histologisk analyse.