Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Biology

Oprichting van Microbiële Eukaryote Enrichment Culturen van een chemisch Stratified Antarctic Lake en Beoordeling van Carbon Fixatie Potentiële

Published: April 20, 2012 doi: 10.3791/3992

Summary

Microbiële eukaryoten zijn zowel een bron van fotosynthetisch afgeleide koolstof en top roofzuchtige soort in permanent met ijs bedekte Antarctische meren. Dit rapport beschrijft een verrijking cultuur benadering van het metabool veelzijdige microbiële eukaryoten isoleren van de Antarctische meer, Lake Bonney, en beoordeelt anorganische koolstof fixatie mogelijkheden met behulp van een radio-isotoop test voor ribulose-1 ,5-bisphophate carboxylase oxygenase (RuBisCO) activiteit.

Abstract

Lake Bonney is een van de vele permanent met ijs bedekte meren gelegen in het McMurdo droge valleien op Antarctica. De eeuwige ijslaag zorgt voor een chemisch gelaagde waterkolom en in tegenstelling tot andere binnenlandse wateren, grotendeels voorkomt externe input van koolstof en voedingsstoffen uit stromen. Biota worden blootgesteld aan tal van milieu-invloeden, waaronder het hele jaar door ernstige gebrek aan voedingsstoffen, lage temperaturen, extreme schaduw, hypersalinity, en 24-uurs duisternis in de winter 1. Deze extreme omstandigheden beperken de fauna en flora in Lake Bonney bijna uitsluitend voor micro-organismen 2.

Eencellige micro-organismen eukaryoten (de zogenaamde "protisten") zijn belangrijke spelers in de wereldwijde biochemische cycli 3 en spelen een belangrijke ecologische rol in de cyclus van koolstof in de droge vallei meren, waarmee het zowel de primaire en tertiaire rollen in het aquatisch voedselweb. In de droge vallei in het water levende voedselweb, protisten dat ik dat oplossennorganic koolstof (autotrophy) zijn de belangrijkste producenten van organische koolstof voor organotrofe organismen 4, 2. Phagotrophic of heterotrofe protisten staat inname van bacteriën en kleinere protisten optreden als toppredatoren in de voedselketen 5. Last, een onbekend deel van de protisten bevolking in staat is om gecombineerde mixotrophic metabolisme 6, 7. Mixotrophy in protisten betreft het vermogen om fotosynthetische capaciteit combineren met phagotrophic inname van prooi micro-organismen. Deze vorm van mixotrophy verschilt van mixotrophic metabolisme in soorten bacteriën, die over het algemeen gaat de opname opgeloste koolstof moleculen. Er zijn op dit moment zeer weinig protisten isolaten van permanent ijs bedekte polaire meren, en studies van de protisten diversiteit en ecologie in deze extreme omgeving zijn beperkt 8, 4, 9, 10, 5. Een beter begrip van protisten metabolische veelzijdigheid in het eenvoudige droge vallei meer voedselweb zal helpen bij de ontwikkeling van modellen voor de role van protisten in de mondiale koolstofcyclus.

We gebruikten een verrijking cultuur benadering van potentieel fototrofe en mixotrophic protisten isoleren van Lake Bonney. Sampling diepten in de waterkolom werden gekozen op basis van de locatie van de primaire productie maxima en protisten fylogenetische diversiteit 4, 11, en ​​variabiliteit in de grote abiotische factoren die van invloed protisten trofische modi: ondiepe bemonstering diepten zijn beperkt voor belangrijke voedingsstoffen, terwijl de diepere bemonstering diepten beperkt door de beschikbaarheid van licht. Bovendien zijn meer watermonsters aangevuld met verschillende soorten kweekmedia om de groei van verschillende fototrofe organismen.

RuBisCO katalyseert de snelheidsbepalende stap in de Calvin Benson Bassham (CBB) cyclus, de belangrijkste route door die autotrofe organismen vast anorganische koolstof en zorgen voor organische koolstof voor hogere trofische niveaus in aquatische en terrestrische voedselwebben 12. In deze studie we toegepast een radio-isotoop test aangepast voor gefilterde monsters 13 tot en met maximale carboxylase-activiteit te controleren als een proxy voor koolstof fixatie potentieel en metabolische veelzijdigheid in het Lake Bonney verrijking culturen.

Protocol

1. Afnemen van het monster

  1. Kies en de voorbereiding van de bemonstering plaats een dag voor bemonstering van de waterkolom. Hierdoor kan de gelaagde lagen van de waterkolom te hervormen na de verstoring als gevolg van boor-en ijs-holes smelten. Identificeer locatie van de boor site door GPS.
  2. Om de waterkolom toegang te krijgen, beginnen met het boren van een gat door het ijs met een Jiffy ijs grondboor gekoppeld aan een 4-inch Jiffy vlucht uitbreiding en snijden bit. Om bevriezing van de boor in het gat te voorkomen, proberen te boren stoffen in het vloeibare water door het stopzetten van het boren ongeveer 4-6 cm boven de bovenkant van de waterkolom.
  3. Het boorgat moet worden uitgebreid met een diameter van 15 tot 60 cm vóór de bemonstering. Dit wordt bereikt door toepassing van een gat smelter (Hotsy Model) die verwarmd polyethyleenglycol circuleert door een koperen leiding. Hole smelten duurt gewoonlijk tot 18 uur.
  4. Voorafgaand aan de bemonstering van de waterkolom, ervoor zorgen dat alle benodigde apparatuur en monster stOrage schepen worden geassembleerd in de bemonstering site. Sampling materialen zijn onder andere: Niskin fles (5-10 L capaciteit), Winch met diepte-gekalibreerde kabel, Messenger, voldoende monsterflessen voor elke bemonstering diepte en koelers voor vervoer van monsters.
  5. Begin bemonstering in het begin van de dag (~ 5 uur), als meer water filtering dient te worden ingevuld op de dag van bemonstering. Verzamelen watermonsters (1-5 L) van de gewenste diepte (deze studie: 6 m, 15 m en 18 m bemonstering diepte, gemeten vanaf de piëzometrische waterniveau in het ijs gat) met een Niskin sampler aan een gekalibreerde handlier. Om verstoring van de waterkolom te voorkomen verzamelen geringe diepte voor de diepere.
  6. Store meer monsters in koelers en transport van het monster site naar de Field Lab met behulp van een slee aan een ATV (all terrain vehicle). De monsters moeten worden verwerkt of gestabiliseerd (voor oa: flash freeze in vloeibare stikstof) in het veld laboratorium onmiddellijk na de bemonstering.

2. Development van de Verrijking Culturen

  1. Voor de teelt van verrijking culturen, Concentreer 0.5-1 L van het meer van water op 47 mm 0,45 pm poriegrootte polyethersulfon filters met zachte filtratie (<0,3 atm). Als de diversiteit van de natuurlijke gemeenschap gewenst is, filteren een tweede monster op 47 mm 0,45 pm poriegrootte polyethersulfon filters en volg de protocollen volgens Bielewicz et al.. 4 voor eukaryote fylogenetische diversiteit.
  2. Overdracht filter tot 50 ml steriele falcon buis met ~ 20 ml gefilterd water uit het meer verzamelde uit dezelfde steekproef diepte als het filter. Voorzichtig wassen cellen van het filter met een steriele pipet.
  3. Overdracht celsuspensie in een 25 cm 2 steriele celkweekkolf. Voeg gefilterd water uit het meer verzameld uit elk monster diepte aan de cultuur volume te verhogen tot 45 ml. Stel meerdere replica voor elke bemonsteringsdiepte als verrijkingen op verschillende voedingsbodems gewenst zijn.
  4. Supplement cultuur kolven met 50X sterile oplossingen tot een eindconcentratie van 1X de volgende kweekmedia: basismedium Vet's BG11 en F / 2. Als kweken van organismen vereist mixotrophic, opstelling twee F/2-supplemented schepen en voeg 2-3 korrels steriele rijst een van de flessen.
  5. Incubeer kweekflesjes bij lage temperatuur (4 ° C) en lage instraling (20 mol fotonen m -2 s -1) bij een temperatuur-gecontroleerde groei incubator voor ten minste 4 weken in Antarctica voorafgaand aan de verzending van uw Amerikaanse laboratorium. Als isolaten gewenst zijn, plaat 250 ul van verrijking cultuur op agar platen met goede groei media na 2 weken incubatie.
  6. Voor verzending naar de VS, overdracht verrijking culturen om steriele 50-ml Falcon buizen. Verzoek verzending vereiste van "niet bevriezen" en "koel houden" op scheepvaart aanvraag. Terwijl het verzendproces van Antarctica is relatief snel (2 weken door commerciële lucht) en de zeer betrouwbare, is er een mogelijkheid van verlies van veeleisende orgelorganismen tijdens het transport proces. Zo kan onderzoekers willen een subgroep voor te behouden voor de scheepvaart, zodat het verlies van bepaalde soorten tijdens het verzenden kan worden beoordeeld.
  7. Bij aankomst in de VS, 5 ml van verrijking cultuur in 45 ml van de goede groei media in een 125-ml steriele erlenmeyer afgedekt met een steriel gaas. Verrijking culturen moeten worden gehandhaafd als staande culturen in een temperatuur gecontroleerde milieu groeikamer (Dagelijkse Groei kamer, VWR) bij 4 ° C/20 mol fotonen m -2 s -1. Culturen moeten worden overgebracht naar vers medium om de 30 dagen.

3. Cellysaat Extractie van een gefilterde verrijkingen

  1. Filter 5 ml van verrijking cultuur op een 25 mm Whatman GF / F filter met zachte vacuüm (<10 psi). Het filter kan worden opgeslagen enkele weken bij -80 ° C voorafgaande aan het testen RuBisCO activiteit.
  2. Snijd de filter in 4-5 secties met steriele stalen schaar enoverdragen stukken met een steriel pincet een 2 ml schroefdop buis gevuld een vijfde van de wijze vol 0,1 mm zirkoniumoxide / silica kralen.
  3. Voeg 1,25 ml filter extractie buffer (50 mM bicine, 10 mM MgCl2, 1 mM EDTA, 5 mg / ml BSA, en 0,1% Triton X-100; plaats vers: 10 mM NaHCO 3, 10 mM DTT, 3,3 mM aminocapronzuur zuur, 0,7 mm benzamidine, pH 7,8) 13 en verstoren cellen met behulp van een klopper Minibead drie keer 30 seconden op snelheid instelling 48. Om de verwarming van het monster, alternatieve beadbeating voorkomen met 1 min. ijs incubatie.
  4. Centrifugeer filter slurry gedurende 2 min bij 3000 x g bij 4 ° C een losse pellet van GF / F filter vezels en celwand vuil vormen.
  5. Verwijder een 200 pi aliquot en onderdompelen in 800 pL ijskoude 90% aceton. Meet extraheerbare chlorofyl (CHL) een in een spectrofotometer bij een golflengte van 664 nm waarden en 647 nm 14. Breng de supernatant met een 1,5 mL microcentrifugebuisje.
  6. Centrifugeer remaining supernatant bij 4 ° C gedurende 2 min bij 15.000 xg en overdragen supernatant (vermijden van onoplosbare pellet celmembranen en resterende GF / F filter vezels) naar een 1,5 ml microcentrifugebuisje. Deze oplosbare cellysaat kunnen nu in de carboxylase-activiteit RuBisCO assay.
  7. Lysaat worden opgeslagen bij -80 ° C na toevoeging van 12,5% glycerol en flash invriezen in vloeibare stikstof. Een verlies van activiteit voorkomen na meerdere vries / ontdooi cycli afhankelijk van de gevoeligheid van de enzymen in het lysaat. Daarom moet de activiteit van verse versus bevroren lysaat worden getest voordat op grote schaal cellysaat extracties.

4. RuBisCO carboxylase-activiteit Filter Assay

  1. Overdracht 125 pi van oplosbare lysaat om een ​​15 ml schroefdop microcentrifugebuis (cap niet nodig), dat is gekoeld op ijs. Bij negatieve controlemonsters, voeg 125 ul oplosbare lysaat tot 15 ml schroefdop microcentrifugebuis, maar voegen geen substraat (in stap 4.7). Lopendupliceren reacties voor alle monsters en negatieve controles.
  2. Bereid 10 ml verse testbuffer (50 mM Bicine-NaOH, pH 8,0, 50 mM NaHCO 3, 25 mM MgCl2) en zet op ijs. Aliquot genoeg van de test buffer voor alle monsters en negatieve controles (100 ul per monster / plus 100 pl extra) een 5 ml buis. Voer alle volgende stappen onder een zuurkast.
  3. Voeg 40 uL NaH 14 CO 3 (500 uCi / ml) per ml testbuffer aan de hoeveelheden verdeeld buffer en houden de buffer op ijs.
  4. Verwijder 10 pi van de test buffer bevattende 14 C en verdund in 1 ml test buffer. Na het omkeren om te mengen, voeg 100 ul van de verdunde mengsel 1:100 tot en met 3 ml Bio-Safe II scintillatietelling cocktail in een scintillatieflesje. Omkeren om te mengen. Scintillatie telt (Beekman LS6500) moet meer dan 18.000 cpm voordat u verder gaat met de test.
  5. Bij voldoende NaH 14 CO 3 is toegevoegd aan de test buffer,verplaatsen reactiebuizen een droog bad ingesteld op 25 ° C en incubeer 3-5 minuten.
  6. Voeg 100 ul assay buffer de lysaten en geïncubeerd 5 minuten bij 25 ° C.
  7. Voeg 20 pi 15 mM ribulosedifosfaat, monsters en laat de reactie doorgaan 5-10 minuten bij 25 ° C.
  8. Voeg 100 ul propionzuur (100%) (Fisher) om de reactie te stoppen. Centrifugeer gedurende 1 uur bij 2.000 xg van feitelijke 14 C. uitputten
  9. Breng het totale volume van de monsters naar scintillatieflesjes met 3 ml Bio-Safe II scintillatietelling cocktail. Bepaal cpm van zure stabiele eindproducten door scintillatietelling (B. Witte, R. Tabita persoonlijke communicatie).
  10. Bereken RuBisCO de activiteitsgraad op een chl een basis 14.

5. Representatieve resultaten

We benut verrijking kweken aan koude aangepaste fototrofe en mixotrophic protisten die in de Antarctische L isolerenake Bonney. Om een grotere diversiteit aan organismen vast te leggen, we hebben getest drie groeisectoren mediatypen: basismedium Stoute (BBM) 15, F/2-Si Marine Medium 16, 17 en BG11 Medium 18. Visuele inspectie van de verrijkingscultures met lichtmicroscopie gebleken dat de culturen werden bepaald door phototrophic protisten (aangegeven door de aanwezigheid van chlorofyl pigment in de meeste cellen) en koesterde verschillende cel morfologie afhankelijk van de opname diepte van de inoculum was genomen en de papiersoort in de cultuur (Fig. 1).

We gemeten maximale tarieven van de carboxylase-activiteit gekatalyseerd door het enzym RuBisCO als een proxy voor koolstoffixatie potentieel. Chl een overvloed werd ook gecontroleerd als een schatting van fototrofe protisten biomassa (afb. 2). Ondanks de teelt van alle culturen onder dezelfde temperatuur / licht regime (dat wil zeggen 4 ° C/20 mol m -2 s -1), koolstoffixatie potentiëleen fototrofe biomassa varieerde aanzienlijk tussen de verrijking culturen. Maximale RuBisCO activiteit werd waargenomen in verrijking culturen groeien in zowel BBM (verrijkingen 4 en 6) of BG11 (verrijkingen 13 en 14) de groei media, terwijl culturen verrijkt op F / 2 groeimedium (verrijkingen 19, 21, 23) vertoonden een 4 - tot 34-voudig lagere maximale carboxylase activiteiten. Deze verschillen waren niet te wijten aan lagere biomassa niveaus in de F / 2 culturen, zoals carboxylase-activiteit werd uitgedrukt op een Chl een basis. Bovendien hebben RuBisCO activiteit niet correleren met chl een concentratie (r = -0,023, p> 0,1;. Figuur 2, inzet). De BBM culturen geënt met water uit het meer van 6 m en 15 m (verrijkingen 4 en 5) hadden de hoogste chl een niveau, terwijl alle andere culturen vertoonde een relatief lage chl a, ongeacht RuBisCO enzymactiviteit (afb. 2).

Figuur 1
Figuur 1.Vertegenwoordiger microbiële eukaryote verrijking culturen die hebben gekozen voor de groei van verschillende organismen. De identiteit van de cultuur in de linker van de panelen. Alle beelden zijn licht microfoto gegenereerd met behulp van olie-immersie bij 1000 x vergroting.

Figuur 2
Figuur 2. Potentiële koolstoffixatie capaciteit en extraheerbare chlorofyl a concentraties in Antarctische microbiële eukaryote verrijking culturen geïsoleerd van Lake Bonney en geteeld op verschillende voedingsbodems. Zie tabel 1 voor cultuur meer informatie Inzet:. Pearson correlatie tussen chlorofyl a overvloed en koolstoffixatie potentieel in Antarctische microbiële eukaryote verrijking culturen.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

De recente moleculaire studies hebben gerapporteerd grote diversiteit van eencellige eukaryoten een heel scala van omgevingen 3, 19, 20, maar als gevolg van een gebrek aan isolaten over de volle breedte van protisten habitats de functionele rol van deze individuele soorten in voedselwebben zijn grotendeels onbekend. In deze studie hebben we beschreven methoden te verrijken voor microbiële eukaryote soorten vertonen metabolische veelzijdigheid van een relatief undersampled omgeving, een permanent ijs bedekte Antarctische meer. Culturen verrijkt uit verschillende steekproeven diepten in Lake Bonney tentoongesteld differentieel koolstoffixatie tarieven aan waren groeimedium-afhankelijk. Bijvoorbeeld, een laag koolstofgehalte fixatie potentieel in culturen verrijkt met F / 2 versus BBM of BG 11 groeimedia weerspiegelt waarschijnlijk verschillen in de protisten diversiteit en metabole capaciteit. BBM groeimedium kiest voor groene algen soorten (of chlorophytes) en onze culturen lijken een monocultuur van een groene algen zijn (Fig.1A, B). Deze organismen bekend is grotendeels afhankelijk van photoautotrophy. Een isolaat van Lake Bonney tentoonstellingen pure photoautotrophic metabolisme, met een strikte voorwaarde voor het licht als de enige energiebron 1. In tegenstelling, is F / 2 groeimedium ontworpen om te verrijken voor een breed scala van mariene protisten, waaronder potentieel mixotrophic organismen 12. Hoewel we niet volledig verkennen van de diversiteit van de F / 2 culturen, microscopisch uitzicht op deze verrijkingen duidelijk een consortium van protisten van verschillende cel morfologie (afb. 1C, D). Zo verminderde RuBisCO activiteit in de F / 2 culturen zou kunnen te wijten zijn aan het gebruik van alternatieve koolstof / energie overname modi. Ter ondersteuning van deze voorspelling, zuivere culturen van photoautotrophic Antarctische isolaten vertonen significant hogere maximale RuBisCO carboxylase tarieven in vergelijking met Antarctica isolaten die vertonen mixotrophy (Dolhi & Morgan-Kiss, niet gepubliceerde resultaten). Verdere studies van heterotrofe enzYme activiteit in deze monsters zou helpen om het volledig karakteriseren van de metabolische veelzijdigheid van de protisten verrijking culturen en zijn op dit moment aan de gang in ons laboratorium. Daarnaast zal de fysiologische data beschreven in dit document worden aangevuld met fylogenetische en metagenomic sequencing informatie als onderdeel van een groot sequencing poging om microbiële gemeenschappen te karakteriseren over de hele wereld opgeroepen de Aarde Microbiome Project ( http://www.earthmicrobiome.org/~~V ) .

De gewijzigde filter test beschreven in dit rapport kan ook worden toegepast op cellysaat uit gefilterd water uit het meer monsters. Voor nieuwe toepassingen van deze test moet optimaal lysaat volume wordt bepaald door het testen drie delen en met hetgeen oplevert cpm tenminste 3 tot 4 maal boven de negatieve controles. Analyses van koolstoffixatie potentieel in combinatie met enzymatische analyses van heterotrofe activiteitenTy in natuurlijke protisten gemeenschappen zou een meer gedetailleerd beeld van de rol van de protisten trofische vermogen en de koolstofcyclus in het aquatisch milieu. We zijn momenteel de toepassing van deze benadering van de rol van abiotische omgevingsfactoren te begrijpen in protisten metabolische veelzijdigheid in Lake Bonney en andere Antarctische meren. De RuBisCO carboxylase filter test methode zal een waardevol instrument om potentiële koolstof-fixatie en metabolische veelzijdigheid te studeren in de kleinschalige verrijking culturen maar ook hele meer systemen.

Voorafgaand aan de ontwikkeling van de teelt onafhankelijk moleculaire technieken zijn protisten traditioneel geïdentificeerd door het kweken en taxonomisch geclassificeerd op basis van hun morfologie. Zo is er een lange geschiedenis van verrijking en isolatie van protisten die verblijven in een breed scala aan habitats. Vroeg onderzoek in het bijzonder zijn historisch waardevol voor gedetailleerde taxonomische identificatie (herzien in: 21, 22). Terwijl de isolatie van protistenmet behulp van verrijking gebaseerde benaderingen is relatief zeldzaam is in Antarctica zoetwater milieu, een aantal mariene protisten isolaten van verrijking van Antarctische zeewater beschikbaar 23-26. Daarnaast worden verschillende cultuur collecties gewijd aan protisten en microalgen isolaten (voor bijvoorbeeld: de Provasoli-Guillard cultuur collectie, https://ncma.bigelow.org/~~V ). Betrouwbaar en goedkope sequencing technologieën hebben geleid tot een enorme genetische databank van woeste protistan sequenties. Hoewel deze databases zijn zeer informatief ten aanzien van de diversiteit en de verspreiding van deze belangrijke groep van micro-organismen, is er een groeiende kloof in de koppeling van volgorde gegevens met ons begrip van de protisten ecologie en fysiologie. Zo zal de traditionele teelttechnieken, met name in undersampled omgevingen zoals polaire aquatische habitats blijven een belangrijke rol spelen bij het begrijpen van het belang en de ecologische functiesvan protisten in de wereldwijde geochemische fietsen.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Wij hebben niets te onthullen.

Acknowledgments

De auteurs danken J. Priscu, A. Chiuchiolo en de McMurdo LTER limnologie team voor hulp bij het verzamelen en bewaren van de monsters in Antarctica. Wij danken Ratheon Polar Services en PHI helikopters voor logistieke ondersteuning. Licht microfoto werden gegenereerd in Center Miami for Advanced Microscopy and Imaging Center. Dit werk werd ondersteund door NSF Bureau van Polar programma's Grants 0631659 en 1056396.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
BBM Sigma-Aldrich B5282
BG11 Sigma-Aldrich C3061
F/2 Sigma-Aldrich G9903
GF/F filter, 25 mm Fisher Scientific 09-874-64
GF/F filter, 47 mm Fisher Scientific 09-874-71
Polyethersulfone filter, 0.45 μm pore, 47 mm Pall Corporation 61854
Sterile cell culture flask, 25 cm2 Corning 430639
Diurnal growth chamber VWR international 35960-076
Zirconia/silica beads, 0.1 mm diamter Biospec Products 11079101z
Mini-Bead beater Biospec Products 3110BX
Screw-cap microcentrifuge tube (1.5 μL) USA Scientific, Inc. 1415-8700
NaH14CO3 ViTrax VC 194 Keep in aliquots of 400 μL at -20°C
RuBP Sigma-Aldrich R0878-100mg Dissolve in 10 mM Tris-propionic acid (pH 6.5)

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Morgan-Kiss, R. M., Priscu, J. P., Pocock, T., Gudynaite-Savitch, L., Hüner, N. P. A. Adaptation and acclimation of photosynthetic microorganisms to permanently cold environments. Microbiol Mol. Biol. Rev. 70, 222-252 (2006).
  2. Priscu, J. C., Wolf, C. F., Takacs, C. D., Fritsen, C. H., Laybourn-Parry, J., Roberts, J. K. M., Berry-Lyons, W. Carbon transformations in the water column of a perennially ice-covered Antarctic Lake. Biosci. 49, 997-1008 (1999).
  3. Caron, D. A., Worden, A. Z., Countway, P. D., Demir, E., Heidelberg, K. B. Protists are microbes too: a perspective. ISME J. 3, 4-12 (2009).
  4. Bielewicz, S., Bell, E. M., Kong, W., Friedberg, I., Priscu, J. C., Morgan-Kiss, R. M. Protist diversity in a permanently ice-covered Antarctic lake during the polar night transition. ISME J. 5, 1559-1564 (2011).
  5. Laybourn-Parry, J. No place too cold. Science. 324, 1521-1522 (2009).
  6. Roberts, E. C., Laybourn-Parry, J. Mixotrophic cryptophytes and their predators in the Dry Valley lakes of Antarctica. Freshwat. Biol. 41, 737-746 (1999).
  7. Roberts, E. C., Priscu, J. C., Laybourn-Parry, J. Microplankton dynamics in a perennially ice-covered Antarctic lake-Lake Hoare. Freshwat Biol. 27, 238-249 (2004).
  8. Bell, E. M., Laybourn-Parry, J. Mixotrophy in the Antarctic phytoflagellate Pyramimonas gelidicola. J. Phycol. 39, 644-649 (2003).
  9. De Wever, A., Leliaert, F., Verleyen, E., Vanormelingen, P., Van der Gucht, K., Hodgson, D. A. Hidden levels of phylodiversity in Antarctic green algae: further evidence for the existence of glacial refugia. Proc. Biol. Sci. , 276-3591 (2009).
  10. Laybourn-Parry, J. Survival mechanisms in Antarctic lakes. Philos. Trans. R. Soc. Lond. B. Biol. Sci. 357, 863-869 (2002).
  11. Lizotte, M. P., Priscu, J. C. Distribution, succession and fate of phytoplankton in the dry valley lakes of Antarctica, based on pigment analysis. Ecosystem Dynamics in a Polar Desert: The McMurdo Dry Valleys. Priscu, J. C. , 229-240 (1998).
  12. Ellis, R. J. Most abundance protein in the world. Tren. Biochem. Sci. 4, 241-244 (1979).
  13. Tortell, P. D., Martin, C. L., Corkum, M. E. Inorganic carbon uptake and intracellular assimilation by subarctic Pacific phytoplankton assemblages. Limnol. Oceanogr. 51, 2102-2110 (2006).
  14. Jeffrey, S. W., Humphrey, G. F. New spectrophotometric equations for determining chlorophyll a, b, c1, c2 in higher plants, algae and natural phytoplankton. Biochem. Physiol. Pflanz. 167, 191-194 (1975).
  15. Morgan, R. M., Ivanov, A. G., Priscu, J. C., Maxwell, D. P., Hüner, N. P. A. Structure and composition of the photochemical apparatus of the Antarctic green alga, Chlamydomonas subcaudata. Photosyn. Res. 56, 303-314 (1998).
  16. Guillard, R. R. L. Culture of phytoplankton for feeding marine invertebrates. Culture of Marine Invertebrate Animals. Smith, W. L., Chanley, M. H. , Plenum Publishing. New York. 29-60 (1975).
  17. Johnson, M. D., Tengs, T., Oldach, D., Stoecker, D. K. Sequestration, performance, and functional control of cryptophyte plastids in the ciliate Myrionecta rubra (Ciliophora. J. Phycol. 42, 1235-1246 (2006).
  18. Rippka, R., Deruelles, J., Waterbury, J., Herdman, M., Stanier, R. Generic assignments, strain histories and properties of pure cultures of cyanobacteria. J. Gen. Microbiol. 111, 1-61 (1979).
  19. Not, F., del Campo, J., Balague, V., De Vargas, C., Massana, R. New insights into the diversity of marine picoeukaryotes. PLoS ONE. 4, e7143 (2009).
  20. Sherr, B. F., Sherr, E. B., Caron, D. A., Vaulot, D., Worden, A. Z. Oceanic Protists. Oceanography. 20, 130-135 (2007).
  21. Finlay, B. J. Protist taxonomy: an ecological perspective. Philos. Trans. R. Soc. Lond. B. Biol. Sci. 359, 599-610 (2004).
  22. Foissner, W. Protist diversity: estimates of the near-imponderable. Protist. 150, 363-368 (1999).
  23. Gast, R. J., Moran, D. M., Dennett, M. R., Caron, D. A. Kleptoplasty in an Antarctic dinoflagellate: caught in evolutionary transition. Environmental Microbiology. 9, 39-45 (2007).
  24. Gast, R. J., Moran, M. A., Beaudoin, D. J., Blythe, J. N., Dennett, M. R., Caron, D. A. High abundance of a novel dinoflagellate phylotype in the Ross Sea. Antarctica. J. Phycol. 42, 233-242 (2006).
  25. Moran, D. M., Anderson, O. R., Dennett, M. R., Caron, D. A., Gast, R. J. A Description of Seven Antarctic Marine Gymnamoebae Including a New Subspecies, Two New Species and a New Genus: Neoparamoeba aestuarina antarctica n. subsp., Platyamoeba oblongata n. sp., Platyamoeba contorta n. sp. and Vermistella antarctica n. gen. n. sp. Journal of Eukaryotic Microbiology. 54, 169-183 (2007).
  26. Rose, J. M., Vora, N. M., Countway, P. D., Gast, R. J., Caron, D. A. Effects of temperature on growth rate and gross growth efficiency of an Antarctic bacterivorous protist. The ISME journal. 3, 252-260 (2009).

Tags

Microbiologie Antarctische meer McMurdo Dry Valleys Enrichment teelt Microbiële eukaryoten RuBisCO
Oprichting van Microbiële Eukaryote Enrichment Culturen van een chemisch Stratified Antarctic Lake en Beoordeling van Carbon Fixatie Potentiële
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Dolhi, J. M., Ketchum, N.,More

Dolhi, J. M., Ketchum, N., Morgan-Kiss, R. M. Establishment of Microbial Eukaryotic Enrichment Cultures from a Chemically Stratified Antarctic Lake and Assessment of Carbon Fixation Potential. J. Vis. Exp. (62), e3992, doi:10.3791/3992 (2012).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter