Summary
Een spectrofluorimetrische protocol voor het meten van de mitochondriale permeabiliteit transitie porie opening in geïsoleerde muizenhart mitochondria wordt hier gepresenteerd. De bepaling omvat de gelijktijdige meting van Ca mitochondria
Abstract
De mitochondriale permeabiliteit transitie poriën (mtPTP) is een niet specifiek kanaal vormt in het binnenste mitochondriale membraan opgeloste stoffen transport met een moleculaire massa kleiner dan 1,5 kDa. Hoewel de definitieve moleculaire identiteit van de porie nog steeds ter discussie, eiwitten zoals cyclofiline D, VDAC en ANT bijdragen aan de vorming mtPTP. Hoewel de betrokkenheid van mtPTP opening in celdood is goed ingeburgerd 1, accumuleren gegevens blijkt dat het mtPTP een fysiologische rol dient tijdens mitochondriale Ca2 + homeostase 2, bio-energetica en redox signalering 3.
mtPTP opening wordt geactiveerd door matrix Ca 2 +, maar de activiteit kan gemoduleerd worden door verschillende factoren zoals oxidatieve stress, adenine nucleotide uitputting hoge concentraties Pi, mitochondriale membraan depolarisatie of ontkoppelen en lange vetzuurketens 4. In vitro, mtPTP opening kan achieved door meer Ca2 + concentratie in de mitochondriale matrix door exogene toevoeging van Ca 2 + (calcium retentievermogen). Wanneer Ca 2 + niveaus binnen mitochondria bereiken van een bepaalde drempel, de mtPTP opent en faciliteert Ca 2 + release, dissipatie van het proton beweging veroorzakende kracht, membraanpotentiaal ineenstorting en een toename van de mitochondriale matrix volume (zwelling), die uiteindelijk leidt tot de breuk van de buitenste mitochondriale membraan en onomkeerbaar verlies van organellen functie.
Hier beschrijven we een fluorometrische assay waarmee een uitgebreide karakterisering van mtPTP opening in geïsoleerde muizenhart mitochondria. De bepaling omvat de gelijktijdige meting van drie mitochondriale parameters die gewijzigd wanneer mtPTP opening plaatsvindt: mitochondrial Ca 2 + handling (opname en afgifte, zoals gemeten door Ca2 + concentratie in het testmedium), mitochondriale membraanpotentiaal en mitochondrial volume. De kleurstoffen toegepast voor Ca 2 + meting in het testmedium en mitochondriale membraanpotentiaal zijn Fura FF, een membraan impermeant, ratiometrisch indicator die een verschuiving in de golflengte in aanwezigheid van Ca 2 +, en JC-1, een kationische ondergaat, ratiometrische indicator die groen of rood monomeren aggregaten vormt bij lage en hoge membraanpotentiaal respectievelijk. Veranderingen in de mitochondriale volume worden gemeten door lichtverstrooiing door de mitochondriale schorsing. Sinds hoogwaardige, functionele mitochondriën nodig zijn voor de mtPTP opening test, hebben we ook een beschrijving van de stappen die nodig zijn voor het verkrijgen intact, zeer gekoppeld en functionele geïsoleerde hart mitochondriën.
Protocol
1. Isolatie van mitochondriën van Mouse Hart
- Te isoleren hart mitochondriën, verdoven en te offeren muizen volgens de procedures die zijn goedgekeurd door uw lokale Institutionele Animal Care en gebruik Comite.
Opmerking: Alle stappen van de mitochondria isolatie-protocol moet worden uitgevoerd op ijs. Gebruik ijskoude buffers en voorgekoeld Petrischalen, Falcon buizen en Eppendorf buizen. De volumes die in het protocol zijn voor een monster dat 2 muis harten.
- Harten verwijderen, ze in koud Mitochondria Isolatie buffer (300 mM sucrose, 10 mM Na-HEPES, 200 uM EDTA, pH 7,4) en spoelen bloed.
Opmerking: Voor een optimaal resultaat, de pH van mitochondriale buffers dienen te worden aangepast met KOH en azijnzuur.
- Plaats harten op een koude petrischaaltje, verwijder vet en atria en gehakt fijn met behulp van een mes tot het verkrijgen vantot instelling van een homogeen product.
- Overdracht gehakt harten in een 50 ml Falcon buis 10 ml Mitochondria Isolatie buffer met 0,1 mg / ml trypsine en laat het monster op ijs gedurende 10 minuten verteren.
Opmerking: Trypsine tijdens de isolatieprocedure verhoogt het rendement van geïsoleerde mitochondria en moet constant gehouden tussen mitochondriale preparaten worden. We raden testen mitochondriële functies op geïsoleerde preparaten is de afwezigheid van trypsine te zorgen dat het enzym niet interfereert met functionaliteit.
- Voeg 10 ml Mitochondriën Isolatie buffer met 0,1% vetzuur vrij BSA en 5 mg trypsine-remmer (soja) en meng door het buisje om een paar keer naar de trypsine te neutraliseren.
Opmerking: Mitochondria Isolation Buffer worden voorbereid en worden bewaard bij -20 ° C. Controleer de pH bij het ontdooien. Trypsine, trypsine inhibitor of BSA moet eenT OEGEVOEGDE de Mitochondria Isolatie Buffer op de dag van het experiment.
- Terugwinnen gedigereerd weefsel laag naar medium snelheid centrifugatie gedurende 1 min bij 4 ° C.
- Resuspendeer weefsel in 8 ml Mitochondria Isolatie Buffer met 0,1% vrij vetzuur BSA en homogeniseren met een gemotoriseerde Dounce homogenisator met een Teflon stamper (4-6 passages bij 1,200-14,00 rpm). Houd het monster op ijs onder homogeniseren.
- Breng gelijkmatig verdelen in een 15 ml Falcon buis en centrifugeer bij 800xg gedurende 10 min bij 4 ° C tot pellet kernen en weefselafval.
- Herstel de supernatant die de mitochondria in Eppendorf buizen en centrifugeer bij 8000 xg gedurende 15 min bij 4 ° C.
- Verwijder voorzichtig de bovenste witte laag en was de resterende donkerder pellet met daarin de mitochondriën in 1 ml Mitochondriën Isolatie buffer.
- Centrifugeer bij 8000xg gedurende 15 minuten bij 4 ° C. Gooi supernatant en resuspendeer mitochondria pellet in 150 ui Mitochondriale Isolatie Buffer. Mitochondria houden op ijs voor verdere assays.
Opmerking: Voor het beste resultaat tijdens de functionele testen, mitochondriën gebruiken binnen 4 uur van isolatie.
- Kwantificeren mitochondriaal eiwit met de Bradford assay.
2. Kwaliteitscontrole van geïsoleerde Mitochondria
2.1. Meting van ademhaling ratio (RCR)
- Kalibreer de Oxytherm zuurstof elektrode met lucht verzadigde water om de maximale zuurstofopname lijn vast te stellen. Wanneer een stabiel niveau van zuurstof verkregen voeg 100 ul van een vers bereide 10 mM natriumhydrosulfiet oplossing van het zero zuurstof lijn stellen. Voer metingen bij 30 ° C.
- Voeg 2 ml Mitochondria Respiration Buffer (125 mM KCl, 20 mM HEPES, 3 mM MgCl2, 400 uM EGTA, 300 uM DTT, 5 mM KH 2PO 4, pH 7,2) met 1 uM rotenone de Oxytherm kamer, de kamer afdichten en start RECORding.
- Wanneer zuurstof signaal stabiel is, voeg 250 ug mitochondria en basale plaat ademhaling gedurende 1 min. De ademhaling op dit punt moet heel laag als mitochondriën zijn ademende op de endogene substraten (staat 1 ademhaling).
- Voeg 5 mM succinaat en opnemen signaal gedurende 1 minuut. Zuurstofverbruik moet stijgen tijdens het staatsbezoek van twee ademhaling.
- State 3 induceren ademhaling door toevoeging van 150 uM ADP. Op dit punt zuurstofverbruik moet toenemen als gevolg van de ATP-synthese door middel van oxidatieve fosforylering. Record signaal tot ademhaling vertraagt, wat aangeeft ADP verbruik en de overgang naar 4 ademhaling staat. Record State 4 ademhaling ten minste 1 min.
- Voeg 1 uM CCCP en opnemen van signaal gedurende 1 minuut. Ontkoppelde ademhaling moet maximaal zijn.
Opmerking: Het effect van CCCP op de mitochondriale ademhaling is dosisafhankelijk: hoge concentraties van CCCP kan zuurstofverbruik remmen en moet daarom zorgvuldig worden titrated.
- Bereken de luchtwegen controle ratio (RCR) wordt berekend door zuurstof verbruik tijdens het staatsbezoek van 3 ademhaling door de zuurstof verbruik tijdens het staatsbezoek van 4 ademhaling. Een doel RCR dient ≥ 4.
2.2. Beoordeling van de mitochondriale membraan integriteit (cytochroom c-test)
- Grondig wassen Oxytherm kamer met 70% ethanol en water en herhaal de stappen 2.1.2 -2.1.4.
- Voeg 1 mM ADP en opnemen van zuurstof verbruik gedurende 1 minuut.
- Voeg 10 uM cytochroom c. Aangezien cytochroom c ondoordringbaar is voor intact membranen, een toename geeft ademhaling gebroken of beschadigde mitochondriale membranen.
3. Meting van de mitochondriale permeabiliteit Transitie porie openend
- Stel de spectrofluorometer voor de multi-parameter meting van mtPTP opening. Met behulp van de FelixGx programma, maak een nieuwe hardware-configuratie (Quanta meester gestage state) omvattende de lichtbron, excitatie monochromator, monstercompartiment en twee detectors geplaatst op 90 ° en 270 ° ten opzichte van de excitatie monochromator (figuur 4). Om maximale tijdsresolutie te bereiken, moeten zowel emissie monochromatoren (90 ° en 270 °) worden uitgeschakeld en de emissie filters bij 90 ° en 270 ° in de steekproef compartiment ingeschakeld in de hardware configuratie menu. Deze stap verwijdert de motorbesturing van de emissiegolflengten en bevestig elk monochromator bij een bepaalde golflengte. Als de emissie monochromatoren niet zijn uitgeschakeld, zal elke detector cyclus tussen beide golflengten en dubbele metingen zullen worden opgenomen.
- Maak een nieuwe aanwinst protocol met behulp van de Multi Dye en voer de volgende kleurstoffen:
- Fura (hoog Ca + +): excitatie 340 nm, emissie 525 nm (detector 1)
- Fura (laag Ca + +): excitatie 380 nm, emissie 525 nm (detector 1)
- JC1 (totaal): excitatie 543 nm, Emissie 595 nm (detector 2)
- JC1 (monomeer): excitatie 498 nm, emissie 525 nm (detector 1)
- Zwelling: excitatie 525 nm, emissie 525 nm (detector 1)
- Stel de excitatie en emissie spleten tot 1 nm en de temperatuur tot 37 ° C.
- De ratiometrische signaal Fura en JC-1 te verkrijgen, genereren twee afgeleide sporen: Fura (hoog Ca + +) / Fura (laag Ca + +) en JC1 (totaal) / JC1 (monomeer).
- Handmatig de emissiegolflengte van detectoren 1 en 2 525 nm en 595 nm respectievelijk.
- Meng 1 ml Mitochondria Assay Buffer (120 mM KCl, 10 mM NaCl, 1 mM KH 2PO 4, 20 mM HEPES-Tris, pH 7,2) met 1 uM rotenon, 5 mM succinaat en 800 nM Fura FF in een wegwerp 4-zijdige methacrylaat cuvette. Voeg 250 mg mitochondriën en plaats monster in het monster compartiment. Ervoor zorgen dat de magnetische roerder aangezet.
- Start de opname. Na 1 min, de overname pauzeren, voeg 500 nM JC-1 en start de eencquisition. De JC-1-ratio-signaal moeten toenemen, wat aangeeft kleurstof opname door actieve mitochondriën. Opnemen totdat JC-1 signaal heeft een plateau bereikt (gewoonlijk binnen 5 min).
- Voeg 20 uM CaCl2. Een instantane toename in Fura FF verhoudingssignaal opgemerkt door de verhoogde Ca 2 + aanwezigheid in de assay buffer, gevolgd door een geleidelijke daling door mitochondriale Ca2 + opname. De JC-1 ratio signaal moet vertonen een korte voorbijgaande daling wijst op een lichte mitochondriale membraan depolarisatie.
- Wacht tot Fura FF verhoudingssignaal terug naar het basale niveau voorafgaand aan toevoeging van een CaCl2 puls (1-1,5 min). Verder pulseren op vaste intervallen mitochondriën niet kan ophopen Ca 2 + en beginnen los Ca 2 + in de assay buffer. mtPTP opening gevisualiseerd met een gelijktijdige toename in het Fura FF verhoudingssignaal door Ca2 + afgifte, een daling van het JC-1 signaalverhouding door membraan potential instorting, en een afname van de lichtverstrooiing te wijten aan mitochondriale zwelling (figuur 5).
- Na activatie mtPTP respectievelijk controleert de specificiteit van Fura FF, JC-1 en zwelling signalen met 1 mM EGTA, 1 uM CCCP en 5 ug / ml alamethicin.
- Om specificiteit van mtPTP opening controleren stappen herhaalt 3,6 - 3,9 in aanwezigheid van 1 uM van de cyclofiline D inhibitor cyclosporine A (cyclofiline D is een onderdeel van de mtPTP). In aanwezigheid van cyclosporine A, opening van de mtPTP vraagt aanzienlijk meer CaCl 2 pulsen dan controlemonsters (Figuur 6).
4. Representatieve resultaten
Figuur 2 toont een typische ademhaling geïsoleerde muizenhart mitochondria. State 3 ademhaling door toevoeging van ADP aan mitochondria ademende op succinaat, en wordt gekenmerkt door significant verhoogd zuurstofverbruik met betrekking tot de Hydrote alleen. Uitputting van toegevoegde ADP ingewijden State 4 ademhaling, waarbij zuurstofverbruik vertraagt en is vergelijkbaar met tarieven voor behaald aan ADP toevoeging. RCR wordt verkregen door het zuurstofverbruik tarief voor Provincie 3 ademhaling door die van State 4 ademhaling. Het cytochroom c test wordt gebruikt om de assay voor de buitenste mitochondriale membraan: wanneer cytochroom c wordt toegevoegd aan mitochondria ademende op succinaat en ADP, geen verdere toename waargenomen ademhaling, geeft een intact buitenste membranen (Figuur 3).
Een vertegenwoordiger voor de mtPTP opening in geïsoleerde hart mitochondria is weergegeven in figuur 4. In dit geval mtPTP opening werd veroorzaakt door de toevoeging van 4 CaCl2 pulsen (20 pM elk) van 1,5 min intervallen. mtPTP opening is duidelijk door de nabije gelijktijdige release van mitochondriale Ca 2 + (toename van de Fura FF verhouding signaal), ineenstorting van mitochondRial membraanpotentiaal (afname van de JC-1 ratio-signaal) en verhoogde mitochondriale volume (afname van de zwelling signaal). Wanneer cyclosporine A wordt toegevoegd, dat bindt aan het cyclofiline D component van mtPTP, mtPTP opengesteld 7 pulsen van CaCl2 in plaats van 4 (figuur 5).
Figuur 1. Stroomschema van de multi-parameter mitochondriale permeabiliteit transitie porie opening protocol voor geïsoleerde hart mitochondria. Hart wordt gewonnen uit muizen en mitochondriën zijn geïsoleerd door middel van differentiële centrifugatie. De mitochondriale preparaat wordt vervolgens kwalitatief geëvalueerd door meting van de polarografische ademhaling verhouding en mitochondriale membraan intact in de aanwezigheid van cytochroom c. Mitochondriale permeabiliteit transitie porie opening in geïsoleerde mitochondria wordt geactiveerd door sequentiële CaCl 2 toevoegingen en wordt gemeten met een spectrofluorometer door het bewaken van Ca 2 + release van mitochondriën, membraanpotentiaal instorting en zwelling van de mitochondriale matrix.
Figuur 2. Meting van ademhaling ratio (RCR) van geïsoleerde hart mitochondriën. Zuurstofverbruik door geïsoleerde hart mitochondria wordt tijdens State 3 ademhaling in aanwezigheid van ADP en succinaat en tijdens State 4 ademhaling na ADP consumptie. De reactie van geïsoleerde mitochondriën ontkoppelrails wordt gemeten door de toevoeging van CCCP. Getallen in de grafiek zijn de percentages van zuurstofverbruik door geïsoleerde mitochondriën in nmol / min / mg eiwit.
Figuur 3. Meet ling van membraan integriteit van geïsoleerde hart mitochondriën. Mitochondriale membraan integriteit wordt bepaald door zuurstofverbruik in mitochondria die in aanwezigheid van ADP en succinaat en na toevoeging van cytochroom c. Getallen in de grafiek zijn de percentages van zuurstofverbruik door geïsoleerde mitochondriën in nmol / min / mg eiwit.
Figuur 4. Spectrofluorometer hardwareconfiguratie voor de multi-parameter meting van mtPTP opening. De hardwareconfiguratie van de spectrofluorometer omvat een lichtbron, een excitatie monochromator, een monstercompartiment en twee detectoren met vaste emissiegolflengte bij 525 nm en 595 nm. Detector 1 wordt gebruikt voor de signaaldetectie van Fura FF hoge en lage Ca 2 +, JC-1 monomeer en de zwelling signaal. Detector 2 meet de JC-1 aggregaat signaal.
Figuur 5. Multi-parameter meting van mtPTP opening in geïsoleerde hart mitochondriën. mtPTP opening werd veroorzaakt door opeenvolgende toevoegingen van 20 uM CaCl 2 en werd gekenmerkt door Ca 2 + release van mitochondriën, mitochondriale membraanpotentiaal instorting en een verhoogde mitochondriale matrix volume (zwelling). Extramitochondrial Ca 2 + en membraanpotentiaal werd gemeten met de ratiometrische indicatoren Fura FF (groen trace) en JC-1 (rood trace). Zwelling van mitochondriën werd gemeten door lichtverstrooiing bij 525 nm (zwart spoor). Specificiteit van JC-1 en zwelling signalen werd getest met 1 uM CCCP en 5 ug / ml alamethicin (een microbieel toxine).
Figuur 6. Multi-Parameter meting van mtPTP opening in geïsoleerde hart mitochondria in aanwezigheid van cyclosporine A. Cyclosporine A (1 uM) verhoogt het aantal pulsen CaCl2 moeten mtPTP openen in geïsoleerde hart mitochondria.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
De hier gepresenteerde protocol beschrijft de benodigde experimentele stappen permeabiliteit transitie porie opening beoordelen geïsoleerde hart mitochondria (figuur 1 en figuur 4): de werkwijze voor het isoleren muizenhart mitochondria, de luchtwegen controles die de integriteit en functionaliteit, de mitochondriale parameters gecontroleerd tijdens mtPTP opening en de kleurstoffen gebruikt voor de meting, het opzetten van de spectrofluorimetrische instrumentatie, en de karakterisering van mtPTP opening. Spectrofluorometer De gebruikt in deze protocol maakt snelle meting van deze drie parameters gelijktijdig. Echter, het basisprotocol worden toegepast met andere commercieel beschikbare instrumenten, zij het met verminderde tijdsresolutie. Niet ratiometrische kleurstoffen kunnen ook worden gebruikt, maar niet toestaan kwantitatieve metingen van zowel Ca 2 + en mitochondriale membraanpotentiaal 5.
Eengoede kwaliteit mitochondriale voorbereiding is van essentieel belang bij het bepalen van de mtPTP opening, aangezien beide de mogelijkheid om Ca 2 + ophopen en onderhouden van een membraanpotentiaal zijn stevig met elkaar verbonden. Zo vonden we dat mitochondria met een lage RCR tentoonstelling verminderd JC-1 accumulatie en slechte Ca 2 + mobilisatie. De procedure wij gebruiken om hart mitochondria isoleren werd aangepast van eerder gepubliceerde protocollen 6, 7 en bleek zeer consistent in het genereren van hoge kwaliteit zoals gemeten door mitochondria RCR en cytochroom c tests.
Opening van de mtPTP is een complex fenomeen dat veranderingen op verschillende niveaus in de mitochondriale anatomie en fysiologie omvat. De test beschrijven we hier meet spectrofluorometrically de gelijktijdige veranderingen in extramitochondrial Ca 2 + niveaus, mitochondriale membraanpotentiaal en mitochondriale volume. De meting van meerdere parameters tegelijkertijd biedt een comprehensive beeld van het fenomeen dan meting van individuele parameters alleen, zoals Ca2 + mobilisatie of zwelling. Bovendien is het gebruik van ratiometrische kleurstoffen Fura FF en JC-1 voor Ca 2 + en membraanpotentiaal metingen beperkt experimenteel artefact in verband met de concentratie, opname of fotobleken verven. Deze kleurstoffen kunnen ook gemakkelijk worden gekalibreerd om meer kwantitatieve metingen te verkrijgen. Een belangrijke constatering is dat alle kleurstofconcentraties moet zo laag mogelijk om interferentie te vermijden met mitochondriën ademhaling en membraanpotentiaal, alsmede mtPTP opening sensibiliseren. In onze handen, JC-1 concentraties boven 1 uM het aantal pulsen nodig mtPTP openen met 1-2 pulsen. Derhalve controles moeten worden uitgevoerd door de in kleurstoffen en opnemen andere parameters (zoals zwelling alleen) om te controleren of het aantal pulsen nodig PTP openen consistent blijft.
Gedurende dit protocolwe hebben gemeten mtPTP opening voor mitochondria ademende on complex II substraat succinaat in aanwezigheid van rotenone die reverse elektronentransport weerhoudt complex II complex I. andere respiratoire substraten kunnen ook worden gebruikt, zoals pyruvaat / malaat die steunt op ademhaling complexe I. echter substraat-gerelateerde verschillen in het aantal Ca 2 + pulsen moeten mtPTP openen gemeld 8. Hetzelfde protocol voor het meten van mtPTP opening kan worden gebruikt met mitochondria geïsoleerd uit verschillende weefsels of cellijnen. We hebben met succes gebruikt voor dit protocol lever, spier en hersenen mitochondria, hoewel het aantal Ca 2 + pulsen nodig leiden tot de opening mtPTP was afhankelijk weefsel zoals eerder gemeld 9, 10. De mitochondria isolatie protocol moet worden aangepast en geoptimaliseerd voor elk weefsel of cellijn door specifieke vereisten betreffende de homogeniseringsprocedure en isolatie buffers 11, 12
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Geen belangenconflicten verklaard.
Acknowledgments
Dit werk werd ondersteund door HL094536 (BJH).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Trypsin | Sigma-Aldrich | T3030 | |
| Trypsin inhibitor (soybean) | Sigma-Aldrich | T9128 | |
| Sodium hydrosulfite | Sigma-Aldrich | 71699 | |
| Rotenone | Sigma-Aldrich | R8875 | |
| Cytochrome c | Sigma-Aldrich | C7752 | |
| Alamethicin | Sigma-Aldrich | A4665 | |
| CCCP | Sigma-Aldrich | C2759 | |
| Cyclosporin A | Calbiochem | 239835 | |
| Fura FF | Invitrogen | F14180 | |
| JC-1 | Invitrogen | T3168 | |
| Tissue grinder Potter-Elvehjem with Teflon pestle 15 ml | Wheaton Industries | ||
| Overhead stirrer | Wheaton Industries | 903475 | |
| Oxytherm (temperature controlled oxygen electrode) | Hansatech Instruments | ||
| QuantaMaster 80 dual emission spectrofluorometer | Photon Technology International, Inc. |
References
- Kroemer, G., Galluzzi, L., Brenner, C. Mitochondrial Membrane Permeabilization in Cell Death. Physiol. Rev. 87, 99-163 (2007).
- Elrod, J., Wong, R., Mishra, S., Vagnozzi, R. J., Sakthievel, B., Goonasekera, S. A., Karch, J., Gabel, S., Farber, J., Force, T., Brown, J. H., Murphy, E., Molkentin, J. D. Cyclophilin D controls mitochondrial pore-dependent Ca2+ exchange, metabolic flexibility, and propensity for heart failure in mice. J. Clin. Invest. 120, 3680-3687 (2010).
- Hom, J. R., Quintanilla, R. A., Hoffman, D. L., de Mesy Bentley, K. L., Molkentin, J. D., Sheu, S. S., Porter, G. A. Jr The permeability transition pore controls cardiac mitochondrial maturation and myocyte. 21, 469-478 (2011).
- Halestrap, A. P. What is the mitochondrial permeability transition pore. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 46, 821-831 (2009).
- Wei, A. C., Liu, T., Cortassa, S., Winslow, R. L., O'Rourke, B. Mitochondrial Ca2+ influx and efflux rates in guinea pig cardiac mitochondria: low and high affinity effects of cyclosporine A. Biochim. Biophys. Acta. 1813, 1373-1381 (2011).
- Saks, V. A., Kuznetsov, A. V., Kupriyanov, V. V., Miceli, M. V., Jacobus, W. E. Creatine kinase of rat heart mitochondria. The demonstration of functional coupling to oxidative phosphorylation in an inner membrane-matrix preparation. J. Biol. Chem. 260, 7757-7764 (1985).
- Boehm, E. A., Jones, B. E., Radda, G. K., Veech, R. L., Clarke, K. Increased uncoupling proteins and decreased efficiency in palmitate-perfused hyperthyroid rat heart. AJP - Heart. 280, 977-983 (2001).
- Fontaine, E., Eriksson, O., Ichas, F., Bernardi, P. Regulation of the Permeability Transition Pore in Skeletal Muscle Mitochondria. J. Biol. Chem. 273, 12662-12668 (1998).
- Berman, S. B., Watkins, S. C., Hastings, T. G. Quantitative biochemical and ultrastructural comparison of mitochondrial permeability transition in isolated brain and liver mitochondria: evidence for reduced sensitivity of brain mitochondria. Exp. Neurol. 164, 415-425 (2000).
- Panov, A., Dikalov, S., Shalbuyeva, N., Hemendinger, R., Greenamyre, J. T., Rosenfeld, J. Species- and tissue-specific relationships between mitochondrial permeability transition and generation of ROS in brain and liver mitochondria of rats and mice. Am. J. Physiol. Cell Physiol. 292, 708-718 (2007).
- Frezza, C., Cipolat, S., Scorrano, L. Organelle isolation: functional mitochondria from mouse liver, muscle and cultured filroblasts. Nature Protocols. 2, 287-295 (2007).
- Pallotti, F., Lenaz, G. Isolation and subfractionation of mitochondria from animal cells and tissue culture lines. Methods Cell Biol. 80, 3-44 (2007).
