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Medicine

Roux-en-Y operação de bypass gástrico em ratos

Published: June 11, 2012 doi: 10.3791/3940
Automatic Translation
1,2, 2,3, 4, 2,3, 4
1Department of Surgery, University Hospital Zürich, 2Zürich Centre for Integrative Human Physiology, University of Zürich, 3Institute of Veterinary Physiology, Vetsuisse Faculty, University of Zürich, 4Imperial Weight Centre, Department of Investigative Medicine, Imperial College London

Summary

Numerosos estudos utilizando modelos de ratos bypass gástrico foram recentemente realizados para desvendar os mecanismos fisiológicos subjacentes de Roux-en-Y operações de bypass gástrico. Este artigo visa demonstrar e discutir os detalhes técnicos e experimental da nossa publicado modelo do rato de bypass gástrico para compreender as vantagens e limitações desta ferramenta experimental.

Abstract

Atualmente, a terapia mais eficaz para o tratamento da obesidade mórbida para induzir perda de peso significativa e mantida corpo com um benefício comprovado de mortalidade é de 1,2 a cirurgia bariátrica. Consequentemente, tem havido um aumento constante no número de operações bariátricas realizadas em todo o mundo nos últimos anos com o Roux-en-bypass gástrico em Y (bypass gástrico) é a operação mais realizada 3. Neste contexto, é importante entender os mecanismos fisiológicos por que o bypass gástrico induz e mantém perda de peso corporal. Estes mecanismos não são ainda totalmente conhecidos, mas podem incluir fome reduzidos e aumento da saciedade 4,5, maior gasto de energia 6,7, de preferência alterado para alimentos ricos em gordura e açúcar 8,9, sal alterada e tratamento de água do rim 10 como bem como alterações na microbiota intestinal 11. Tais mudanças observadas após bypass gástrico pode pelo menos em parte derivam comoa cirurgia altera o meio hormonal gástrica porque aumenta a libertação pós-prandial de péptido-YY (PYY) e glucagon-like peptide--1 (GLP-1), hormonas que são libertados pelo intestino, na presença de nutrientes e que reduzem a comer 12.

Durante as últimas duas décadas, inúmeros estudos com ratos têm sido realizados para investigar alterações fisiológicas após o bypass gástrico. O modelo do rato de bypass gástrico tem provado ser uma ferramenta valiosa não menos experimental, pois imita o perfil de tempo e magnitude da perda de peso humano, mas também permite aos pesquisadores controlar e manipular críticos fatores anatômicos e fisiológicos, incluindo o uso de controles apropriados. Consequentemente, existe uma grande variedade de modelos de ratos bypass gástrico disponíveis na literatura em qualquer outra parte mais detalhe 13-15. A descrição da técnica cirúrgica exacta desses modelos varia amplamente e difere por exemplo, em termos de tamanho da bolsa, o membrocomprimentos, ea preservação do nervo vago. Se relatado, as taxas de mortalidade parecem variar de 0 a 35% 15. Além disso, a cirurgia foi realizada quase exclusivamente em ratos machos de diferentes estirpes e idades. Dietas pré e pós-operatório também variou significativamente.

Variações técnicas e experimentais em modelos de ratos publicados gástrica de desvio complicar a comparação e identificação de potenciais mecanismos fisiológicos envolvidos na bypass gástrico. Não há nenhuma evidência clara de que qualquer um destes modelos é superior, mas não há uma necessidade emergente para a normalização do procedimento para a obtenção de dados consistentes e comparáveis. Este artigo visa, portanto, resumir e discutir detalhes técnicos e experimental do nosso modelo de rato previamente validado e publicado bypass gástrico.

Protocol

1. Cuidados Pré-Operatórios

  1. Remover comida de rato durante a noite antes da cirurgia.
  2. Indução da anestesia em câmara com fluxo de 4-5% isoflurano e O2 de 2 l / min.
  3. Shave abdome do esterno às pélvis usando barbeador elétrico.
  4. Coloque rato anestesiado em decúbito dorsal sobre a almofada de aquecimento isotérmico.
  5. Aplicar pomada (Vitagel) antes de colocar focinho dos ratos em nosecone.
  6. Manter a anestesia com isoflurano concentração de 2-3% e fluxo de O2 de 2 l / min.
  7. Desinfectar a pele com Betadine Solução.
  8. Confirme profundidade da anestesia com uma pinça pitada entre os dedos da pata traseira.
  9. Administrar 5,7 mg / kg por via intraperitoneal Enrofloxacina como profilaxia antibiótico perioperatória e 1 flunixin mg / kg para analgesia.

2. Laparotomia mediana

  1. Realizar incisão mediana usando bisturi começando logo abaixo processo xifóide (Blade No. 10).
  2. Mobilizar pele circunferencialmente de Sublinharying músculos abdominais utilizando tesoura Metzenbaum.
  3. Abra cavidade abdominal.
  4. Instale retratores para facilitar a exposição da melhor forma possível o campo de operação.

3. Biliopancreática e Limb Alimentar

  1. Identificar onde o jejuno proximal duodeno ou passa sob o cólon.
  2. Transecão intestino delgado cerca de 10 cm aborally a partir daqui e ligar ambas as extremidades do intestino (PDS 5-0).
  3. Coloque coto proximal das duas extremidades do quadrante superior esquerdo do abdómen, como será mais tarde utilizados para formar o membro biliopancreática de reconstrução de Roux-Y.
  4. Coloque coto distai das duas extremidades do quadrante superior direito do abdómen, como será mais tarde utilizados para formar o membro alimentar de reconstrução de Roux-Y.

4. Jejuno-jejunostomia

  1. Identificar ceco com válvula ileocoecal e íleo.
  2. Seguir íleo por via oral durante cerca de 25 centímetros. O jejuno-jejunostomia será colocado aqui como ponto de partidado canal comum de reconstrução Roux-en-Y.
  3. Recuperar membro biliopancreática de quadrante superior esquerdo do abdome, e posicioná-lo próximo ao canal comum, onde você pretende executar jejuno-jejunostomia.
  4. Membro biliopancreatic segura e canal comum com a retenção de ponto (PDS 6-0).
  5. Incisar ambos os loops mais de 10 mm aproximada usando uma tesoura micro.
  6. Criar jejuno-jejunostomia através da realização de um lado para outro-anastomose com sutura interrompida (PDS 6-0).
  7. Lateral completa primeira dorsal e ventral, em seguida, do lado de anastomose.

5. Bolsa gástrica

  1. Identificar junção gastro-esofágico.
  2. Mobilizar nesta área dissecando ligamentos gastro-hepáticas e gastro-esplênico usando uma tesoura Metzenbaum.
  3. Mova artéria gástrica esquerda e fibras vagais de pacote para-esofágica esquerdo lateralmente para evitar sangramentos maiores e danos nos nervos vagal quando pequena bolsa gástrica é criado.
  4. Exponha gastro-esofágico junction colocando cotonete retro-oesophageally.
  5. Coagular pequenos vasos do estômago frontal usando cautério comercialmente disponível - também para evitar hemorragias.
  6. Transecão estômago cerca de 5 mm abaixo da junção gastro-esofágico criando bolsa gástrica de um tamanho de não mais do que 2-3% do tamanho do estômago original usando delicadas, tesouras curvas.
  7. Fechar gástrica remanescente (PDS 5-0).

6. Gastro-jejunostomia

  1. Recuperar tubo alimentar de quadrante superior direito do abdômen e posicioná-lo próximo a bolsa gástrica.
  2. Criar gastro-jejunostomia através da realização de término-lateral-anastomose (PDS 7-0).
  3. Primeira parte de trás completa e, em seguida, parte da frente da anastomose.

7. Encerramento abdominal

  1. Reduzir a anestesia por reduzir a concentração de isoflurano a 1,5%.
  2. Feche camada muscular da parede abdominal com sutura contínua (PDS 4-0).
  3. Administrar 100 uL de 0,3 mg / mlsolução de buprenorfina por via subcutânea para analgesia.
  4. Reduzir ainda mais a concentração de isoflurano para baixo para 1%.
  5. Feche a pele usando suturas interrompidas (Vicryl 4-0).

8. Cuidados Pós-Operatórios

  1. Pare de isoflurano e continuar com a O2.
  2. Administrar 5 ml de solução salina quente para a substituição do fluido em três depósitos subcutâneos.
  3. Rato posição sob luz vermelha até a recuperação completa.
  4. Devolva o rato para gaiola.

9. Os resultados representativos

Animais e habitação

Ratos Wistar machos (Harlan Laboratories Inc., Blackthorn, Reino Unido,. Elevage Janvier, Le-Genest-St Isle, França) com peso entre 350 e 500 g foram alojados individualmente em / 12 a 12 h h ciclo claro-escuro a uma temperatura ambiente de 21 ± 2 ° C. Água e ração padrão foram disponíveis ad libitum, salvo indicação em contrário. Todos os experimentos foram realizados sob uma licença emitida pelo Offi Inícioce, Reino Unido (PL70-6669) ou aprovado pelo Serviço Veterinário do cantão de Zurique, na Suíça. Todos os ratos receberam uma semana de aclimatação antes de ser randomizados para bypass gástrico ou operação simulada. Após a cirurgia, os ratos receberam a dieta líquida durante 3 dias antes de o acesso a comida normal foi reinstalado.

O peso corporal

Dados do nosso modelo de derivação rato gástrico são consistentes com os resultados anteriores de que a cirurgia de bypass gástrico é eficaz para reduzir o peso corporal e, especialmente, para manter a perda de peso corporal (Figura 2). Peso corporal médio pré-cirúrgica de ratos para realização de bypass gástrico e simulada operações foi semelhante (farsa: 433,4 ± 8,3 g vs bypass: 420,7 ± 8,4 g, p = 0,28). Cinco dias após a cirurgia sham-operados controles pesaram significativamente mais em comparação com ratos bypass gástrico (sham: 422,2 ± 8,3 g vs bypass: 374,7 ± 7,6 g, p <0,001). Após 60 dias, a diferença de peso corporal era quase 170 g (sham: 533,2 ± 8,1 g vs bypass: 366,2 ± 10,8 g, p <0,001).

A ingestão de alimentos

A ingestão de alimentos seguido padrões semelhantes como peso do corpo e foi reduzido em ratos bypass gástrico quando comparado com o sham operados ad libitum ratos. Figura 3 mostra a ingestão de alimentos diária média para ambos os grupos (dias pós-operatória 1-60). Ingestão diária de alimentos foi consistentemente menor após o bypass gástrico (sham: 29,9 ± 0,2 g vs bypass: 25,7 ± 0,3 g, p <0,001).

Gut hormônios

Sangue de todos os ratos foram coletadas no dia da final do estudo 8,16. Os animais tinham acesso ad libitum alimentos a noite antes e foram decapitados no início do ciclo de luz no dia pós-operatório 60. O sangue foi obtido, imediatamente centrifugado a 3000 rpm durante 10 minutos a 4 ° C, e armazenadas a -20 ° C até que as amostras foram ensaiadas em duplicado num único ensaio. PYY-like imunorreatividade foi medidomedido com um radioimunoensaio específico e sensível, que mede, tanto o comprimento total (PYY1-36) e do fragmento (PYY3-36). O GLP-1 foi medida por estabelecida in-house radioimunoensaios 17,18. Diferenças na ingestão de alimentos pode ser parcialmente explicada pelo aumento dos níveis plasmáticos pós-prandiais de peptídeo YY (PYY) e glucagon-like peptide 1 (GLP-1) como ratos bypass gástrico apresentaram níveis significativamente mais elevados para PYY (sham: 26 ± 2 pmol / L vs . bypass: 141 ± 14 pmol / L, p <0,001) e GLP-1 (sham: 40 ± 5 pmol / L vs bypass: 215 ± 23 pmol / L, p <0,001; Figura 4).

A Figura 1
Figura 1. Anatomia de bypass gástrico. Ilustração esquemática da anatomia do intestino delgado antes (A) e após (B) operação de bypass gástrico. Os diferentes tons de vermelho representam cerca de segmentos correspondentes do intestino delgado com o vermelho que representa o meio foregut(Esôfago e duodeno, estômago e jejuno proximal), a luz vermelha que representa o intestino (jejuno proximal e médio, íleo proximal) eo vermelho escuro representando o intestino posterior (íleo, ceco).

A Figura 2
Figura 2. . Perda de peso corporal após a cirurgia de bypass gástrico em ratos mudança de peso corporal para um grupo representativo de ratos após derivação gástrica (-) (n = 52) e sham-operado ratos (-) (n = 52) ao longo de um período de observação de 60 dias. Os dados foram reunidos a partir de publicações anteriores 6,8-10 e são mostrados como valores médios ± SEM (*** = p <0,001).

A Figura 3
Figura 3. Consumo alimentar médio após a cirurgia de bypass gástrico em ratos. Ingestão alimentar média diária de um grupo representativo de ratos após o bypass gástrico (preto, n = 52) e sham-operado ratos (branco, n = 52) ao longo de umpós-operatório de 60 dias. Os dados foram reunidos a partir de publicações anteriores 6,8-10 e são mostrados como valores da média ± SEM.

A Figura 3
Figura 4. PYY pós-prandial e GLP-1 níveis séricos após a cirurgia de bypass gástrico em ratos. PYY pós-prandial e nível de GLP-1 no soro para os ratos de bypass gástrico (preto, n = 18) e sham operados ratos (branco, n = 22). Os dados foram reunidos a partir de publicações anteriores 8,16 e são mostrados como valores da média ± SEM.

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Discussion

O procedimento de Roux-en-Y bypass gástrico em humanos foi primeiramente descrita por Mason em 1967 e modificada em sua forma atual por Torres em 1983 19. Actualmente, o processo consiste em uma pequena bolsa gástrica e da derivação do intestino delgado proximal. Uma ilustração esquemática da anatomia pré e pós-operatório é dado na Figura 1.

Bypass gástrico em humanos induz e mantém a perda de peso de cerca de 15-30% 2. A maioria do peso corporal é perdido durante os primeiros meses após a cirurgia, em parte devido à ingestão de alimentos reduzida, preferência alimentar alterado e gasto energético aumentado presumivelmente 4-6,8-10. À semelhança do que tem sido observada em seres humanos, o nosso modelo de rato de bypass gástrico induz uma redução significativa na ingestão de alimentos eo peso corporal. Em contraste, os modelos de bypass gástrico de outros exibem um peso constante recuperar paralelo do peso corporal do sham operados controlos logo após gástricosem ignorar as diferenças na ingestão de alimentos entre circulação sham-operado e gástrico operado ratos 20.

Variações pós-operatórias em curso de peso corporal e ingestão de alimentos entre os modelos de ratos publicados pode ser parcialmente relacionadas com as diferenças nos tamanhos bolsa gástrica. Tamanhos grandes bolsa foram relatados para causar perda de peso insuficiente ou a recuperação do peso em humanos 21. A criação de uma pequena bolsa gástrica em ratos é tecnicamente exigente, mas viável e uma variedade de diferentes técnicas tem sido descrita 15. O tamanho da bolsa de modelos derivação gástrica na literatura rato varia de <5% a mais de 20% do tamanho do estômago inicial 15. Enquanto usamos tesoura microcirúrgicos curvos, a maioria dos autores transect do estômago através de dispositivos de grampeador humanos resultantes dentro de uma bolsa gástrica preservada de pelo menos 20% do volume inicial do estômago 7,15,20,22-24. Isto está em contraste com a forma como o procedimento de bypass gástrico é usually realizada em seres humanos em que pelo menos 90% do estômago é contornado 25 e muitos cirurgiões relatam que apenas 1-2% do estômago é deixada contíguo com o intestino delgado 26. Nosso modelo do rato de bypass gástrico, portanto, imita o procedimento cirúrgico utilizado em seres humanos, criando uma bolsa muito pequena gástrica consiste em <5% do volume do estômago original 27. Assim, no nosso modelo de rato e em pacientes humanos, o alimento se move directamente para dentro do jejuno em vez de ser diluído na bolsa por outro alimento e fluidos, antes que seja, em seguida, mais lentamente transportado para dentro do jejuno. Assim, se não muito grande, a bolsa gástrica podem manter alguma capacidade de armazenamento, conseqüentemente resultando em um estado diferente fisiológica em relação ao bypass gástrico humano. Por conseguinte, os ratos bypass gástrico com um tamanho da bolsa de 20% ou mais do tamanho do estômago inicial tiverem sido demonstrado que ainda mantêm meio de contraste ingerida na sua bolsa muito tempo após a ingestão parou 7. Curiosamente, didiferenças significativas nos o tamanho da bolsa gástrica também têm sido mostrados para afectar a perda de peso em humanos 21. Portanto, as diferenças de tamanhos de bolsa gástrica podem afetar o tempo de trânsito do alimento para o intestino delgado, o que poderia impactar na ingestão alimentar e preferências alimentares após o bypass gástrico.

Níveis alterados de hormônios intestinais após bypass gástrico em humanos têm sido consistentemente demonstrado 4,5,28, enquanto alguns, mas nem todos os modelos de ratos publicados de bypass gástrico relataram alterações nos níveis hormonais do intestino 15. Se investigados, níveis elevados de PYY e GLP-1 foram encontrados em jejum e ratos alimentados após o bypass gástrico 15, que está de acordo com os achados em nosso modelo de bypass gástrico 8,16,27. Os níveis elevados de PYY e GLP-1 ter sido previamente demonstrado aumentar a saciedade e reduzir a fome em parte mediada através de acções sobre o núcleo arqueado do hipotálamo e núcleo paraventricular, respectivamente 29 </ Sup>, mas também em parte através de aferentes vagais 30. No entanto, ainda não é claro se ignorando o duodeno hormonalmente activo e jejuno proximal, ou se aumentar a entrega da bílis não diluído e alimentos não digeridos para o intestino distai pequeno, ou ambos, estimular a Enteroendócrinas L-células secretam mais hormonas do intestino tais como PYY e GLP -1 após bypass gástrico 31,32. O efeito da cirurgia de bypass gástrico sobre os níveis de hormônio intestinal tem sido sistematicamente revisadas em outros 33.

O impacto dos diferentes comprimentos dos membros intestinais em termos de perda de peso corporal nos seres humanos é ainda controversa debatida 34-36, e também existem consideráveis ​​diferenças nos comprimentos dos membros através dos disponíveis gástricas modelos de ratos sem CEC, com um comprimento de tubo alimentar variando entre 10 cm e 50 cm, o comprimento do membro biliopancreática variando entre 10 cm e 40 cm e um canal comum entre 18 cm e 34 cm de 15. A c relativamente curtoOMUM canal de 25-30 cm caracteriza o nosso modelo de bypass gástrico que pode sugerir que a perda de peso corporal observada em parte pode ser o resultado de má absorção calórica, no entanto, acreditamos que má absorção calórica não é um mecanismo importante da perda de peso corporal no nosso modelo de rato porque calorimetria bomba não demonstraram diferenças na massa fecal fresca e conteúdo calórico entre bypass gástrico e ratos sham-operados de controle quando alimentados com ração normal, baixo teor de gordura 6. No entanto, outros relataram um pequeno grau de má absorção de gordura em modelos de bypass gástrico com um canal de mais comum (~ 50 cm), quando os ratos receberam uma dieta rica em gordura 7. Assim, má absorção calórica pode relacionar-se mais para o teor de gordura dietética do que o comprimento do membro.

Até o momento, a relevância do nervo vago para perda de peso após bypass gástrico é completamente compreendida. Nós, portanto, separar e ligar seletivamente os vasos gástricos esquerdos em nosso modelo de bypass gástrico, por duas razões: Primeiro,para evitar sangramentos maiores e, segundo, para preservar as fibras vagais no tronco vagal dorsal. Pudemos demonstrar que esta técnica selectiva leva à perda de maior e mais sustentada de peso corporal em ratos bypass gástrico, sugerindo que a preservação fibras vagais do tronco dorsal vagal durante as operações de bypass gástrico pode ser importante 27. Esta observação é consistente com relatórios anteriores, mostrando que a ablação da via vagal-tronco cerebral-hipotálamo atenua os efeitos inibitórios de PYY e GLP-1 sobre o consumo de comida 30 e que desaferentação vagal específico abole o efeito inibitório de comer intraperitonealmente injectado GLP-1 37 . No entanto, embora menos interferência com o estômago, presumivelmente, causam menos danos ao nervo vago, na medida em que aferentes vagais são danificados por modelos com uma bolsa gástrica maior do que o nosso modelo continua a ser explicitamente testado 27.

O bypass gástrico relacionados mortadade do nosso modelo é de aproximadamente 15% 27. As taxas de mortalidade após operações de bypass gástrico em ratos são raramente indicado pelos autores, mas parecem variar de 0 a 35% 15. Em nossas mãos a mortalidade era predominantemente devido a fugas ou estenose da anastomose gastro-jejunal, sangramento após a transecção do estômago, complicações da ferida, incidentes anaesthesiological e perda de peso excessiva persistente levando ao bem estar animal comprometido 15.

Nós estamos cientes do fato de que o nosso modelo de bypass gástrico traz várias limitações. Em primeiro lugar, embora fortemente advogam a formação de uma pequena bolsa gástrica, nenhuma prova formal se a bolsa ainda contém mucosa gástrica foi feita ainda. Além disso, o impacto real do tamanho bolsa gástrica como uma única variável não foi analisada. Em segundo lugar, a procura de alto nível técnico da técnica pequena bolsa no nosso modelo em comparação com a técnica do grampeador utilizado por outros podem limitar a sua disponibilidadecapacidade de grupos de pesquisa que têm um operador devidamente treinado e qualificado em sua disponibilidade. Em terceiro lugar, muitos grupos de pesquisa se concentrar em mudanças na homeostase da glicose após a cirurgia de bypass gástrico. No entanto, até agora, não usamos nosso modelo para investigar a glicose pós-operatório ou perfil lipídico, portanto, a adequação do nosso modelo para responder a essas questões ainda é desconhecida. Finalmente, a maioria dos nossos experimentos foram realizados em animais alimentados com um padrão de baixo teor de gordura dieta padrão.

Em conclusão, existe uma grande variedade de modelos de ratos bypass gástrico. Vários componentes que agem em conjunto para levar as mudanças fisiológicos após bypass gástrico, mas a contribuição relativa desses componentes e sua interação permanece desconhecida. A variedade de modelos de ratos publicados bypass gástrico complica a identificação de determinados mecanismos fisiológicos envolvidos na perda de peso após bypass gástrico. Assim, existe uma necessidade emergente para a normalização do procedimento para umchieve dados consistentes e comparáveis. Até agora não há nenhuma evidência de que qualquer um dos modelos é superior.

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Disclosures

Não há conflitos de interesse declarados.

Acknowledgments

Marco Bueter e Florian Seyfried foram apoiados pelo Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG). A Thomas Lutz foi apoiado pela Fundação de Pesquisa Nacional Suíço (SNF). Marco Bueter e Thomas A. Lutz ainda receber financiamento do National Institute of Health (NIH) e do Centro de Zurique de Fisiologia Humana Integrativa (ZIHP) Carel le Roux W foi apoiada por um Department of Health prêmio cientista médico. Imperial College de Londres recebe o apoio da Investigação Biomédica NIHR regime de financiamento Centro.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Enrofloxacin Baytril 2.5% Provet AG 1036
Flunixin Finadyne Graeub 908040
Buprenorphin Temgesic Reckitt Benckiser 138976
Isoflurane IsoFlo Graeub 902035
Vitamin A Vitagel Bausch & Lomb 690
Iodine solution Betadine Puredue Pharma Mundipharma 111141
NaCl 0.9% NaCl 0.9% B. Braun 534534
Table 1. Drugs.
PDS II 4-0 Ethicon Z924H
PDS II 5-0 Ethicon Z925H
PDS II 6-0 Ethicon PUU2971E
PDS II 7-0 Ethicon Z1370E
Vicryl 4-0 Ethicon V451H
Table 2. Sutures.
Scalpel handle No. 3 Aesculap BB073R
Scalpel blades No. 10 Swann-Morton 0301
Needle holder Aesculap BM124R
Tissue forceps Aesculap BD555R
Metzenbaum scissors, straight Aesculap BC022R
Metzenbaum scissors, curved Aesculap BC023R
Delicate scissors, curved Aesculap BC061R
Artery forceps, curved Aesculap BH109R
Artery forceps, curved, 1x2 teeth Aesculap BH121R
Probe, double-ended Aesculap BN113R
Micro needle holder Aesculap FM 541R
Micro forceps Aesculap FM571R
Micro scissors Aesculap FM470R
Disposable eye cautery John Weiss International 0111122
Cotton buds Hartmann AG 9679369
Table 3. Surgical equipment.

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

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Roux-en-Y operação de bypass gástrico em ratos
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Bueter, M., Abegg, K., Seyfried, F., Lutz, T. A., le Roux, C. W. Roux-en-Y Gastric Bypass Operation in Rats. J. Vis. Exp. (64), e3940, doi:10.3791/3940 (2012).

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