Summary
Wir präsentieren hier eine Ratte Nierentransplantation Modell zur nicht-invasiven Bestimmung von akuter Abstoßung mittels Positronen-Emissions-Tomographie mit 18F-FDG.
Abstract
Die Anzahl der Patienten mit Nierenerkrankungen im Endstadium, und die Anzahl der Niere allogenen Empfänger kontinuierlich zunimmt. Akute zelluläre Abstoßung (AR) ein negativer prognostischer Faktor für die langfristige Allograft Überleben und die rechtzeitige Diagnose ist entscheidend für die Funktion 1 Allograft. Derzeit können nur AR definitiv von Kern-Nadel-Biopsie, die als invasive Methode, entblößt erhebliches Risiko der Transplantat Verletzungen oder sogar zum Verlust diagnostiziert werden. Darüber hinaus sind Biopsien nicht möglich bei Patienten, die gerinnungshemmende Medikamente und der begrenzten Probenahmefläche dieser Technik kann zu falsch negativen Ergebnissen führen, wenn die AR ist fokale oder lückenhaft. Als Folge kam es damit zu einem kontinuierlichen Suche nach neuen AR Nachweisverfahren, die oftmals in Tieren, einschließlich der Verwendung von verschiedenen Transplantationsmodellen erfolgen.
Seit den frühen 60er Ratte Nierentransplantation ist ein etabliertes Verfahren zur experimentellen Examination und Analyse von AR 2. Wir hier vorliegenden zusätzlich Kleintier Positronen-Emissions-Tomographie (PET) mit 18 F-FDG (FDG) zu AR in einer allogenen Nierentransplantation uninephrectomized Ratte Modell bewerten und Transplantat FDG-PET-Bildgebung als neue Option für eine nicht-invasive, spezifische und Früherkennung von AR auch für die menschliche Situation 3. Ferner kann dieses Verfahren für das Follow-up, um die Überwachung der Transplantatabstoßung 4 verbessern angewendet werden.
Protocol
1. Spenderorgan Erholung
- Richten Sie die stereotaktische Mikroskop Rekord Gewicht der 8-10 Wochen alten Ratte (Spender und Empfänger Körpergewicht sollte übereinstimmen).
- Anesthetize der Spender Ratte (Lewis Brown Norway F1, LBN F1) mit Sauerstoff / Isofluran Inhalation (Isofluran 4% / 2 L / min Sauerstoff). Aufrechterhaltung der Narkose durch Absenken Isofluran auf 2-2,5%.
- Setzen Sie den narkotisierten Ratte auf dem OP-Pad. Fix der Ratte Extremitäten mit Klebeband auf dem Pad und gelten Augensalbe (Bepanthen, Bayer), um die Ratte in die Augen.
- Rasur und desinfizieren den Bauch der Ratte und führen Sie einen ventralen Mittellinie Schnitt vom Schambein bis zum kaudalen Rand der Leber. Setzen Sie die linke Niere und ihre Schiffe durch vorsichtiges Bewegen des Darms auf die rechte Seite. Legen Sie eine dünne Gaze über der linken Niere und befeuchten es mit erwärmtem isotonischer Kochsalzlösung, um ein Austrocknen zu verhindern.
- Sorgfältig sezieren das Fettgewebe mit Dumont abgewinkelte Spitze Pinzetten (Dumont SS-45 Pinzetten Inox Medical, Fine Science Tools Kat.Nu. 11203-25) umhüllt den linken Harnleiter. Vermeiden Sie direkten Kontakt mit den Harnleiter, sondern mobilisieren mit hinreichender umliegenden Fettgewebe.
- Trennen Sie die linke Nierenvene aus der Nierenarterie mit Dumont gebogener Spitze Pinzette. Entfernen Sie alle Fett-und Bindegewebe von beiden Schiffen und ätzen die Nebennieren und Hoden-Schiffe.
- Dissect Aorta und untere Hohlvene (IVC) oberhalb und unterhalb der Kreuzung mit der linken Nierenarterie und Vene, bzw., und brennen Sie alle abgehenden Arterien.
- Klemmen Sie die Nebenniere Aorta mit einem mikrochirurgischen Klemme (Micro Serrefines, Fine Science Tools Kat.Nu. 18055-04) über der linken Nierenarterie, so nahe wie möglich an der A. mesenterica superior. Ligieren der infrarenalen Aorta mit chirurgischer Seide (5-0, Vömel, Art.-Nr. 14739) ca. 5 mm unterhalb der linken Nierenarterie.
- Ligieren die infrarenale IVC mit chirurgischer Seide (5-0, Vömel) und klemmen Sie die Nebenniere IVCmit einem mikrochirurgischen Klemme (Micro Serrefines, Fine Science Tools Kat.Nu. 18055-03).
- Schneiden Sie die Nierenvene so nah wie möglich an der IVC mit einer feinen Schere (Iris Scissors - ToughCut Gerade 11,5 cm, Fine Science Tools Kat.Nu. 14058-11).
- Langsam perfundieren die Niere in situ mit 2 ml eiskaltem HTK Perfusionslösung (Custodiol HTK, Dr. Franz Köhler Chemie), indem Sie eine Kanüle (27G Microlance 3 ¾, BD, Kat. Nr. 302200) in der infrarenalen Aorta. Bestätigen Sie, dass die Nieren Farbwechsel (jetzt olive-getönt).
- Zuerst durchschneiden die Nebenniere Aorta und dann den infrarenalen Aorta und schließlich die Harnleiter so nahe wie möglich an der Harnblase.
- Entfernen Sie die Niere und seine Gefäßversorgung zusammen mit dem Harnleiter und Speicher in HTK Perfusion Lösung auf Eis.
- Euthanize den Spender Ratte durch Entfernen der Gefäßklemmen und aufeinander Exzision des Herzens unter Narkose.
2. Empfänger Vorbereitung und Transplantationtion
- Richten Sie die stereotaktische Mikroskop Rekord Gewicht der Ratte.
- Anesthetize den Empfänger Ratte (Lewis) mit 4% Isofluran. Aufrechterhaltung der Narkose durch Absenken Isofluran auf 2-2,5%.
- Setzen Sie den narkotisierten Ratte auf dem OP-Pad. Fix der Ratte Extremitäten mit Klebeband auf dem Pad und gelten Augensalbe, um die Ratte Mätzchen. Überwachung und Kontrolle der Körpertemperatur mit einer rektale Temperatursensor und ein wärmendes Polster. Während der Operation wiederholt steuern Temperatur, Atmung und Herzfrequenz des Tieres.
- Rasur und desinfizieren den Bauch und führen Sie einen ventralen Mittellinie Schnitt vom Schambein bis zum kaudalen Rand der Leber. Mit einem Skalpell forcutting die Haut, um Hautverletzungen zu minimieren. Setzen Sie die linke Niere und ihre Schiffe durch Bewegen des Darms auf die rechte Seite.
- Entfernen Sie vorsichtig die Nierenkapsel mit Dumont gebogener Spitze Pinzette und Wattestäbchen.
- Verschließen Sie die linke Nierenarterie, Vene und Harnleiter in der Nähe der NierenHilus mit zwei Ligationen mit chirurgischen Faden (Mersilene 4-0, Ethicon, Katze. Nr. EH6732H). Steuerverwaltung der größere Teil der Niere, so dass nur die Nierenhilus. Reinigen Sie die Schnittfläche mit Wattestäbchen und überprüfen Blutungen. Einen weiteren hinzufügen Ligatur, wenn nötig.
- Sorgfältig unverblümt sezieren durch das Bindegewebe für den infrarenalen Aorta und Vena Cava auf der Schwanzflosse Website mit Wattestäbchen.
- Trennen Sie alle sichtbaren Nerven von der infrarenalen Aorta und Vena Cava mit Dumont gebogener Spitze Pinzette.
- Vorsichtig durch das Bindegewebe Blatt zwischen der infrarenalen Aorta und Vena cava zerlegen, wobei zwei Öffnungen von 2-4 mm Länge: Die erste unterhalb der Verzweigung der Hodengefäße, und die zweite über der Verzweigung der A. iliaca Schiffe. Cauterize die iliolumbalen Arterien und Venen in between.
- Zeichnen Sie einen einzigen chirurgischen Faden (Mersilene 0;. Ethicon, Katze no.EH6665E) durch jede der beiden Öffnungen. Mit diese Fäden ziehen infrarenaleAorta und Vena cava sanft auf der rechten Seite des Tieres, um den Zugang zu den Gefäßen Verzweigung auf der dorsalen Seite zu erlangen. Cauterize einem dieser Schiffe zwischen den beiden Öffnungen und entfernen Sie die chirurgische Fäden danach.
- Anschließend verschließen Aorta und IVC durch Uhrzeigersinn Anwendung von vier mikrochirurgischen Klemmen (Micro Serrefines, Fine Science Tools Kat.Nu. 18055-04) beginnend an der oberen Öffnung mit der Aorta und endend mit der Vena Cava an der oberen Öffnung (Micro Serrefines , Fine Science Tools Kat.Nu. 18055-03).
- Danach vorsichtig durchbohren das obere Ende des isolierten Teil der Aorta mit einer Nadel (27G Microlance 3 ¾, BD, Kat. Nr. 302200), legen Sie die untere Klinge eines feinen Feder Schere (Vannas Federschere - 3 mm Klingen, Fein Science Tools, cat.no 15000-00) durch die Punktion Öffnung und führen Sie einen kurzen Längsschnitt. Spülen Sie die isolierten Aorta mit eiskaltem HTK Perfusion Lösung, um alle verbleibenden Blut zu entfernen.
- Ebenso sorgfältig durchbohrendas untere Ende des isolierten Teil der Vena Cava mit einer Nadel, legen Sie die untere Klinge eines feinen Feder Schere durch die Punktion Öffnung und führen Sie einen Längsschnitt enden kurz unterhalb der Aorten-Schnitt. Wieder spülen das Schiff, um alle verbleibenden Blut zu entfernen.
- Entfernen Sie die Nierentransplantates aus dem Storage-Lösung. Platzieren Sie sie unter der ehemaligen Position der linken Niere, und sicherzustellen, dass sie richtig ausgerichtet ist.
- Überprüfen Sie die Ausrichtung der Transplantate Nierenarterie und sicherzustellen, dass es keine Wendungen. Dann legen Sie eine dünne Gaze über das Transplantat und befeuchten sie mit eiskaltem HTK Perfusion Lösung zu kühlen, und um ein Austrocknen zu verhindern.
- Fixieren der Öffnung der Nebenniere Teil der Aorta Stück, in dem die Nierenarterie des Transplantats mündet mit chirurgischen Faden (Ethilon 9-0, Ethicon, Kat. Nr. 2809G..) - Zunächst an der oberen, dann am unteren Ende die Aorta Einschnitt. Schließen Sie den Schnitt mit einer fortlaufenden Naht mit chirurgischen Faden im Uhrzeigersinn(Ethilon 9-0), Dumont gebogener Spitze Pinzette und eine gekrümmte Castroviejo Nadelhalter (Fine Science Tools, Katze. Nr. 12061-01). Danach decken die erste Naht mit Bindegewebe durch eine gegen den Uhrzeigersinn zweite fortlaufende Naht. Nun ist nur der untere Teil der Aorta Stück des Transplantats zu schließen. Regelmäßig abkühlen das Transplantat mit eiskaltem HTK Perfusion Lösung.
- Perfundieren des Transplantats mit 1 ml eiskaltem HTK Perfusionslösung durch eine stumpfe Nadel in das offene Ende des Aorten-Transplantate Stück Validierung der Dichtigkeit und Integrität des Fadens, sowie das Entfernen restliche Blut in das Transplantat eingesetzt. Anschließend Ligation der das offene Ende des Aorten-Stück mit chirurgischer Seide (5-0, Vömel).
- Überprüfen Sie die Ausrichtung der Transplantate Nierenvene und sicherzustellen, dass es keine Wendungen.
- Fixieren der Öffnung der Vene des Transplantats mit chirurgischen Faden (Ethilon 9-0) - zunächst an der oberen und dann an dem unteren Ende des Schnittes in der Hohlvene. Schließen Sie den EinschnittUhrzeigersinn mit einer fortlaufenden Naht mit chirurgischen Faden (Ethilon 9-0), Dumont abgewinkelte Spitze Pinzette und eine gekrümmte Castroviejo Nadelhalter. Regelmäßig abkühlen das Transplantat mit eiskaltem HTK Perfusion Lösung.
- Gegen den Uhrzeigersinn entfernen Sie die mikrochirurgische Klammern, beginnend mit der obersten Hohlvene Klemme. Nach dem Entfernen der letzten Aortenklemme, sorgfältig zu stoppen schließlich milde Blutungen mit Wattestäbchen. Nach ein paar Sekunden wird das Transplantat rosig getönt drehen und uretric Kontraktionen erscheinen soll.
- Für das Einsetzen der Transplantate Harnleiter in die Blase Empfänger `s vorsichtig einen kleinen Patch der Muskulatur an der Spitze der Blase mit einem Vannas Frühling Scissor (Studentische Vannas Frühling Scissor gerade, Fine Science Tools Kat.Nu. 91500-09 ). Entfernen Sie dann das umliegende Gewebe (meist Fett) aus dem Transplantat Harnleiter mit Dumont abgewinkelte Spitze Pinzette. Daher vorsichtig greifen die Spitze der Harnleiter und vorsichtig trennen die umliegende Fett, Bindegewebe und die eingebetteten Schiffe herbin es, indem Sie sie in die entgegengesetzte Richtung. Fixieren Sie die uretric Spitze am Ende eines chirurgischen Faden (Prolene 6-0, Ethicon, Katze. Nr. 8697H) und perforieren die früher hergestellte Spitze der Blase mit der Kanüle. Ziehen Sie den Harnleiter durch die Blase und verlassen sie an der Basis durch eine zweite Perforation.
- Fixieren Sie das zuvor aus dem Harnleiter getrennt Gewebe an der Spitze der Blase mit chirurgischen Faden (Ethilon 9-0). Schneiden Sie die Spitze der Harnleiter mit der beigefügten chirurgischen Faden und ziehen Sie den Harnleiter in die Blase zurück, indem Sie ihn von unten. Danach schließen Sie das zweite Blasenpunktion mit chirurgischen Faden (Ethilon 9-0).
- Schließen Sie die Bauchdecke und die Haut von zwei kontinuierlichen, aber getrennten Nähten mit chirurgischen Faden (Mersilene 0). Desinfizieren Sie die Wunde mit Jod und verwalten Pividon Buprenorphin (0,1 mg pro kg / BW / bid) sc für drei Tage nach der Operation Wundschmerzen steuern.
3. Imaging Allotransplantatabstoßung
- Anesthetize nonfasting Ratte mit Isofluran 2-2,5%.
- 30 MBq FDG (30 MBq FDG in 0,1 ml 0,9% NaCl) werden iv über Katheterisierung eine laterale Schwanzvene mit einem 24-G-Katheter (Braun, Introcan, 4.252.500-01) verabreicht. Danach spülen Sie den Katheter mit 0,9 ml 0,9% NaCl-Lösung.
- Verlassen Sie die Ratte in einem Restrainer ohne Betäubung bis zum Start des Scans und Hydrat das Tier durch iv Injektion von 1 ml 0,9% NaCl-Lösung stündlich.
- Re-betäuben Ratte mit Isofluran 2% unmittelbar vor dem Scan beginnt.
- Zeigen narkotisierten Ratten in einem hochauflösenden Multi-Drahtkammer-basierte Tier PET-Kamera quadHIDAC (Oxford Positron Systems Ltd, Oxford, UK). Die räumliche Auflösung des PET-Scanner ist 1,0 mm und ist im gesamten FOV (Durchmesser 165 mm, axiale Länge, 280 mm) konstant. Überwachung und Kontrolle der Körpertemperatur während des Scans mit einer rektale Temperatur-Sensor und Steuerung Anästhesie mit einem Pulsoximeter.
- Starten dynamische Übernahme für 60 min ab 180 min nach FDG-Injektion, um Tracer-Akkumulation in den Nieren durch renale Ausscheidung von FDG zu reduzieren.
- Bewerben 5 MBq 18 F-Fluorid iv und führen Sie eine weitere PET-Scan unmittelbar nach dem 18 F-Fluorid-Injektion für 60 min ohne die Position der Ratte in den Scanner zur Identifizierung von Nierenparenchym und für die Berechnung der 18 F-5-Clearance. Rekonstruieren Bilder von beiden Scans. Trace manuell ein Volumen von Interesse (VOI) auf rekonstruierten Bilder 2 min nach 18 F-Fluorid-Injektion (Perfusion-Phase) um Nierenrinde und überweisen Sie den VOI die FDG Bildern. Sorgfältig schließt die Nierenbecken aus dem VOI. Rekonstruieren Bilder von beiden Scans und manuell verfolgen ein Volumen von Interesse (VOI) um Nierenrinde. List-Mode-Daten wurden in Bilder mit einer Voxel-Größe von 0,4 × 0,4 × 0,4 mm 3 rekonstruiert. Sorgfältig schließt die Nierenbecken aus dem VOI.
- Berechnen FDG-Aufnahme durch das Verhältnis of Gesamtaktivität und Volumen und den Prozentsatz der injizierten Dosis (% ID). Wir verwendeten MATLAB (Version R2011b, MathWorks, Natick, MA, USA) und tomographischen Bildgebung (TIM) Version 2.8 für die Bildanalyse.
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Representative Results
Histologie
Während AR Leukozyten, dh vor allem T-Lymphozyten in das Transplantat rekrutiert, während die Schwere der Ablehnung durch den Grad der Entzündung widerspiegelt. In der Periodic-Acid-Schiff (PAS)-Färbung dargestellt hier (Abbildung 1), zeigt die Nierentransplantaten signifikanten histologischen Anzeichen von AR, nämlich Glomerulitis, Tubulitis, endothelialitis und Transplantat Infiltration (Abbildung 1, ATX POD4) (POD = postoperativen Tag) während Anzeichen einer Abstoßung fehlt in der nativen Kontrolle Niere (Abbildung 1, CTR), sind Graft infiltrierenden Zellen sehr metabolisch aktiven Zellen, die große Mengen von Glukose verbrauchen. Allerdings, wenn der letztere mit FDG substituiert ist, wird diese in den Zellen ansammeln und gemessen und quantifiziert werden PET.
PET Images
Repräsentative PET-Bilder der dynamischen Ganzkörper Akquisitionen von einer Reihe von ein allogeneically transplantiert Ratte nach Injektion in die Schwanzvene von 30 MBq FDG (maximal eine hintere MAP Projektion, 180 min pi) (Abbildung 2). Eine typische FDG-Verteilung mit unterschiedlichen physiologischen Anreicherung im Gehirn, Herz, Knochenmark und Harderschen Drüsen gefunden. Außerdem sammelt sich kostenlos filtrierten FDG in den Harnwegen. In Nieren Transplantationen unterziehen AR das Parenchym (gelber Kreis, linke Niere) hoch sammelt FDG mit einem Maximum an POD4, während die native Niere (grüner Kreis, rechte Niere) zeigt keine Akkumulation überhaupt. Da das Nierenbecken kostenlos beseitigt FDG enthalten können, wurde es von weiteren Messungen ausgeschlossen. Abbildung 3 entnommen.
Die quantitative Auswertung
Zur quantitativen Auswertung wurden Bilder rekonstruiert wurden Volumina von Interesse manuell um die Nieren nach 18 F-Fluorid Perfusion zurückzuführen und projiziert auf die FDG Bildern. Nach Ausschluss der renalen pelvis bedeuten FDG-Aufnahme im Nierenparenchym durch das Verhältnis der Gesamtaktivität wurde auf das Volumen (% ID ± SEM) berechnet. Nieren entwickeln AR zeigten signifikant erhöhte FDG Anreicherung auf POD4 (0,8 ± 0,06%) im Vergleich zu nativen Kontrollen (0,2 ± 0,02%) oder syngen transplantiert Nieren (0,37 ± 0,04%) im Vergleich. Darüber hinaus haben zwei wichtige Differentialdiagnosen von AR, nämlich akute Tubulus-Nekrose wie bei Ischämie / Reperfusion (IRI) (0,31 ± 0,02%) und akute Toxizität Calcineurin-Inhibitor (CSA) (0,16 ± 0,01%) nicht zeigen eine erhöhte FDG Akkumulation und kann daher von AR (Abbildung 3 von 3 gemacht) unterschieden werden.
Abbildung 1. Histologie. Zeichen der akuten Abstoßung, nämlich Glomerulitis, Tubulitis, endothelialitis und Transplantat Infiltration wurden in der allogenen Gruppe gefunden (ATX) und waren völlig abwesend in Kontrolle Nieren (CTR).
Abbildung 2. FDG-PET Bild. Repräsentative PET-Bilder der dynamischen Ganzkörper Akquisitionen von einer Reihe von ein allogen transplantierten Ratten. Im Vergleich zur Kontrolle Nieren (grüne Kreise) sammelt sich das Parenchym nierentransplantierte (gelbe Kreise) FDG mit einem Maximum an POD4. Da das Nierenbecken kostenlos beseitigt FDG enthalten kann es aus den Messungen ausgeschlossen. Abbildung 3 entnommen.
Abbildung 3. Quantitative Auswertung. Erkennung der akuten Abstoßung durch Messung der ID% von FDG. Nierentransplantierte (ATX) weisen signifikant höhere FDG Ansammlungen als Kontrolle Nieren (CTR), syngen Allotransplantate (STX), der Nieren mit akuten Tubulus Nekrose (ATN) oder der Nieren mit akuten Toxizität Calcineurin-Inhibitor (CSA) mit einem Maximum an POD4 (ATX: 0,8 ± 0,06% CTR: 0,2 ± 0,02 %, sTX: 0,37% ± 0,04%, ATN: 0,31% ± 0,02%, CSA: 0,16 ± 0,01%). Abbildung 3 entnommen.
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Discussion
FDG-PET-Bildgebung ist eine neue Option für die Diagnose der akuten Abstoßung. Wegen seiner nicht-invasiv und spezifischen Charakters ist FDG-PET Vorteile im Vergleich zu klassischen Diagnostik durch Stanzbiopsie. Im Gegensatz zu der begrenzten Stichprobengröße von einer Biopsie, FDG-PET-Analyse das gesamte Transplantat. Darüber hinaus kann man es den Patienten auf gerinnungshemmende Therapie gelten, und man kann zB PET Maßnahmen wiederholt auf die Behandlung Effizienz 4 Überwachung durchzuführen. Darüber hinaus haben wir bereits gezeigt, dass zwei wichtige Differentialdiagnose des AR, nämlich akute Tubulus-Nekrose durch Ischämie und Reperfusion akute Toxizität verursacht Calcineurin-Inhibitor, von AR unterschieden werden mittels FDG-PET 3. Da FDG-PET-Bildgebung erfordert relativ geringe Mengen an Aktivität und Bildgebung von entweder transplantierten Patienten und / oder Patienten mit eingeschränkter Nierenfunktion ist nicht mit einem erhöhten Risiko von schweren Komplikationen dieser Ansatz kann leicht übertragen werden verbundenin der täglichen klinischen Routine.
Trotzdem muss man im Hinterkopf behalten, dass FDG eine eher unspezifische Tracer Beurteilung regionalen Stoffwechselaktivität ist. So könnte Protheseninfektion oder Tumoren zu falsch positiven Ergebnissen sowie zu führen. Drainage von FDG in das Nierenbecken könnte ein Problem sein, wenn die Beurteilung FDG-Aufnahme im Nierenparenchym. Deshalb haben wir eine späte Errungenschaft Zeit drei Stunden nach der Injektion auf Tracer-Akkumulation in den Nieren durch renale Ausscheidung von FDG zu reduzieren gewählt. Darüber hinaus hat das Nierenbecken sorgfältig ausgeschlossen werden, wenn die Quantifizierung der renalen FDG. Gemäß diesem Protokoll PET kann verwendet werden, nicht-invasiv zu ermitteln AR, um es von ATN und CSA unterscheiden und seriell Untersuchungen zur Verlaufskontrolle oder zur Bewertung der Wirksamkeit der Behandlung 3, 4, 6 durchzuführen. PET mit 18 F-Fluorid ist auch nützlich, um zu beurteilen (split) Nierenfunktion durch Berechnung der renalen Clearance Fluorid veröffentlicht als befErz 5.
Die allogene Nierentransplantation Modell mit LBN F1 Spender und Empfänger Lewis Ratten ist ein ideales Modell für die Untersuchung der akuten zellulären Abstoßung. In Abwesenheit der Immunsuppression die allogenen Nieren entwickeln typischen histologischen Zeichen der AR nach der Klassifizierung BANFF 7. Weiterhin, je nach der gewählten Modalität (uni-vs binephrectomized Transplantation 3, 8-10) metabolische Daten sowie ausgewertet werden, um Allotransplantat Funktion überwachen. Aufgrund der Abwesenheit der immunsuppressiven Behandlung, gewickelt sind oder systemischen Infektionen der Ratten äußerst selten. Gemeinsame chirurgischen Komplikationen dieses Modells gehören Gefäßstenose, meist an den Ansatzstellen der Transplantatgefäße in die Aorta oder ICV des Empfängers gesehen. Dies könnte dazu führen, Ischämie oder Graft-Thrombose. Man kann diese Komplikation durch längere Einschnitte in Aorta und IVC vermeiden. Manchmal Urämie aufgrund Transplantat Ausfall oder u gefundenreter Leckage von Harnleiter Nekrose oder Abschaltung des Harnleiters von der Blase verursacht. Bei Anzeichen einer Urämie zB Apathie, Appetitlosigkeit oder spontane Gewichtszunahme auftreten, sollte die Tiere sofort eingeschläfert werden.
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Disclosures
Keine Interessenskonflikte erklärt.
Acknowledgments
Diese Arbeit wurde von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (SFB 656, Münster, Deutschland, C7 & C6-Projekte) und dem IZKF Münster (Core-Einheit Smap) unterstützt. Die Autoren bedanken sich bei Truc Van Le, Anne Kanzog, Ute Neugebauer, Wiebke Gottschlich und Roman Priebe für hervorragende technische Assistenz und Daniel Burkert und Sven Fatum zur Herstellung Radiotracern.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Equipment | |||
| Mathieu Needle Holder - 14 cm | Fine Science Tools | 12010-14 | |
| Castroviejo Micro Needle Holder - 9 cm | Fine Science Tools | 12061-01 | |
| Surgical Scissors - Sharp_Blunt | Fine Science Tools | 14001-12 | |
| Iris Scissors - ToughCut Straight 11.5 cm | Fine Science Tools | 14058-11 | |
| Student Vannas Spring Scissors | Fine Science Tools | 91500-09 | |
| Vannas Spring Scissors - 3 mm Blades | Fine Science Tools | 15000-00 | |
| Student Tissue Forceps - 1x2 Teeth 12 cm | Fine Science Tools | 91121-12 | |
| Dumont SS-45 Forceps - Inox Medical | Fine Science Tools | 11203-25 | |
| Micro-Serrefine Clip Applicator with Lock | Fine Science Tools | 18056-14 | |
| Micro-Serrefine 6 mm x 1 mm | Fine Science Tools | 18055-03 | |
| Micro-Serrefine 4 mm x 0.75 mm | Fine Science Tools | 18055-04 | |
| Reagent | |||
| Isoflurane (e.g. Forene 100% v/v) | Abott | ||
| cutane antiseptic (e.g. Octeniderm) | Schülke | ||
| Povidone Iodine (e.g. Betaisodona) | Mundipharma | ||
| ophthalmic ointment (e.g. Bepanthen) | Bayer | ||
| Buprenorphin (e.g. Temgesic) | RB Pharmaceuticals | ||
| HTK perfusion solution (e.g. CUSTODIOL HTK) | Dr. Franz Köhler Chemie | ||
| surgical thread Mersilene 0 | Ethicon | EH6665E | |
| surgical thread Mersilene 4-0 | Ethicon | EH6732H | |
| surgical thread Prolene 6-0 | Ethicon | 8697H | |
| surgical thread Ethilon 9-0 | Ethicon | 2809G | |
| surgical silk 5-0 | Vömel | 14739 | |
| Canula (e.g. Microlance 3, 27G ¾) | BD | 302200 | |
References
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