Summary
Este protocolo descreve a manutenção regular e cuidados para manter as condições ideais para a criação de peixes-zebra. O vídeo ilustra o protocolo para a manutenção do sistema, regular da habitação, alimentação, reprodução e criação de larvas de peixe-zebra.
Abstract
Este protocolo descreve cuidados regulares e manutenção de um laboratório de peixe-zebra. Zebrafish estão ganhando popularidade em genética, a pesquisa farmacológica e comportamental. Como um vertebrado, partes zebrafish similaridade de sequência genética considerável com os seres humanos e estão a ser utilizados como um modelo animal para várias condições de doença humana. As vantagens do peixe-zebra, em comparação com os outros modelos de vertebrados comuns incluem fecundidade elevada, baixo custo de manutenção, os embriões transparentes, e rápido desenvolvimento. Devido ao estímulo do interesse em zebrafish pesquisa, a necessidade de estabelecer e manter uma instalação de alojamento produtiva do peixe-zebra também está aumentando. Embora a literatura esteja disponível para a manutenção de um laboratório de peixe-zebra, um protocolo de vídeo concisa é inexistente. Este vídeo ilustra o protocolo para regular da habitação, alimentação, reprodução e criação de larvas de peixe-zebra. Este processo vai ajudar os pesquisadores a entender o comportamento natural e ótimas condições de zebrafish criação e, portanto, solucionar problemas experimentais que se originam a partir das condições de criação de peixes. Este protocolo será de grande ajuda para os pesquisadores pretendem estabelecer um laboratório de peixe-zebra, e também para estudantes de graduação que estão pretendendo usar zebrafish como um modelo animal.
Protocol
1. Manutenção do Sistema
- Peixe-zebra são mantidos em um sistema de circulação que continuamente filtros e areja o sistema de água para manter a qualidade da água necessária para um ambiente aquático saudável. O sistema de circulação também ajuda a filtrar o excesso de alimentos e fezes dos peixes. Diferentes empresas fornecer sistemas de peixe-zebra, mas nós usamos sistemas de habitats aquáticos, EUA, em nosso laboratório. A temperatura ambiente ou a temperatura do reservatório é geralmente mantida entre 26-28,5 ° C e as condições de iluminação são 14:10 h (luz: escuridão). Um sistema de zebrafish de habitats aquáticos (por exemplo, sistema de bancada) custos ~ 9.000 USD. Este sistema de bancada com duas prateleiras pode conter seis de 10 litros, 12 litros, 3, 20 ou 1,5 litros tanques em cada prateleira. Várias linhas de peixe (por exemplo, transgénica, o tipo selvagem mutante) também pode ser alojado no mesmo sistema.
- Um conjunto de diferentes tipos de filtros são usados no sistema. No nosso sistema de água, a partir de todos os tanques passes através de um filtro de 120 micron almofada, de 50 micron canister filtro, filtro biológico, de carvão activo de absorção do filtro e filtro de desinfecção UV antes de ser circulado de volta para o tanque. Água De-chlorinated/aged é usado no sistema de peixe-zebra. A água pode ser de-clorados por envelhecimento durante pelo menos 48 h. Sob condições ideais, a água deve ser mantida num reservatório com uma bomba de circulação da água para o manter quente, e de acelerar a cloração.
- O pH da água do sistema deve ser verificada diariamente e mantido entre 6,8 e 7,5. Quando necessário, o bicarbonato de sódio deve ser utilizado para aumentar o pH.
- Tanques de peixes devem ser limpos regularmente. Para a limpeza de um tanque de peixe, fechar o fluxo de água para este tanque, drenar o excesso de água por tanque a inclinação para trás e para remover o tanque cuidadosamente a partir do sistema. Crescimento sujeira e algas serão aparentes na parte inferior e nos lados do tanque.
- Coloque o defletor em um tanque limpo, e encha com água de-clorada (aka Sistema water). Transferir cuidadosamente o peixe para este tanque com uma rede de pesca. Fechar a tampa e transferir a etiqueta com o nome do tanque. Com cuidado, coloque o tanque limpo no sistema e ligar o abastecimento de água.
- Para descontaminar o peixe líquido, spray com etanol 70%, lavar em água, e deixe secar antes de voltar a usar. Remova a placa defletora do tanque sujo e pulverizar as duas partes com etanol a 70%. Enxaguar abundantemente com água corrente e permitir que o tanque e defletor para secar completamente antes de voltar a usar.
- Os filtros do sistema de circulação têm de ser verificadas e alteradas regularmente para assegurar a sua devida função. Estes filtros devem ser trocados regularmente para garantir o abastecimento de água adequado e limpo para todos os tanques de peixes.
- O 120-micron almofada do filtro é normalmente reposicionado ou substituídos diariamente; reposicionar para o fluxo de água para usá-lo completamente, antes de substituir por uma nova.
- O filtro Canister devem ser mudadas semanalmente. Para alterar o filtro da vasilha, retire o filtro torcendo formigaiclockwise com uma chave ou mãos. Coloque uma folha de plástico ou uma toalha abaixo para evitar ou absorver o derramamento de água. Substituir o filtro da vasilha com um novo e encaixar a unidade de volta para o sistema de filtro, aperte cuidadosamente com as mãos e uma chave, se necessário.
- O filtro de carvão deve ser mudado quinzenal (de duas em duas semanas). Para trocar o filtro de carbono, remova a unidade de filtro de carbono cuidadosamente com uma chave. Descarte o carbono utilizado ativado e substituí-la com carvão ativado novo. Volte a colocar o suporte de carbono e colocá-lo de volta para a unidade de filtro. Encaixar a parte de trás da unidade de filtro dentro do sistema. Ligar o sistema e verificar se a água está a fluir para o filtro. Se necessário, lave um pouco de água através das tubulações para limpar a sujeira na tubulação antes de instalar o filtro no sistema.
- O filtro biológico deve ser limpa a cada seis meses. Um filtro biológico é geralmente localizado entre o cilindro e do filtro de carbono no sistema de circulação. Para alterar o filtro biológico, remove a unidade de filtro a partir do sistema. Libertar a pressão do filtro, premindo o botão de libertação da pressão. Desaperte o filtro com uma chave. Geralmente são necessárias duas pessoas para esta etapa. Remover a tampa da unidade de filtro. Esvaziar o conteúdo do filtro para dentro de um recipiente peneirado para separar o siporax da água. Nota: Siporax é uma multa de poros bio-filtro de mídia que tem a capacidade de executar tanto de nitrificação e desnitrificação.
- Se o siporax é muito sujo substituí-lo com o novo. Preencha o filtro com água do sistema (de-água clorada), feche a tampa, volte a unidade de filtro para o sistema e ligar o abastecimento de água. Nota: Em um aquário aclimatados, o siporax será o lar de várias bactérias nitrificantes. Estes microrganismos são essenciais para a manutenção do ciclo do azoto no interior do aquário, e remover o compartimento principal para o filtro biológico (o siporax sujo) pode resultar em um pico de amónia grave, acompanhada por um pico de nitrito, enquanto o new filtro biológico (com siporax novo) é re-estabelecer. Ambos estados intermediários do ciclo do nitrogênio pode ser tóxico para os organismos aquáticos, e pode matar peixe-zebra se não respondeu adequadamente. Portanto, é importante dispor de um filtro biológico secundário em outras partes do sistema de alojamento do peixe (por exemplo, no tanque de recolha de sistema de habitats aquáticos) para permitir que o repovoamento rápida destes microrganismos importantes na siporax novo.
- Filtros UV são utilizados para controlar os contaminantes de sistemas biológicos (por exemplo, bactérias), e deve ser substituído a cada 9-10 meses. Deve notar-se que a taxa de dose de UV filtro de desinfecção é ~ 110 mJ / cm 2, no início da vida da lâmpada e diminui a taxa de dose ao longo do tempo, pelo que é necessária a substituição do globo, mesmo quando ele parece estar ainda funcional.
2. Alimentação
- Peixe-zebra pode ser alimentado com ração seca (tamanho de alimento a partir de 100 micra para t larvaso 300/400 microns para peixes adultos) ou alimentos vivos (camarão de água salgada). Artémia (Artemia sp.) Ovos estão disponíveis em lojas de animais locais e pode ser chocado em laboratório, seguindo os passos descritos abaixo.
- Dissolver o sal do mar vermelho envelhecido em água, colocando uma proveta com o sal em um agitador magnético para uma melhor solubilidade. Alternativamente, o sal pode ser dissolvido em água por arejamento com o tubo de arejamento. Sal Instant Ocean também pode ser usado como uma solução de incubação, se o sal do mar vermelho não está disponível. Camarões de água salgada pode tolerar uma ampla gama de salinidade, no entanto, que eclodem nosso artémia (10-15 g) em 30-35 g / L de água salgada do mar vermelho. Nota: Em caso de Artemia salina ovos não estão facilmente disponíveis nas lojas de animais locais, em seguida, salmoura camarões encapsulados pode também ser utilizada depois de "decapping"-los em lotes antes de adicioná-los para a incubadora de camarão. Isso também pode evitar as viagens frequentes à loja de animais.
- Preencha o nascedouro camarão de água salgada com salt de água e adicione os ovos de camarão a uma concentração de 1,2 colheres de sopa / litro. Arejar o nascedouro vigorosa, com uma bomba de ar e deixar os ovos para chocar camarão de água salgada para ~ 48 h.
Nota: Deve notar-se que un enriquecido artémia perder valor nutricional de hora a hora após a eclosão. Por isso, pode ser apropriado ou escotilha durante 24 hr ou 48 hr enriquecer mais a fim de obter o máximo valor nutricional do artémia. - A água residual do sistema de incubação é adicionado aos resíduos de quarentena para ser desinfectados com lixívia e eliminados mais tarde.
- Para recolher os camarões salmoura, retirar o tubo de ar e permitir que a cultura que se contentar com 4-5 minutos, mas não mais de 10 min. Os camarões de água salgada nascidos reunir na parte inferior da Hatcher.
- Colete camarões salmoura utilizando a torneira no fundo da incubadora. Descartar o fluxo inicial, que consiste em não-nascidos de ovos camarão de água salgada.
- Separe os camarões de água salgada da água salgada, usando uma rede de coleta de salmoura camarão (~ 350 malha de nylon micron). Lave os camarões de água salgada a partir da rede em um recipiente com água do sistema.
- Os camarões salmoura recolhidos estão geralmente presentes em concentração elevada no fundo do recipiente dando-lhe uma cor, em vez de laranja.
- Alimentar os camarões de água salgada para o peixe-zebra com uma pipeta ou um frasco conta-gotas / squeezy. A quantidade de alimento distribuído depende do tamanho da população dos tanques individuais. A relação geralmente aceite para o peixe-zebra consiste em receber a 4% do peso corporal em alimento por dia. Zebrafish nunca deve ser superalimentados pois isso pode aumentar o nível de nitrato na água, possivelmente afetando a sua reprodução, ou viabilidade, como alguns peixes podem morrer devido a excessos.
- Após a injeção de alimentos para opeixes de água, com fome nadar para pegar os camarões de água salgada.
- Alimentação seca pode ser realizada através de um ecossistema aquático de / habitats aquáticos simples primavera baseada dispensador comida de peixe. Alternativamente, alimentação seca também pode ser realizada usando uma colher ou por corte simples, um conta-gotas de plástico com uma tesoura na diagonal para dar-lhe uma aparência de uma pequena colher.
3. Criação
- Zebrafish iniciar reprodução no início da luz. Ovos fertilizados podem ser obtidas através no tanque de criação ou reprodução em pares. Enquanto que em tanque de criação é um trabalho mais eficiente e é implementada para coleta de embriões regular em nosso laboratório, criação de pares é o preferido quando os genes ou mutações devem ser selecionados a partir de peixe.
- Por no tanque de criação, o criador montar-tanque e cair lentamente para o tanque de peixes após o aparecimento de luz. Em alternativa, no tanque de reprodução de set-up podem ser deixadas durante a noite no aquário.
- Lbeiral do reprodutor no tanque por cerca de 15 min para permitir que o peixe para acasalar antes de remover o criador do tanque e recolher os ovos.
- Criação de pares-se habitualmente no final da tarde após a alimentação.
- Monte o tanque de criação e preenchê-lo com água do sistema de idade.
- Transferir uma fêmea e um macho para lados opostos do tanque de reprodução. As fêmeas podem ser distinguidos dos machos, devido à sua maior ventre. Os machos podem também ser distinguidos das fêmeas, porque eles são mais delgados e de cor mais escura do que as fêmeas. Além disso, os machos têm coloração mais amarelo na barbatana anal entre mulheres (ver Figura 1). Ao olhar em dúvida para o ovipositor no peixe-zebra fêmea (ver Figura 4).
- Remover o divisor na manhã seguinte logo após o início da fase iluminada. Permitir que o acasalamento ocorrer em repouso durante 20 min ou até que um número suficiente de embriões são colocados no fundo do tanque.
- Após o acasalamento,devolver o peixe para os seus tanques. Recolher os ovos usando um filtro.
- Lavar os embriões cuidadosamente com água do sistema.
- Transferir os embriões para uma placa de Petri, por lavagem do filtro com meio de embrião; aka EM3 (NaCl, 13,7 mM; KCl, 0,54 mM; MgSO4, 1,0 mM; CaCl 2, 1,3 mM, Na 2 HPO 4, 0,025 mM; KH 2 PO 4, 0,044 mM; NaHCO3, 4,2 mM).
- Os embriões podem ser observados ao microscópio. Os ovos fertilizados são então separados dos ovos não fertilizados, usando uma agulha e uma pipeta (ver Figura 3).
4. Levantamento de larvas
- Os ovos fertilizados são mantidos na incubadora (~ 28,5 ° C) durante 72 horas até que as larvas tenham eclodido.
- Agora as larvas estão fora do córion e natação livremente eles estão prontos para transferir para um tanque de peixes principal. As larvas devem ser alimentados a partir de 5 dias pós-fertilização (dpf) e são mantidas em meio de embrião (composição descrita noParte 3, 10) ou de água do sistema. As larvas podem ser mantidas em pratos redondos com ~ 50% ou mais de água nele mudado diariamente. A troca de água deve incluir a remoção de larvas mortas ou doentes e qualquer outros detritos.
- Transferir as larvas suavemente para dentro de um tanque que contém um deflector de tamanho pequeno (cerca de 300-400 microns). Larvas mortas e doentes devem ser removidos e alguns mililitros de água deve ser adicionado lentamente, numa base diária.
- Após 14 dias, os tanques de larvas podem ser arquivados no sistema, e é fornecido com uma pequena corrente de água de ciclismo (1-2 gotas por segundo). Como as larvas crescem, o fluxo de água pode ser aumentada. Os tamanhos diferentes de placas deflectoras pode ser utilizado, dependendo do tamanho das larvas (por exemplo, tamanho do deflector 300-400, 500, 700-750, e 1000 microns) e um deflector de plástico normal, devem ser usados para o peixe adulto.
- Ele normalmente leva três meses para os embriões se desenvolvem em adultos sexualmente maduros.
Representative Results
Zebrafish habitação e manutenção é mais fácil e mais barato do que os modelos tradicionais de roedores. Zebrafish mil Várias podem ser alojados em um pequeno laboratório. Como resultado deste protocolo, os pesquisadores serão capazes de gerir uma instalação zebrafish que irá proporcionar condições saudáveis para o peixe-zebra. Além disso, os exemplos seguintes irão ajudar a identificar os ovos fertilizados, peixe-zebra adultos, e os seus alimentos. Uma ilustração de um peixe-zebra macho (Figura 1A) e peixe-zebra fêmea (Figura 1B e 1C) é mostrado para ajudar os investigadores a distinguir entre um macho e uma fêmea para reprodução zebrafish propósito A Figura 2 representa uma vista microscópica;. Camarões salmoura a 12X (Figura 2A), uma artémia único a 90X (Figura 2B), e de um ovo não fertilizado camarão salmoura a 90X (Figura 2C). Isso vai ajudar a compreender a diferença entre camarões de água salgada não fertilizados e fertilizados para propalimentação fins ER. Os ovos fertilizados e não fertilizados são mostrados na Figura 3. Figura 3A ilustra uma vista microscópica de embriões fertilizados e não fertilizados. Embriões não fertilizados são geralmente opacos e / ou com a célula rompido (s) no interior do córion (seta preta), ao passo que os embriões fertilizados parece intacto e em crescimento para o próximo estado de divisão celular (para leitura detalhada das diferentes fases de embriões zebrafish ver 1). Vista de uma maior ampliação Figura fertilizado e um ovo não fertilizado é mostrado na Figura 3B e 3C, respectivamente. 4 ilustra um ovipositor zebrafish fêmea para ajudar os investigadores a distinguir entre um macho e uma fêmea de peixe zebra.
Vários problemas críticos que podem ocorrer em um laboratório zebrafish incluem o bloqueio do abastecimento de água para indivíduo / todos os tanques do sistema de habitação, má qualidade da água, e vazamentos em tubos ou reservatórios do sistema de circulação. Além disso,problemas na obtenção de embriões a partir de reprodução pode ser outra preocupação. Solução de problemas destas questões é discutido abaixo.
Figura 1. Uma ilustração de um peixe-zebra macho (A) e peixe-zebra fêmea (B, C).
Figura 2. Uma vista microscópica de camarões de água salgada a 12X (A), um artémia único a 90X (B), e de um ovo não fertilizado camarão salmoura a 90X (C).
Figura 3. Vista microscópica (16X) de ovos fertilizados e não fertilizados, em que apenas dois ovos não fertilizados são, os ovos não fertilizados são indicadas com setas pretas (A). Maior ampliaçãovisão (90X) de um. fertilizado (B) e um ovo não fertilizado (C)
Figura 4. Ovipositor Um peixe-zebra fêmea (indicado com a seta preta) ilustração.
| Parâmetro | Faixa ótima |
| Alcalinidade | 50-150 mg / L CaCO3 |
| pH | 6,8-7,5 (6,0-8,5 tolerada) |
| Temperatura | 26-28,5 ° C |
| Dureza | 50-100 mg / L CaCO3 |
| Amônia não ionizada | <0,02 mg / L |
| Nitrato (NO 3 -) | <50 mg / L |
| O nitrito (NO 2 -) | <0,1 mg / L |
| Oxigênio dissolvido | > 6,0 mg / L |
| Salinidade | 0,5-1 g / L |
| Condutividade | 300 -1500 uS |
Tabela 2. Parâmetros de qualidade de água. Parâmetros de qualidade de água. Faixa ideal de parâmetros ambientais no aquário do peixe-zebra 11.
Discussion
Zebrafish origem no rio Ganges, no norte da Índia e estão se tornando populares em pesquisa, tanto adulto e sua larva 2, revisado por Spence et al. 3. Peixe-zebra possuem várias vantagens sobre outros modelos animais, tais como elevada fecundidade, facilidade de manutenção, a depuração óptico de embriões, o desenvolvimento embrionário rápida e baixo custo de manutenção. Eles são passíveis de manipulação genética 6 e adequado para rastreio de alto rendimento de drogas 4,5. Sua fertilização é externa que é vantajoso para a sua utilização pelos biólogos do desenvolvimento. Devido a estas características favoráveis, zebrafish estão ganhando popularidade em genética 7, 8 farmacológica e pesquisa comportamental 9,10. Há um número de desafios para a manutenção de uma instalação de criação de peixe-zebra e para a obtenção de embriões de peixe zebra. Aqui, descrevemos nossas experiências e recomendações para enfrentar esses desafios e Øutline um protocolo para a manutenção do sistema, alimentação, reprodução e criação das larvas.
Manutenção do sistema
Para manter o peixe-zebra em condições saudáveis, é importante proporcionar-lhes com um ambiente limpo, em um sistema de aquário que funcione correctamente. Uma parte importante deste sistema é a troca dos filtros regularmente, de modo que todos os tanques de receber o fluxo de água adequada e água limpa. É vital para evitar a interrupção do fornecimento de água de bicicleta para cada tanque devido às tubulações do sistema bloqueadas. Os tubos podem ser limpos com um caudal mais elevado do que a pressão normal de água e se o bloqueio ocorrerá. O ideal, em torno de 10% da água do sistema deve ser substituído diariamente para manter a boa qualidade da água. Alternativamente, a água pode ser substituído enquanto mudando a vasilha ou filtro de carbono. Isto assegura que a sujidade depositada nos tubos de ligação destes filtros é removido. A qualidade da água deve ser verificado em uma base regular. Parâmetros como pH, alcalinidade, temperature, dureza, amônia, oxigênio dissolvido, salinidade e condutividade devem ser considerados como fatores importantes para representar a qualidade da água do sistema (ver Tabela 2 para detalhes). No mínimo, nitrato, pH, temperatura e devem ser monitorados em uma base regular para assegurar a boa qualidade da água para o peixe-zebra habitação. Ideal nitrato (NO 3 -), os níveis são <50 mg / L 11, se estes níveis elevados pode ser reduzida através da substituição da água do sistema de circulação com a água do sistema de fresco. Ocasionalmente, os filtros não se encaixam bem e vazar por isso recomenda-se verificar se há algum vazamento após uma mudança de filtro. Se o fluxo de água do reservatório principal está bloqueada ou depois de alterar a bomba de água ou a alteração de um filtro, o caudal de água pode ser restaurado ou desapertar ou remover o filtro durante alguns segundos, para eliminar quaisquer vácuo sendo gerada nos tubos. O tempo necessário para mudar os filtros podem variar dependendo de vários factores tais como o total de carga biológica on do sistema, limpeza de filtros de outros, e sujidade depositada nos tubos. Assim, os filtros devem ser imediatamente alterado se eles aparecem sujos ou se todos os tanques não estão recebendo o abastecimento de água correta. Recomenda-se também de que a rede de pesca ser limpa com etanol a 70%, e enxaguada em água para descontaminar, e deixou-se secar antes de ser reutilizado. Secagem garante a evaporação do etanol, que de outra forma é tóxica para os peixes.
A maioria dos sistemas de peixe-zebra de usar-clorados água da torneira, no entanto, alguns sistemas utilizam água desionizada. É importante manter a condutividade da água do sistema entre 300 e ~ 1500 uS pois isso reduz a energia do peixe tem de manter os sais do corpo. Portanto, peixe-zebra não podem ser mantidas em água desionizada, a menos que os sais são adicionados para manter os níveis de condutividade óptimas. Existe o risco de possíveis concentrações de cobre elevadas no sistema de água se a água da torneira é usado porque o filtro de carvão não remover o cobre. Assim, users deve verificar se as concentrações de cobre e evitar cobre tubulação onde for possível.
Alimentação
Zebrafish nunca deve ser superalimentados pois isso pode aumentar o nível de nitrato na água, possivelmente afetando sua criação 11, ou viabilidade, como alguns peixes podem morrer devido a excessos. Recomendamos não fornecendo mais alimentos durante qualquer uma alimentação de um tanque de peixes pode terminar dentro de 10 min. É muito importante para remover o sal da salmoura antes de os camarões alimentá-los para o peixe-zebra, como a concentração de sal em excesso provoca a morte. Se mais ovos zebrafish são requeridos, os peixes podem ser alimentados três vezes por dia. Limpeza dos tanques de peixes reprodutores diária também melhora os níveis de produção de ovos.
Ao alimentar os sistemas aquáticos Habitats costumamos desligar a bomba de água e bomba de ar para permitir que o peixe para comer a comida para 10 min. Isso diminui a quantidade de alimentos que é arrastado para os filtros. No entanto, os usuários devem ter o cuidado de reaisbrasa para ligar as bombas novamente mais tarde.
Criação
Zebrafish são geralmente em condição de reprodução ideal entre a 3 e 18 meses de idade. Criação de pares não deve ser realizado durante dois dias consecutivos 11, porém, no tanque de criação pode ser realizado diariamente como um tanque pode conter muitos peixes que reduz a possibilidade de o mesmo par de peixes que estão sendo criados por dois dias seguidos. Reprodução deve ser feita em intervalos regulares, mesmo se os ovos não são necessários. Este processo irá assegurar o ciclo de reprodução do peixe é mantido. Recomenda-se que existem mais mulheres que homens em uma criação de set-up. Zebrafish Masculino mudar suas parceiras em um 12 base diária, que apóia essa recomendação. Além disso, dentro do nosso laboratório que inicialmente teve problemas com a reprodução, no entanto, usando mais mulheres que homens em uma criação de set-up ajudou a resolver o problema. Além disso, a alimentação com um alto teor de proteína content dieta e artémia 2-3 vezes por dia, a partir de tanques de peixes de mistura diferentes (de pais diferentes), mantendo a temperatura da reprodução set-up entre 27 e 28 ° C, e apertando as barrigas das fêmeas com tubos de ovário bloqueadas usando massagem suave melhorada produção de ovos. Recomendamos manter um registro de linhas de peixe / origens para evitar in-breeding entre irmãos. Isto melhora ainda mais a produção de embriões. Manter um registro do número de embriões definidos por peixes de cada tanque também é recomendado. Isto ajuda com a manutenção de uma faixa de tanques de piscicultura melhores e tomando medidas para melhorar a reprodução nos peixes não colocar ovos.
Levantamento de larvas
Alimentação das larvas deve começar a partir de 5 dpf (dias fertilização post). Larvas jovens podem ser alimentados com ração seca de ~ 100 microns de tamanho (por exemplo, ZM100) ou alimento vivo, como paramécio e rotíferos (que estimula o crescimento). O tamanho de alimentos pode ser aumentada lentamentea 200 microns (por exemplo, ZM200) ou 300/400 microns (por exemplo, ZM300). A população de peixes adultos devem ser em torno de 6-7 peixe por litro de água. Esta prática é recomendada para uma melhor manutenção de DBO (Demanda Biológica de Oxigênio) para os tanques.
Disclosures
Não há conflitos de interesse declarados.
Acknowledgments
Os autores gostariam de agradecer a Tammy Esmaili por sua assistência na gestão de consumíveis de laboratório. AA é o destinatário de uma Bolsa de Doutoramento do Centro de Excelência para a Investigação da Doença de Alzheimer e Cuidados, Faculdade de Ciências Médicas, Edith Cowan University. MC recebe doutoramento apoio financeiro do Rotary Club, Perth. AM, GV, KT, e RNM são financiados pela fundação britânica Alzheimer Research McCusker.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Zebrafish circulating system | Aquatic Habitats, USA | AHAB stand-alone, bench-top systems | |
| Sodium Bicarbonate | Sigma Aldrich | S6297 | |
| Fish food dispenser/Dry food feeder | Aquatic Habitats, USA | AH19 | |
| Microscope | Olympus | SZX12 | |
| Dry Food | ZM Fish food, UK | ZM100, ZM200, ZM300 | |
| Brine shrimp eggs | Salt Creek, Inc., USA | Premium Grade | |
| In-tank breeders | Aquatic Habitats, USA | ITSTS-A | |
| Activated carbon | Penn-Plax Pro-crab, USA | PBC3MF | |
| Breeding tanks | Aquatic Habitats, USA | SBTANK (1L) Breeder Tank-2 (2L) |
|
| Red sea salt | Red sea salt, USA | Local pet store/ www.redseafish.com |
|
| Filters (Canister, filter pads, and UV) | Aquatic Habitats, USA | aquatichabitats.com | |
| Siporax Media | Aquatic Habitats, USA | BF 820 | |
| Brine shrimp net | Aquatic Habitats, USA | BSN 1 | |
| Brine shrimp hatcher | Aquatic Habitats, USA | BS252 | |
| Baffles | Aquatic Habitats, USA | aquatichabitats.com | |
| Table 1. Table of specific reagents and equipment used in this protocol. | |||
References
- Kimmel, C. B., Ballard, W. W., Kimmel, S. R., Ullmann, B., Schilling, T. F. Stages of embryonic development of the zebrafish. Dev. Dyn. 203, 253-310 (1995).
- Avdesh, A., et al. Evaluation of color preference in zebrafish for learning and memory. J. Alzheimers Dis. 28, 459-469 (2012).
- Spence, R., Gerlach, G., Lawrence, C., Smith, C. The behaviour and ecology of the zebrafish, Danio rerio. Biol. Rev. Camb. Philos. Soc. 83, 13-34 (2008).
- Best, J. D., et al. Non-associative learning in larval zebrafish. Neuropsychopharmacology. 33, 1206-1215 (2008).
- Wolman, M. A., Jain, R. A., Liss, L., Granato, M. Chemical modulation of memory formation in larval zebrafish. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 108, 15468-15473 (2011).
- Rosen, J. N., Sweeney, M. F., Mably, J. D. Microinjection of Zebrafish Embryos to Analyze Gene Function. J. Vis. Exp. (25), e1115 (2009).
- Gerlai, R. Zebra fish: an uncharted behavior genetic model. Behav. Genet. 33, 461-468 (2003).
- Eddins, D., Petro, A., Williams, P., Cerutti, D. T., Levin, E. D. Nicotine effects on learning in zebrafish: the role of dopaminergic systems. Psychopharmacology. (Berl). 202, 103-109 (2009).
- Colwill, R. M., Raymond, M. P., Ferreira, L., Escudero, H. Visual discrimination learning in zebrafish (Danio rerio. Behav. Processes. 70, 19-31 (2005).
- Blaser, R. E., Chadwick, L., McGinnis, G. C. Behavioral measures of anxiety in zebrafish (Danio rerio). Behav. Brain Res. 208, 56-62 (2010).
- Westerfield, M. A guide for the laboratory use of zebrafish (Danio rerio). THE ZEBRAFISH BOOK. , 5th, University of Oregon Press. Eugene. (2007).
- Delaney, M., et al. Social interaction and distribution of female zebrafish (Danio rerio) in a large aquarium. Biol. Bull. 203, 240-241 (2002).
