Summary
Nous présentons ici un modèle de transplantation rénale chez le rat afin d'évaluer de façon non invasive rejet aigu d'allogreffe utilisant la tomographie par émission de positons au 18F-FDG.
Abstract
Le nombre de patients atteints de maladie rénale en phase terminale, et le nombre de receveurs d'une allogreffe rénale augmente continuellement. Les épisodes de rejet aigu d'allogreffe cellulaire (AR) sont un facteur de mauvais pronostic pour la survie de l'allogreffe à long terme, et son diagnostic précoce est crucial pour la fonction allogreffe 1. À l'heure actuelle, AR ne peut être définitivement diagnostiquée par biopsie à l'aiguille-aiguille, qui, comme une méthode invasive, découvre un risque important de blessure ou même la perte du greffon. De plus, les biopsies ne sont pas réalisables chez les patients prenant des anticoagulants et le site d'échantillonnage limité de cette technique peut entraîner des résultats faussement négatifs si l'AR est focale ou inégale. En conséquence, cela a donné lieu à une recherche permanente de nouvelles méthodes de détection AR, qui doit souvent être fait chez les animaux, y compris l'utilisation de différents modèles de transplantation.
Depuis le début des années 60, la transplantation rénale de rat est une méthode expérimentale bien établie pour l'examination et l'analyse des AR 2. Nous ici présents en plus petit animal positron emission tomography (PET) avec 18 F-FDG (FDG) pour évaluer AR dans un uninéphrectomisés modèle transplantation rénale de rat allogénique et proposer imagerie FDG-PET greffe comme une nouvelle option pour un non-invasive, précise et le diagnostic précoce de l'AR aussi pour la situation humaine 3. En outre, cette méthode peut être appliquée pour le suivi pour améliorer la surveillance du rejet de greffe 4.
Protocol
1. Récupération de donneur d'organe
- Mettre en place le microscope stéréotaxique, poids record de la semaine 8-10 rat (donneur et receveur poids corporel doit correspondre).
- Anesthésier le rat donneur (Lewis Brown Norway F1, F1 LBN) utilisant de l'oxygène / inhalation isoflurane (isoflurane 4% / 2 L / min d'oxygène). Maintenir une anesthésie par isoflurane abaissement à 2-2,5%.
- Placez le rat anesthésié sur le pavé de la chirurgie. Fixer les extrémités du rat avec du ruban adhésif sur le tampon et appliquer une pommade ophtalmique (Bepanthen, Bayer) aux yeux du rat.
- Rasage et désinfecter l'abdomen du rat et d'effectuer une incision médiane ventrale du pubis à l'extrémité caudale du foie. Exposer le rein gauche et ses navires en déplaçant soigneusement l'intestin vers le côté droit. Placez une feuille mince de gaze sur le rein gauche et l'humidifier avec une solution saline isotonique réchauffé pour éviter la dessiccation.
- Disséquer soigneusement le tissu adipeux avec Dumont Forceps de pointe est inclinée (SS-Dumont45 Forceps Inox médical, Outils Fine Science, art 11203-25) enveloppant l'uretère gauche. Évitez tout contact direct avec l'uretère, au contraire, mobiliser suffisamment les tissus environnants graisse.
- Séparez la veine rénale gauche de l'artère rénale en utilisant Dumont forceps de pointe est inclinée. Retirez tous les tissus adipeux et conjonctif de deux navires et cautériser les vaisseaux surrénales et des testicules.
- Disséquer l'aorte et la veine cave inférieure (VCI) au-dessus et au-dessous de sa jonction avec l'artère rénale gauche et la veine, respectivement, et cautériser toutes les artères sortants.
- Fixer l'aorte sus-rénale avec une pince de microchirurgie (Micro Serrefines, Outils Fine Science, art 18055-04) au-dessus de l'artère rénale gauche, aussi près que possible de l'artère mésentérique supérieure. Ligaturer l'aorte sous-rénale utilisant la soie chirurgicale (5-0, Vömel, réf. 14739) environ 5 mm au-dessous de l'artère rénale gauche.
- Ligaturer la veine cave inférieure rénal avec de la soie chirurgicale (5-0, Vömel), et serrer la VCI surrénaleavec une pince de microchirurgie (Micro Serrefines, Outils Fine Science, art 18055-03).
- Couper la veine rénale aussi près que possible de l'IVC l'aide de ciseaux fins (Iris Ciseaux - ToughCut droite 11,5 cm, Outils Fine Science, art 14058-11).
- Perfuser lentement le rein in situ avec 2 solution de perfusion HTK glacée ml (CUSTODIOL HTK, le Dr Franz Köhler Chemie) par l'insertion d'une canule (Microlance 3 27G ¾, BD, art 302200) dans le aorte sous-rénale. Assurez-vous que les changements de couleur rénales (maintenant olivâtre).
- Tout d'abord, transect l'aorte surrénale, puis l'aorte et enfin l'uretère aussi proche que possible de la vessie.
- Enlever le rein et sa vascularisation avec l'uretère et le ranger dans la solution de perfusion HTK sur la glace.
- Euthanasier le rat des bailleurs de fonds en enlevant les pinces vasculaires et l'excision consécutive du cœur sous anesthésie.
2. Bénéficiaire préparation et la transplantationtion
- Mettre en place le microscope stéréotaxique, poids record du rat.
- Anesthésier le rat destinataire (Lewis) en utilisant l'isoflurane 4%. Maintenir une anesthésie par isoflurane abaissement à 2-2,5%.
- Placez le rat anesthésié sur le pavé de la chirurgie. Fixer les extrémités du rat avec du ruban adhésif sur le tampon et appliquer une pommade ophtalmique pour les yeux du rat `. Surveillance et contrôle de la température centrale du corps en utilisant un capteur de température rectale et un coussin chauffant. Pendant la chirurgie contrôler répétitive température, la respiration et le rythme cardiaque de l'animal.
- Rasage et désinfecter l'abdomen et d'effectuer une incision médiane ventrale du pubis à l'extrémité caudale du foie. L'utilisation d'un scalpel forcutting la peau afin de minimiser le traumatisme de la peau. Exposer le rein gauche et ses navires en déplaçant l'intestin vers le côté droit.
- Retirez délicatement la capsule rénale utilisant Dumont forceps de pointe est inclinée et des cotons-tiges.
- Obstruer l'artère rénale gauche, la veine et de l'uretère à proximité de l'insuffisance rénalehile avec deux ligatures avec du fil chirurgical (Mersilene 4-0, Ethicon, cat. no. EH6732H). L'excision de la plus grande partie du rein, ne laissant que l'hile rénal. Nettoyer la surface de coupe avec des cotons-tiges et vérifier les saignements. Ajouter un autre ligature si nécessaire.
- Disséquer soigneusement carrément à travers le tissu conjonctif qui couvre la aorte et la veine cave caudale sur le site avec des cotons-tiges.
- Séparez toute nerf visible de l'aorte et la veine cave utilisant Dumont forceps de pointe est inclinée.
- Disséquer soigneusement à travers la feuille de tissu conjonctif entre l'aorte et la veine cave, en formant deux ouvertures de longueur 4.2 mm: Le dessous de la première ramification des vaisseaux testiculaires, et la seconde une au-dessus de la ramification des vaisseaux iliaques primitives. Cautériser les artères et les veines iliolombaires entre les deux.
- Dessinez un seul fil chirurgical (Mersilene 0;. Ethicon, chat no.EH6665E) par chacune des deux ouvertures. L'utilisation de ces discussions tirent la infrarénaleaorte et la veine cave en douceur vers le côté droit de l'animal pour avoir accès aux navires de ramification sur le site dorsale. Cautériser un de ces bateaux entre les deux ouvertures et retirer les fils chirurgicaux par la suite.
- Ensuite, boucher l'aorte et IVC par l'application horaire de quatre pinces de microchirurgie (Micro Serrefines, Outils Fine Science, art 18055-04) commençant à l'ouverture supérieure de l'aorte et se terminant avec la veine cave supérieure à l'ouverture (Micro Serrefines , Outils de belle science, art 18055-03).
- Ensuite soigneusement percer la fin supérieure de la partie isolée de l'aorte avec une aiguille (27G Microlance 3 ¾, BD, art 302200), insérer la lame inférieure des ciseaux de printemps fine (Vannas Ciseaux de printemps - 3 mm Lames, Beaux Sciences outils, cat.no 15000-00) à travers l'ouverture de ponction et d'effectuer une incision longitudinale brève. Rincez l'aorte isolée avec une solution de perfusion HTK-froid glace pour enlever toute trace de sang restant.
- De même, soigneusement percerla terminaison inférieure de la partie isolée de la veine cave par une aiguille, à insérer la lame inférieure d'un ciseau à ressort bien à travers l'ouverture de la perforation et à effectuer une incision longitudinale se terminant peu au-dessous de l'incision aortique. Encore une fois, rincer la cuve pour éliminer toute trace de sang restant.
- Retirer la greffe de rein de la solution de stockage. Placez-le au-dessous de l'ancien poste du rein gauche, et de s'assurer qu'il est correctement orienté.
- Vérifiez l'orientation de l'artère rénale des greffes et s'assurer qu'il n'y a pas de rebondissements. Ensuite, placez une feuille mince de gaze sur la greffe et l'humidifier avec une solution de perfusion HTK glacée pour le refroidir, et pour éviter la dessiccation.
- Fixer l'ouverture de la partie surrénale de la pièce aortique dans laquelle l'artère rénale du greffon s'ouvre sur de fil chirurgical (Ethilon 9-0, Ethicon, chat sans 2809G..) - D'abord à la partie supérieure, puis à l'extrémité inférieure de l'incision de l'aorte. Fermer l'incision dans le sens horaire avec une suture continue avec du fil chirurgical(Ethilon 9-0), Dumont forceps de pointe est inclinée et un porte-aiguille Castroviejo courbe (Outils Fine Science, cat. No. 12061-01). Ensuite, couvrir la première suture avec le tissu conjonctif par une seconde suture continue dans le sens antihoraire. Or, seule la partie inférieure de la pièce de la greffe aortique reste à être fermée. Régulièrement refroidir la greffe avec une solution de perfusion HTK froid glace.
- Perfuser le greffon avec 1 ml de solution de perfusion HTK à froid de la glace à travers une aiguille émoussée inséré dans l'extrémité ouverte de la pièce de greffe aortique valider l'étanchéité et l'intégrité du fil de suture, tout en éliminant le sang restant dans le greffon. Ensuite, ligaturer l'extrémité ouverte de la pièce aortique avec de la soie chirurgicale (5-0, Vömel).
- Vérifiez l'orientation de la veine rénale des greffes et s'assurer qu'il n'y a pas de rebondissements.
- Fixer l'ouverture de la veine de la greffe avec du fil chirurgical (Ethilon 9-0) - d'abord à la partie supérieure, puis à l'extrémité inférieure de l'incision à la veine cave. Fermer l'incisiondans le sens horaire avec une suture continue avec du fil chirurgical (Ethilon 9-0), Dumont forceps de pointe est inclinée et un porte-aiguille Castroviejo courbe. Régulièrement refroidir la greffe avec une solution de perfusion HTK froid glace.
- Antihoraire retirer les pinces de microchirurgie, en commençant par la veine cave supérieure pince. Après avoir enlevé la dernière clamp aortique, arrêter une hémorragie soigneusement finalement doux avec des cotons-tiges. Après quelques secondes, la greffe se tournera rose-teintées, et les contractions uretric devrait apparaître.
- Pour l'insertion de l'uretère de greffes dans la vessie de l `destinataire retirez délicatement une petite parcelle de la musculature au sommet de la vessie à l'aide d'un ciseau de printemps Vannas (Student Vannas ciseaux de printemps droites, Outils Fine Science, art 91500-09 ). Ensuite, retirez le tissu environnant (essentiellement la graisse) de l'uretère par greffage utilisant Dumont forceps de pointe est inclinée. Par conséquent, prenez soin de la pointe de l'uretère et doucement séparer la graisse, le tissu conjonctif environnant et les vaisseaux embarqués from, il en les tirant dans la direction opposée. Fixer la pointe uretric à l'extrémité d'un fil chirurgical (Prolene 6-0, Ethicon, cat. No. 8697H) et perforer le haut préalablement préparée de la vessie avec l'aiguille fixée. Tirez l'uretère à travers la vessie et le quitter à la base à travers une deuxième perforation.
- Fixer le préalable de l'uretère tissus séparés au sommet de la vessie avec du fil chirurgical (Ethilon 9-0). Couper le bout de l'uretère avec le fil chirurgical ci-joint et tirer l'uretère arrière dans la vessie en poussant délicatement vers le bas. Ensuite, fermez le deuxième ponction de la vessie avec du fil chirurgical (Ethilon 9-0).
- Près de la paroi abdominale et de la peau par deux sutures continues mais séparées à l'aide de fil de suture chirurgical (Mersilène 0). Désinfecter la plaie à l'aide d'iode Pividon et administrer la buprénorphine (0,1 mg par kg / BW / bid) sc pendant trois jours après la chirurgie pour contrôler la douleur de la plaie.
3. Imaging rejet d'allogreffe
- Anesthésier rat non à jeun en utilisant l'isoflurane 2-2,5%.
- 30 MBq FDG (30 MBq FDG dans 0,1 ml de NaCl à 0,9%) est administré par voie intraveineuse par cathétérisme d'une veine latérale de la queue à l'aide d'un cathéter 24 G (Braun, Introcan, 4252500-01). Par la suite, purger le cathéter avec une solution de 0,9 ml de NaCl 0,9%.
- Laissez le rat dans un dispositif de retenue sans anesthésie jusqu'au début du balayage et hydrater l'animal par injection intraveineuse de 1 ml de solution de NaCl à 0,9% horaire.
- Rat Re-anesthésier immédiatement d'utiliser l'isoflurane 2% avant la numérisation commence.
- Placez rat anesthésié dans une chambre haute résolution basée sur plusieurs fils animal de compagnie caméra quadHIDAC (Oxford Positron Systems Ltd, Oxford, Royaume-Uni). La résolution spatiale de l'analyseur de PET est de 1,0 mm et est constant sur l'ensemble du champ de vue (diamètre 165 mm, longueur axiale, 280 mm). Surveillance et contrôle la température du corps au cours du balayage à l'aide d'un capteur de la température rectale et de l'anesthésie de commande avec un oxymètre d'impulsion.
- Commencez acquisition dynamique pour 60 mà partir de 180 min après FDG-injection pour réduire l'accumulation du traceur dans les reins causées par l'excrétion rénale du FDG.
- Appliquer 5 18 MBq de fluorure F-IV et effectuer un autre TEP immédiatement après l'injection 18 F-fluorure pendant 60 minutes sans déplacer la position du rat dans le scanner d'identification de parenchyme rénal et pour le calcul du F-18 dégagement 5. Reconstruire des images à partir de deux scans. Tracer manuellement un volume d'intérêt (VOI) sur les images reconstruites 2 min après injection 18 F-fluorure (perfusion phase) autour cortex rénal et de transférer le VOI aux images FDG. Exclure soigneusement le bassinet du VOI. Reconstruire des images à partir de deux scans et de tracer manuellement un volume d'intérêt (VOI) autour cortex rénal. Données en mode liste ont été reconstituées en images avec une taille de voxel de 0,4 × 0,4 × 0,4 mm 3. Exclure soigneusement le bassinet du VOI.
- Calculer FDG par le rapport of comptes totaux et le volume et calculer le pourcentage de la dose injectée (% ID). Nous avons utilisé MATLAB (version R2011b, MathWorks, Natick, MA, USA) et imagerie tomographique (TIM) Version 2.8 pour l'analyse d'image.
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Representative Results
Histologie
Au cours de leucocytes AR, à savoir principalement les lymphocytes T sont recrutés dans la greffe, alors que la gravité du rejet se traduit par le degré d'inflammation. Dans le (PAS) coloration acide périodique Schiff représenté ici (Figure 1), l'allogreffe rénale montre des signes histologiques significatives de AR, à savoir glomérulite, tubulite, endothelialitis et l'infiltration du greffon (Figure 1, ATX POD4) (POD = jour postopératoire) alors que les signes de rejet sont absents dans les reins de contrôle natif (Figure 1, CTR), les cellules infiltrant greffés de cellules actives très métaboliquement qui consomment de grandes quantités de glucose. Toutefois, si celle-ci est remplacée par FDG, cela va s'accumuler dans les cellules et peut être mesuré et quantifié par PET.
Images PET
Images TEP représentatifs des acquisitions du corps entier dynamiques d'une série d'un allogeneically transplanté chez le rat après injection dans la veine de la queue de 30 MBq FDG (maximum une projection cartographique postérieure, 180 min pi) (figure 2). Une distribution typique FDG est trouvé avec l'accumulation physiologique distinct dans le cerveau, le cœur, la moelle osseuse et les glandes de Harder. En outre, une connexion filtrée FDG s'accumule dans les voies urinaires. En greffons rénaux subissant AR du parenchyme (cercle jaune, le rein gauche) s'accumule très FDG avec un maximum de POD4, alors que le rein natif (cercle vert, rein droit) ne montre aucune accumulation du tout. Depuis le bassinet du rein peut contenir libre FDG éliminé, il a été exclu de nouvelles mesures. Figure tirée de 3.
L'évaluation quantitative
Pour les images d'évaluation quantitatifs ont été reconstruits, les volumes d'intérêt ont été tracées manuellement autour des reins selon 18 F-fluorure perfusion et projetées sur les images FDG. Après l'exclusion de la pe rénaleLvis signifient FDG dans le parenchyme rénal a été calculée par le rapport entre les chiffres totaux de volume (ID% ± SEM). Les reins en développement ont montré AR considérablement augmenté FDG accumulation sur POD4 (0,8 ± 0,06%) par rapport aux contrôles natifs (0,2 ± 0,02%) ou des reins transplantés syngeneically (0,37 ± 0,04%). Par ailleurs, deux principaux diagnostics différentiels des AR, nécrose des tubules savoir aiguë comme dans l'ischémie / reperfusion (IRI) (0,31 ± 0,02%) et aiguë inhibiteur de la calcineurine toxicité (CSA) (0,16 ± 0,01%) n'ont pas montré d'accumulation FDG élevée et peuvent donc être distinguées des AR (figure 3 prises de 3).
Figure 1. Histologie. Signes de rejet aigu, à savoir glomérulite, tubulite, endothelialitis, et l'infiltration du greffon, ont été retrouvés dans le groupe allogreffe (ATX) et était complètement absente dans les reins de contrôle (CTR).
Figure 2. FDG-PET image. Représentant PET images des acquisitions du corps entier dynamiques d'une série d'un rat allogeneically transplanté. En comparaison avec les reins de contrôle (cercles verts) s'accumule dans le parenchyme des allogreffes rénales (cercles jaunes) FDG avec un maximum de POD4. Depuis le bassinet du rein peut contenir libre FDG éliminé, il a été exclu des mesures. Figure tirée de 3.
Figure 3. L'évaluation quantitative. Détection du rejet aigu par la mesure de l'ID% du FDG. Allogreffe rénale (ATX) présentent significatif F supérieurDG accumulations que les reins de contrôle (CTR), syngeneically allogreffes (STX), les reins avec une nécrose tubulaire aiguë (ATN) ou des reins à la toxicité inhibiteur de la calcineurine aiguë (CSA) avec un maximum de POD4 (ATX: 0,8 ± 0,06% CTR: 0,2 ± 0,02 %, STX: 0,37 ± 0,04%%, ATN: 0,31 ± 0,02%%, CSA: 0,16 ± 0,01%). Figure tirée de 3.
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Discussion
Imagerie TEP-FDG est une nouvelle option pour le diagnostic de rejet aigu. En raison de sa nature non invasive et précise, la TEP-FDG est avantages par rapport aux diagnostics classiques de la biopsie au trocart. Contrairement à la taille limitée de l'échantillon d'une biopsie, une analyse FDG-PET toute la greffe. En outre, on peut l'appliquer aux patients sous traitement anticoagulant, et l'on peut effectuer des mesures PET répétitive par exemple pour surveiller l'efficacité du traitement 4. En outre, nous avons déjà montré que les deux principaux diagnostics différentiels des AR, nécrose tubulaire aiguë savoir causée par une lésion d'ischémie-reperfusion et la toxicité des inhibiteurs de la calcineurine aiguë, peut être différencié d'AR en utilisant la TEP-FDG 3. Depuis l'imagerie TEP-FDG nécessite des quantités relativement faibles de l'activité et de l'imagerie soit des patients transplantés ou / et les patients atteints d'insuffisance rénale n'est pas associée à un risque accru de complications graves de cette approche peut être facilement transféréen routine clinique quotidienne.
Néanmoins, il faut garder à l'esprit que le FDG est un traceur plutôt non spécifique évaluation de l'activité métabolique régional. Ainsi, l'infection du greffon ou tumeurs pourraient conduire à des résultats faussement positifs aussi bien. Drainage du FDG dans le bassinet du rein pourrait être un problème lors de l'évaluation FDG dans le parenchyme rénal. Par conséquent, nous avons choisi un temps d'acquisition tard trois heures après l'injection pour réduire l'accumulation de traceur dans les reins causées par l'excrétion rénale du FDG. En outre, le bassinet du rein doit être soigneusement exclu pour quantifier l'absorption FDG rénale. Selon cette PET protocole peut être utilisé pour détecter de manière non invasive AR, pour le différencier de ATN et CSA, et d'effectuer en série des enquêtes de suivi ou de l'évaluation de l'efficacité du traitement de 3, 4, 6. PET avec 18 F-fluorure est également utile pour évaluer (split) de la fonction rénale par le calcul de la clairance rénale du fluorure comme bef publiéminerai 5.
Le modèle de transplantation rénale allogénique avec donneur et LBN F1 Lewis destinataire rat est un modèle idéal pour l'étude de rejet d'allogreffe cellulaire aigu. En l'absence d'immunosuppression les reins allogreffe développent des signes histologiques typiques de AR selon la classification BANFF 7. En outre, selon la modalité choisie (uni-vs binephrectomized transplantation 3, 8-10) données métaboliques peuvent être évaluées ainsi de surveiller la fonction allogreffe. En raison de l'absence de traitement immunosuppresseur, plaies ou d'infections systémiques des rats sont extrêmement rares. Complications chirurgicales courantes de ce modèle comprennent sténose, surtout vu les points d'insertion des vaisseaux greffe dans l'aorte ou ICV du destinataire. Cela pourrait provoquer une ischémie ou d'une thrombose du greffon. On peut éviter cette complication en utilisant longues incisions dans l'aorte et IVC. Parfois, l'urémie se trouve en raison de défaillance du greffon ou ufuite de Reter causée par une nécrose de l'uretère ou de déconnexion de l'uretère de la vessie. Si des signes d'apathie par exemple, l'urémie, une perte d'appétit ou prise de poids spontanée se produisent, les animaux doivent être euthanasiés immédiatement.
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Disclosures
Aucun conflit d'intérêt déclaré.
Acknowledgments
Ce travail a été soutenu par la Deutsche Forschungsgemeinschaft (SFB 656, Münster, en Allemagne, des projets C7 et C6) et la IZKF Münster (de l'unité centrale SMAP). Les auteurs sont reconnaissants à Truc Van Le, Anne Kanzog, Ute Neugebauer, Wiebke Gottschlich et Priebe romaine pour une excellente assistance technique et de Daniel Burkert et Sven Fatum pour la production de radiotraceurs.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Equipment | |||
| Mathieu Needle Holder - 14 cm | Fine Science Tools | 12010-14 | |
| Castroviejo Micro Needle Holder - 9 cm | Fine Science Tools | 12061-01 | |
| Surgical Scissors - Sharp_Blunt | Fine Science Tools | 14001-12 | |
| Iris Scissors - ToughCut Straight 11.5 cm | Fine Science Tools | 14058-11 | |
| Student Vannas Spring Scissors | Fine Science Tools | 91500-09 | |
| Vannas Spring Scissors - 3 mm Blades | Fine Science Tools | 15000-00 | |
| Student Tissue Forceps - 1x2 Teeth 12 cm | Fine Science Tools | 91121-12 | |
| Dumont SS-45 Forceps - Inox Medical | Fine Science Tools | 11203-25 | |
| Micro-Serrefine Clip Applicator with Lock | Fine Science Tools | 18056-14 | |
| Micro-Serrefine 6 mm x 1 mm | Fine Science Tools | 18055-03 | |
| Micro-Serrefine 4 mm x 0.75 mm | Fine Science Tools | 18055-04 | |
| Reagent | |||
| Isoflurane (e.g. Forene 100% v/v) | Abott | ||
| cutane antiseptic (e.g. Octeniderm) | Schülke | ||
| Povidone Iodine (e.g. Betaisodona) | Mundipharma | ||
| ophthalmic ointment (e.g. Bepanthen) | Bayer | ||
| Buprenorphin (e.g. Temgesic) | RB Pharmaceuticals | ||
| HTK perfusion solution (e.g. CUSTODIOL HTK) | Dr. Franz Köhler Chemie | ||
| surgical thread Mersilene 0 | Ethicon | EH6665E | |
| surgical thread Mersilene 4-0 | Ethicon | EH6732H | |
| surgical thread Prolene 6-0 | Ethicon | 8697H | |
| surgical thread Ethilon 9-0 | Ethicon | 2809G | |
| surgical silk 5-0 | Vömel | 14739 | |
| Canula (e.g. Microlance 3, 27G ¾) | BD | 302200 | |
References
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