Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Medicine

Multi-modale d'imagerie de l'angiogenèse dans un modèle de rat nu des métastases osseuses du cancer du sein par imagerie par résonance magnétique, la tomodensitométrie et volumétrique ultrasons

doi: 10.3791/4178 Published: August 14, 2012

Summary

Dans la pathogénie des métastases osseuses, l'angiogenèse est un processus crucial et représente donc une cible pour l'imagerie et la thérapie. Ici, nous présentons un modèle de rat spécifique au site des métastases osseuses du cancer du sein et de décrire les stratégies à l'angiogenèse image non-invasive

Abstract

L'angiogenèse est une caractéristique essentielle de la croissance du cancer et de la formation de métastases. Dans la métastase osseuse, les facteurs angiogéniques sont pivotement pour la prolifération de cellules tumorales dans la cavité de moelle osseuse ainsi que pour l'interaction de cellules tumorales et de l'os aboutissant à la destruction locale d'os. Notre objectif était de développer un modèle de métastases osseuses expérimental qui permet une évaluation in vivo de l'angiogenèse dans les lésions du squelette en utilisant des techniques d'imagerie non invasives.

À cette fin, nous avons injecté 10 5 MDA-MB-231 cellules humaines de cancer du sein dans l'artère superficielle épigastrique, qui empêche la croissance des métastases dans les zones du corps autres que la jambe arrière respective 1. Après 25-30 jours après l'inoculation des cellules tumorales, les métastases osseuses spécifiques au site de développer, limitée à la partie distale du fémur, du tibia péroné proximale et proximale 1. Aspects morphologiques et fonctionnelles de l'angiogenèse peuvent être étudiés longitudinalement dans les méta osseusestases utilisant imagerie par résonance magnétique (IRM), tomodensitométrie volumique (VCT) et l'échographie (US).

IRM affiche des informations morphologiques de la part des tissus mous des métastases osseuses qui est initialement confiné à la cavité de moelle osseuse et dépasse ensuite l'os cortical, tout en progressant. Utilisation de contraste dynamique de l'IRM (DCE-MRI) fonctionnels données, y compris le volume sanguin régional, de perfusion et la perméabilité des vaisseaux peuvent être obtenus et quantifiés 2-4. La destruction osseuse est capturé en haute résolution en utilisant l'imagerie morphologique CDV. En complément de l'IRM, les lésions ostéolytiques peut être situé à proximité des sites de croissance de la tumeur intramédullaire. Après l'application agent de contraste, le CDV angiographie révèle l'architecture macrovessel dans les métastases osseuses en haute résolution, et DCE-VCT permet un aperçu de la microcirculation de ces lésions 5,6. Etats-Unis est applicable pour évaluer les caractéristiques morphologiques et fonctionnelles à partir de lésions du squelette due àostéolyse locale de l'os cortical. Utilisation en mode B et Doppler, la structure et la perfusion des métastases des tissus mous peuvent être évalués, respectivement. DCE-US permet imagerie en temps réel de la vascularisation dans les métastases osseuses après l'injection de microbulles 7.

En conclusion, dans un modèle de site spécifique osseuse du cancer du sein métastases techniques d'imagerie multi-modales, y compris l'IRM, le CDV et de l'information aux États-Unis offre complémentaire sur la morphologie et les paramètres fonctionnels de l'angiogenèse dans ces lésions squelettiques.

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

1. Culture cellulaire

  1. Culture MDA-MB-231 cellules humaines de cancer du sein (American Type Culture Collection) dans du RPMI-1640 (Invitrogen, Allemagne) supplémenté avec 10% de FCS (Sigma, Allemagne). Gardez toutes les cultures dans des conditions normales (37 ° C, une atmosphère humidifiée, 5% de CO 2) et le passage des cellules 2-3 fois par semaine pour les maintenir en croissance logarithmique. Pour le modèle animal décrit ci-dessous, il n'est pas nécessaire pour l'utilisation de l'os-spécifiques sous-lignées de cellules MDA-MB-231 cellules que le taux de participation tumeur est plus de 90% 1.
  2. Récolte sous-confluentes des cellules tumorales après l'utilisation de l'EDTA 2 mM dans du PBS-(tampon phosphate salin sans Ca 2 + et Mg 2 +) et 0,25% (Sigma, Taufkirchen, Allemagne) la trypsine. Le comte MDA-MB-231 cellules dans la chambre d'un Neubauer et les suspendre dans un milieu RPMI-1640 (5x10 5 cellules dans 1 ml).

2. Modèle rat nu des métastases osseuses

  1. Toutes les expériences ont été approuvées par l'anima gouvernementale responsablel comité d'éthique.
  2. Utilisez rats nus à l'âge de 6-8 semaines et les garder à la exempts d'agents pathogènes des conditions dans un système de petit animal approprié (par exemple un mini-système d'étanchéité à). Garder les animaux dans des conditions contrôlées (21 + / - 2 ° C température ambiante, l'humidité 60%, et 12 h de lumière et d'obscurité) et d'offrir d'alimentation à l'autoclave et l'eau ad libitum aux rats.
  3. Avant la chirurgie des animaux, d'injecter un médicament analgésique (par exemple carprofène 4 mg / kg sc; en raison de son administration simple et demi-vie courte (environ 8 heures), le carprofène ne devrait pas affecter la croissance des tumeurs). Anesthésier rats avec un mélange d'oxygène (0,5 l / min) et de l'isoflurane (1-1,5% vol.) Et assurez-vous chez le rat est anesthésié correctement et régulièrement respire avant de commencer la procédure suivante.
  4. Placez l'animal anesthésié sous un microscope binoculaire d'exploitation approprié (par exemple Leica) et de travailler avec un grossissement de 16 fois.
  5. Commencez la procédure chirurgicale en coupant la peau et du tissu sous-cutané dans le inguinal région à une longueur de 2-3 cm avec des ciseaux (ciseaux BC060r Iris 108 mm). Toutes les artères bifurquant l'artère fémorale (FA) doivent être disséqués, y compris l'artère superficielle épigastrique (SEA), artère grande anastomotique (DGA), l'artère poplitée (PA) et l'artère saphène (SA).
  6. Mettre des clips sur l'artère fémorale proximale de l'origine du SEA ainsi que sur la DGA, PA et SA temporellement obstruer la circulation sanguine locale. Ligaturer la mer à sa partie distale pour permettre l'ouverture de ce navire sans saignement (figure 1A).
  7. Couper l'EES aide de ciseaux (Vannas Micro-SCRS-Rainuré STR 85 mm) proximales de la ligature (figure 1B) et administrer une solution papavérine 1% sur la mer, afin de faciliter l'insertion ultérieure d'une aiguille en raison de la détente du navire ( Figure 1C).
  8. Couper la moitié environ du diamètre de la SEA avec des ciseaux et insérer une aiguille (0,3 mm de diamètre et 42 mm de longueur) dans la lumière de la mer tout en Holding le seuil de fin de la cuve avec une pince (figure 1D, E). Lorsque disponibles, fixer l'aiguille dans un dispositif externe pour réduire les mouvements irréguliers qui pourraient entraîner une perforation de la paroi du vaisseau. Connecter une seringue à l'aiguille. Retirez le clip de la FA distale et le placer sur l'artère saphène (figure 1F).
  9. Injecter des cellules MDA-MB-231 en suspension dans les médias de 0,2 ml lentement dans l'EES. En vertu des clips MDA-MB-231 cellules sont dirigées vers la DGA et PA. Retirez l'aiguille et ligaturer le SEA pour prévenir les saignements avant de décoller les clips des artères. Fermez la plaie à l'aide des pinces chirurgicales et mettre fin à l'anesthésie par inhalation.
  10. Pour la post-procédure de suivi, les rats sont généralement euthanasiés 7-8 semaines après l'inoculation des cellules tumorales afin d'éviter de graves complications osseuses. Pendant ce temps, les animaux doivent être surveillés tous les jours pour évaluer la taille de la tumeur et aucune preuve de la douleur (par exemple, les écarts de comportement, perte de poids, les défauts du moteur). Si des animaux montrent une tumeurla taille dépasse la limite autorisée sur le plan éthique ou la preuve de la douleur lors de la croissance tumorale, qu'ils ont dû être euthanasiés.
  11. Immuno-déficience (nue), les rats ont été utilisés pour la transplantation de l'homme xenogenous MDA-MB-231 cellules cancéreuses du sein. Rats nus n'ont pas été choisis afin de mieux visualiser la tumeur en pleine croissance.

3. Imagerie par résonance magnétique (IRM)

  1. Après inoculation des cellules tumorales, un délai d'environ 25-30 jours de croissance de la tumeur avant de commencer avec l'imagerie. Pour l'IRM utiliser un scanner dédié expérimental ou un système humain MR avec une bobine animal approprié. Nous avons utilisé un système de MR humaine (Symphony, Siemens, Allemagne) et une bobine maison construite pour l'excitation radiofréquence et la détection, conçu comme un volume résonateur cylindrique avec un diamètre intérieur de 83 mm et une longueur utile de 120 mm (figure 2A).
  2. Anesthésier le rat avec de l'oxygène et de l'isoflurane comme indiqué ci-dessus. Placer un cathéter dans la veine de la queue et le fixer sur la queue à l'aide d'un robinet e. Connecter une seringue contenant l'agent de contraste (par exemple de 0,1 mmol / kg Gd-DTPA dans environ 0,5 ml; Magnevist, Bayer-Schering, Allemagne).
  3. Placez le rat dans le système de maintien de la MR anesthésie par inhalation. Commencez avec une séquence morphologique MR pour localiser la métastase osseuse (par exemple en pondération T2: turbo séquence d'écho de spin, TR 3240 ms, TE 81 ms, matrice de 256 x 152, FOV 90 x 53,4 mm 2, épaisseur de coupe de 1,5 mm, 3 moyennes, la numérisation le temps 3:40 min).
  4. Déterminer une tranche de la métastase osseuse avec le plus grand diamètre et de commencer la séquence de DCE-MRI (par exemple la récupération de saturation éclair séquence turbo, TR 373 ms, TE 1,86 ms, matrice de 192 x 144, FOV 130 x 97,5 mm 2, 5 épaisseur de la tranche mm, 512 mesures, moyennes 1, temps de balayage 6:55 min). Après environ 30 secondes, de commencer à injecter l'agent de contraste sur une période de temps de 10 secondes. Le temps total pour les procédures mentionnées ci-dessus pour effectuer un examen IRM est environ 15-20 min par animal.
titre "> 4. volumétrique Computed Tomography (VCT)

  1. Choisir un système approprié CT, soit un humain ou un scanner expérimentale. Ici, nous avons utilisé un prototype d'un écran plat équipée volumétrique calculé tomographe (figure 2B; Volume CT, Siemens, Allemagne).
  2. Anesthésier le rat avec de l'oxygène et de l'isoflurane comme indiqué ci-dessus. Placer un cathéter dans la veine de la queue et le fixer sur la queue à l'aide d'un ruban. Connecter une seringue contenant l'agent de contraste (par exemple 1 g d'iode par kg dans environ 0,5 ml; Imeron 400, Bracco, Allemagne).
  3. Placez le rat sur le scanner sous anesthésie par inhalation. Utilisez les paramètres de numérisation suivantes pour le CDV: tension du tube 80 kV, le courant du tube 50 mA vitesse de rotation, temps de scrutation 51 sec, 10 sec, images par 120 secondes, la matrice de 512 x 512 et épaisseur de coupe de 0,2 mm. Injecter l'agent de contraste au cours de la deuxième rotation du système à écran plat. Le temps total pour les procédures mentionnées ci-dessus pour effectuer un examen CDV est d'environ 5-10 min par animAl.
  4. Reconstruire les images avec une mise à jour FDK (Feldkamp-Davis-Kress) à faisceau conique algorithme de reconstruction (noyau H80a, Afra, Allemagne).

5. L'échographie (US)

  1. Expérimentales et cliniques des systèmes des États-Unis sont disponibles à cet effet. Nous avons utilisé le système clinique Acuson Sequoia système à ultrasons 512 avec un transducteur linéaire 15L8 (figure 2C; Siemens-Acuson, Mountain View, CA).
  2. Anesthésier le rat avec de l'oxygène et de l'isoflurane comme indiqué ci-dessus. Placer un cathéter dans la veine de la queue et le fixer sur la queue à l'aide d'un ruban. Connecter une seringue contenant un agent de contraste à microbulles (par exemple 1,6 ml / kg dans environ 0,5 ml; SonoVue, Bracco, Italie). Fixer le transducteur États-Unis sur la jambe arrière respective en utilisant un trépied et appliquer le gel des États-Unis entre le transducteur et la patte arrière.
  3. Effectuer imagerie en mode B (fréquence d'émission: 17 MHz; indice mécanique: 0,51) pour déterminer le plus grand diamètre de la métastase osseuse et fixer le transducteur à tsa position. Ajouter signal Doppler sur B en mode images pour des informations sur la perfusion tissulaire. S'il vous plaît garder à l'esprit que seules les lésions qui perturbent l'os cortical sont accessibles aux ondes américaines.
  4. Pour dynamique avec renforcement du contraste des États-Unis (DCE-US) a fixé le dispositif de États-Unis en revanche cadence d'impulsion séquençage (CPS) mode (fréquence de transmission: 7 MHz; index mécanique: 0,18), d'injecter des microbulles et enregistrer une boucle ciné de 90 longueur sec. Le temps total pour les procédures mentionnées ci-dessus pour effectuer un examen des États-Unis est d'environ 10-15 min par animal.

6. Post-traitement des données d'imagerie

  1. Utilisez les informations morphologiques à partir de l'IRM, le CDV et des États-Unis pour caractériser la tumeur des tissus mous (IRM, des États-Unis) et la destruction du squelette (CDV) de métastases osseuses et déterminer l'emplacement, la taille des lésions et le volume des lésions avec une visionneuse DICOM (p. ex Osirix Dicom Viewer).
  2. Pour obtenir le mode de ramification de navires dans les métastases osseuses (angiographie), les données de CTV peuvent être utilisés. Réconstruire des images 2D ou 3D en utilisant les informations de la phase artérielle avec ou sans des techniques soustractives (par exemple Osirix Dicom Viewer).
  3. Afin de quantifier les paramètres de la vascularisation de DCE-MRI, DCE-VCT et DCE-US, utiliser des outils logiciels spécifiques pour les modalités. Pour DCE-MRI, de déterminer le système vasculaire d'amplitude paramètres A (associée à un volume de sang) et taux de change constant k ep (associée à une perfusion et la perméabilité des vaisseaux) dans les métastases osseuses avec Dyna Lab (Mevis recherche, Brême, Allemagne) basé sur les deux- modèle à deux compartiments de Brix 8,9. D'autres modèles pharmacocinétiques pour l'évaluation sont disponibles, par exemple, le modèle Tofts 10.
  4. Pour quantifier DCE-VCT de données, d'effectuer une analyse descriptive des données pour calculer les paramètres tels que l'aire sous la courbe (AUC) ou à l'amélioration de pointe (PE) avec la transmission Dyna Lab (Mevis recherche, Brême, Allemagne).
  5. Quantifier l'information en temps réel à partir de DCE-US en utilisant un logiciel d'analyse quantitative (par exemple Qontrast, Bracco, Italie) en analysant ciné-boucles selon le modèle mis en œuvre injection d'un bolus. Placez la région d'intérêt (ROI) sur la métastase osseuse, soit de déterminer les facteurs descriptifs tels que l'aire sous la courbe ou des paramètres quantitatifs à partir des cartes couleur, par exemple le volume sanguin régional, le débit sanguin régional et le temps de remplissage.

7. Les résultats représentatifs

Après injection intra-artérielle de MDA-MB-231 cellules dans la mer (Figure 1), métastases osseuses spécifiques au site se développer dans la branche respective postérieure du rat nu. Lésions ostéolytiques confinés au fémur, du tibia et du péroné peut être imagée de manière non invasive par IRM, le CDV et des États-Unis (figure 2) à partir d'environ 25-30 jours après l'injection et d'un suivi pendant plusieurs semaines. En combinant l'IRM, le CDV et des États-Unis, y compris maternelle et l'amélioration des techniques de contraste, des informations complémentaires peuvent être évalués dans les métastases osseuses qui sont composées d'un tissu moutumeur (cellules tumorales et le stroma) et la lésion ostéolytique respective (destruction de l'os). Pour la comparaison des données respectives entre les techniques, les trois modalités d'imagerie peut être utilisé de manière séquentielle dans le même rat. IRM affiche morphologie du tissu osseux molle métastatique qui est initialement confinée à la cavité de moelle osseuse et dépasse par la suite l'os cortical au cours du développement. Les paramètres fonctionnels tels que le volume sanguin régional, de perfusion et la perméabilité des vaisseaux peut être obtenu à partir de DCE-MRI et quantifiés (figure 3). La structure osseuse, et en particulier les changements dans les métastases ostéolytiques sont évalués en haute résolution grâce au CTV. En complément de l'IRM, les lésions ostéolytiques sont situés à côté de la croissance tumorale intramédullaire. CDV angiographie révèle l'architecture macrovessel altération de métastases osseuses, et DCE-VCT affiche aspects respectifs de la microcirculation (figure 4). En raison de la destruction locale de l'os cortical dans metastatic lésions, des États-Unis est applicable pour évaluer les caractéristiques morphologiques et fonctionnelles de la tumeur des tissus mous par l'utilisation de B-mode et les techniques Doppler. À la demande de microbulles, DCE-US permet imagerie en temps réel de la vascularisation dans les métastases osseuses (Figure 5).

Figure 1
Figure 1. Patte postérieure du rat nu préparé pour l'inoculation des cellules tumorales en image à travers un microscope opératoire. Un modèle, ramification de l'artère fémorale (FA), y compris l'artère superficielle épigastrique (SEA), artère grande anastomotique (DGA), l'artère poplitée (PA) et l'artère saphène (SA). Clips artériels placés sur la SA, PA et FA proximale ainsi que la ligature de l'EES; B, SEA a été coupé proximale de la ligature; C, la relaxation musculaire de la mer après plus de papavérine; D, l'incision de la MER (repris par une pince); E, l'insertion de l'aiguille dans la mer; F, l'aiguille fixée dans l'EES (externe fi xating appareil) et l'injection de cellules MDA-MB-231 cellules tumorales via la mer dans le DGA et le PA en vertu des clips.

Figure 2
Figure 2 A, MR humaine système (Symphony, Siemens, Allemagne) et une bobine maison construite pour l'excitation radiofréquence et de détection placé dans le scanner;. B, écran plat équipée volumétrique calculé tomographe (Volume CT, Siemens, Allemagne); C, clinique échographie système Acuson Sequioa 512 (Siemens-Acuson, Mountain View, CA).

Figure 3
Figure 3. Coupes axiales IRM. Le panneau de gauche, T2 IRM; panneau du milieu, l'amplitude A (DCE-MRI); panneau de droite, le taux de change constant k ep (DCE-MRI). Les flèches indiquent à des métastases osseuses. La carte en couleur pour les plages de données DCE-MRI du rouge (valeurs élevées) au bleu (valeurs faibles).

78/4178fig4.jpg "/>
Figure 4. Reconstructions 3D de CDV de la métastase osseuse ostéolytique (panneau de gauche) et une angiographie (panneau du milieu) ainsi que d'une section DCE-VCT dans l'orientation axiale de la mise en valeur de crête de paramètres (panneau de droite). La carte en couleur pour les plages de données DCE-CDV du rouge (valeurs élevées) au bleu (valeurs faibles).

Figure 5
Figure 5. Images américaines de mode B (morphologie, panneau de gauche), Doppler (perfusion, panneau du milieu) et CEUS (panneau de droite, l'amélioration de pic après injection de microbulles d'imagerie en temps réel de la vascularisation) d'une métastase osseuse.

Film supplémentaire 1. Cliquez ici pour voir le film supplémentaire .

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Le procédé d'induction osseuse expérimentale métastases présenté ici en combinaison avec les techniques d'imagerie permettent d'assurer le suivi des lésions ostéolytiques chez les rats nus longitudinalement. Dans notre modèle, MDA-MB-231 cellules humaines de cancer du sein sont injectés dans la mer qui est une anastomose entre l'artère iliaque via le tronc pudendoepigastric et l'artère fémorale. Par conséquent, le flux sanguin dans la région fourni de l'articulation du genou est maintenu après la ligature de l'EES. Les avantages de ce modèle par rapport aux modèles établis de métastases osseuses sont l'apparence du site-spécifique des métastases osseuses par rapport au modèle d'injection intracardiaque 11 et l'inclusion des processus pathogènes d'extravasation des cellules tumorales et la migration vers le tissu cible par rapport à le modèle d'injection du tibia 12. En outre, dans ce modèle une charge tumorale systémique, dans la diffusion viscérale particulier, est omis qui permet des études longitudinales sur soisemaine plufieurs, et permet ainsi la réduction des animaux nécessaires 1,13.

Le rôle de l'angiogenèse en tant que processus essentiel de promouvoir la prolifération des cellules tumorales et d'induire la résorption osseuse dans la pathogenèse des métastases osseuses a déjà été démontrée dans des études ex vivo 14,15. Ici, nous présentons dans les techniques d'imagerie in vivo de manière non invasive d'évaluer l'angiogenèse dans ces lésions demandent IRM, le CDV et des États-Unis. En utilisant un modèle de rat nude, des informations complémentaires de la vascularisation, y compris des informations fonctionnelles sur le volume sanguin et la perméabilité navire / perfusion (DCE-MRI, DCE-VCT), la morphologie navire en haute résolution (VCT angiographie), la perfusion (US Doppler) et en temps réel imagerie de la vascularisation (DCE-US) peuvent être obtenus 1-7,16.

Imagerie des paramètres angiogéniques utilisant l'IRM, le CDV et des États-Unis permet à l'élucidation du rôle pathogène de l'angiogenèse dans les métastases squelettiques non-invasive et in vivo 3,4,6. Une autre application pour les techniques d'imagerie mentionnés ci-dessus est l'étude des effets thérapeutiques dans des études longitudinales sur les thérapies anti-angiogéniques ou d'une norme pour les métastases osseuses. Pour la démonstration de la réponse pharmacologique, des études longitudinales couvrant jusqu'à 70 jours après l'inoculation des cellules tumorales avec des tailles de groupe entre 8 et 17 rats ont été effectuées afin de démontrer anti-tumorales, les effets anti-angiogéniques et anti-résorption 2-7,17. En raison de l'application de méthodes d'imagerie sur les scanners à usage humain dans un modèle animal cliniquement pertinent, les procédures présentées sont d'une valeur de translation élevée pour l'évaluation de la réponse au traitement chez les patients présentant des métastases osseuses 16.

En conclusion, l'utilisation de ce modèle animal spécifique au site des métastases du cancer du sein, des os aspects morphologiques et fonctionnelles de l'angiogenèse peuvent être visualisés de façon non invasive et in vivo

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Pas de conflits d'intérêt déclarés.

Acknowledgments

Ce travail a été soutenu par la Deutsche Forschungsgemeinschaft (SFB-TR 23 et TR-79 SFB, la tuberculose et le DK). Les auteurs tiennent à remercier Renate Bangert, Karin Leotta et Lisa Seyler pour l'assistance technique excellente.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
MDA-MB-231 human breast cancer cells American Type Culture Collection HTB-26
RPMI-1640 Invitrogen 61870
FCS Invitrogen 10270
Trypsin-EDTA Invitrogen 25300
Carprofen Rimadyl Pfizer Pharma GmbH PZN 110208
Magnevist Bayer-Schering PZN 6961516
Imeron 400 MCT Bracco PZN 228654
SonoVue Bracco PZN 1567358
Papaverin Alfa Aesar L 04152
Isofluran Baxter Internationl Inc. HDG 9623
Symphony (Magnetic resonance imaging) Siemens AG
Volume CT (Volumetric computed tomography) Siemens AG
Acuson Sequioa 512 (Ultrasound) Siemens-Acuson

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Bäuerle, T. Characterization of a rat model with site-specific bone metastasis induced by MDA-MB-231 breast cancer cells and its application to the effects of an antibody against bone sialoprotein. Int. J. Cancer. 115, 177-186 (2005).
  2. Merz, M., Komljenovic, D., Zwick, S., Semmler, W., Bäuerle, T. Sorafenib tosylate and paclitaxel induce anti-angiogenic, anti-tumor and anti-resorptive effects in experimental breast cancer bone metastases. Eur. J. Cancer. 47, 277-286 (2010).
  3. Bäuerle, T. Cilengitide inhibits progression of experimental breast cancer bone metastases as imaged noninvasively using VCT, MRI and DCE-MRI in a longitudinal in vivo study. Int. J. Cancer. 128, 2453-2462 (2011).
  4. Bäuerle, T., Merz, M., Komljenovic, D., Zwick, S., Semmler, W. Drug-induced vessel remodeling in bone metastases as assessed by dynamic contrast enhanced magnetic resonance imaging and vessel size imaging: a longitudinal in vivo study. Clin. Cancer Res. 16, 3215-3225 (2010).
  5. Bäuerle, T. Imaging anti-angiogenic treatment response with DCE-VCT, DCE-MRI and DWI in an animal model of breast cancer bone metastasis. Eur. J. Radiol. 73, 280-287 (2010).
  6. Bäuerle, T. Bevacizumab inhibits breast cancer-induced osteolysis, surrounding soft tissue metastasis, and angiogenesis in rats as visualized by VCT and MRI. Neoplasia. 10, 511-520 (2008).
  7. Merz, M., Komljenovic, D., Semmler, W., Bäuerle, T. Quantitative contrast-enhanced ultrasound for imaging anti-angiogenic treatment response in experimental osteolytic breast cancer bone metastases. Forthcoming (2012).
  8. Brix, G. Pharmacokinetic parameters in CNS Gd-DTPA enhanced MR imaging. J. Comput. Assist. Tomogr. 15, 621-628 (1991).
  9. Brix, G. Microcirculation and microvasculature in breast tumors: pharmacokinetic analysis of dynamic MR image series. Magn. Reson. Med. 52, 420-429 (2004).
  10. Tofts, P. S. Estimating kinetic parameters from dynamic contrast-enhanced T(1)-weighted MRI of a diffusable tracer: standardized quantities and symbols. J. Magn. Reson. Imaging. 10, 223-232 (1999).
  11. Arguello, F., Baggs, R. B., Frantz, C. N. A murine model of experimental metastasis to bone and bone marrow. Cancer Res. 48, 6876-6881 (1988).
  12. Kjonniksen, I., Winderen, M., Bruland, O., Fodstad, O. Validity and usefulness of human tumor models established by intratibial cell inoculation in nude rats. Cancer Res. 54, 1715-1719 (1994).
  13. Bäuerle, T. Treatment of bone metastasis induced by MDA-MB-231 breast cancer cells with an antibody against bone sialoprotein. Int. J. Oncol. 28, 573-583 (2006).
  14. Andersen, T. L. A physical mechanism for coupling bone resorption and formation in adult human bone. Am. J. Pathol. 174, 239-247 (2009).
  15. Nyangoga, H., Mercier, P., Libouban, H., Basle, M. F., Chappard, D. Three-dimensional characterization of the vascular bed in bone metastasis of the rat by microcomputed tomography (MicroCT). PLoS One. 6, e17336 (2011).
  16. Bäuerle, T., Semmler, W. Imaging response to systemic therapy for bone metastases. European Radiol. 19, 2495-2507 (2009).
  17. Bretschi, M. Cilengitide inhibits metastastic bone colonization in a nude rat model. Oncol. Rep. 26, 843-851 (2001).
Multi-modale d'imagerie de l'angiogenèse dans un modèle de rat nu des métastases osseuses du cancer du sein par imagerie par résonance magnétique, la tomodensitométrie et volumétrique ultrasons
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Bäuerle, T., Komljenovic, D., Berger, M. R., Semmler, W. Multi-modal Imaging of Angiogenesis in a Nude Rat Model of Breast Cancer Bone Metastasis Using Magnetic Resonance Imaging, Volumetric Computed Tomography and Ultrasound. J. Vis. Exp. (66), e4178, doi:10.3791/4178 (2012).More

Bäuerle, T., Komljenovic, D., Berger, M. R., Semmler, W. Multi-modal Imaging of Angiogenesis in a Nude Rat Model of Breast Cancer Bone Metastasis Using Magnetic Resonance Imaging, Volumetric Computed Tomography and Ultrasound. J. Vis. Exp. (66), e4178, doi:10.3791/4178 (2012).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter