Summary
Apresentamos um modelo de transplante renal de ratos para não-invasiva avaliar a rejeição do enxerto aguda usando tomografia por emissão de pósitrons com 18F-fluorodeoxyglucose.
Abstract
O número de pacientes com doença renal em estágio final, eo número de pacientes transplantados renais aumenta continuamente. Episódios de rejeição do enxerto celular aguda (AR) são um fator prognóstico negativo para a sobrevivência do enxerto a longo prazo, e seu diagnóstico atempado é fundamental para a função do enxerto 1. No momento, AR só pode ser definitivamente diagnosticada por biópsia por agulha, que, como um método invasivo, descobre risco significativo de lesões ou até mesmo a perda do enxerto. Além disso, as biópsias não são viáveis em pacientes que tomam medicamentos anticoagulantes e no site amostragem limitada desta técnica pode resultar em resultados falso-negativos se a AR é focal ou irregular. Como consequência, isto deu origem a uma busca permanente de novos métodos de detecção de AR, o que muitas vezes tem de ser feito em animais, incluindo a utilização de vários modelos de transplante.
Desde o início dos anos 60 rato transplante renal é um método experimental bem estabelecido para o exação e análise de AR 2. Nós aqui presente, além de pequenos animais tomografia por emissão de pósitrons (PET), utilizando 18 F-(FDG) para avaliar a AR em um modelo alogênico uninefrectomizados rato transplante renal e propor enxerto imagem FDG-PET como uma nova opção para a não-invasivo, específico e diagnóstico precoce de AR também para a situação humana 3. Além disso, este método pode ser aplicado para o follow-up para melhorar o monitoramento da rejeição do transplante 4.
Protocol
1. Recuperação Organ Donor
- Configure o microscópio estereotáxica, peso registro da 8-10 semanas de idade rat (doador e receptor de peso corporal deve corresponder).
- Anestesiar o rato doador (Lewis Brown Noruega F1, LBN F1) usando oxigênio / inalação de isoflurano (isoflurano 4% / 2 L / min de oxigênio). Manutenção da anestesia através da redução de 2-2,5% de isoflurano.
- Colocar o rato anestesiado no bloco operatório. Fix extremidades do rato com fita adesiva sobre o bloco e aplicar pomada oftálmica (Bepanthen, Bayer) para os olhos do rato.
- Barbear e desinfectar o abdómen do rato e de uma incisão na linha mediana ventral a partir do púbis para a borda caudal do fígado. Expor o rim esquerdo e seus navios movendo cuidadosamente o intestino para o lado direito. Depositar uma fina folha de gaze sobre o rim esquerdo e humedecer com solução salina isotônica aquecido para evitar a dessecação.
- Dissecar cuidadosamente o tecido adiposo com Dumont Pinça ponta angular (SS-Dumont45 Pinça Inox Medical, Ferramentas Ciência Fine, Cat.No. 11203-25) que envolve o uréter esquerdo. Evite qualquer contato direto com o ureter, em vez disso, mobilizá-lo com suficiente circundante tecido adiposo.
- Separe a veia renal esquerda da artéria renal Dumont usando uma pinça ponta angular. Remova toda a gordura e tecido conjuntivo de ambos os navios e cauterizar os vasos renais e testicular.
- Dissecar aorta ea veia cava inferior (IVC), acima e abaixo da sua junção com a artéria e veia renal esquerda, respectivamente, e todas as artérias cauterizar saída.
- Braçadeira supra-renal da aorta com uma braçadeira microcirúrgico (Micro Serrefines, ferramentas finas Science, N ° de Cat. 18055-04) acima da artéria renal esquerda, tão próximo quanto possível da artéria mesentérica superior. Ligadura aorta infrarenal utilizando seda cirúrgico (5-0, Vömel, nenhuma arte. 14739) a cerca de 5 mm abaixo da artéria renal esquerda.
- Ligadura da VCI infra-renal com seda cirúrgica (5-0, Vömel), e prenda a VCI supra-renalcom uma pinça de microcirurgia (Micro Serrefines, Ferramentas Ciência Fine, Cat.No. 18.055-03).
- Corte a veia renal tão perto quanto possível do IVC com uma tesoura fina (Iris Scissors - ToughCut reta 11,5 centímetros, Ferramentas Ciência Fine, Cat.No. 14.058-11).
- Lentamente perfundir o rim in situ com solução de perfusão 2 ml gelada HTK (Custodiol HTK, Dr. Franz Köhler Chemie) inserindo uma cânula (Microlance 3 27G ¾, BD, Ref. ª 302200) na aorta infra-renal. Confirmar que as mudanças de cor renais (agora oliva cor).
- Em primeiro lugar, cortar através de supra-renal da aorta, em seguida, a aorta infra-renal e, finalmente, o ureter tão próximo quanto possível da bexiga urinária.
- Remover o rim e o seu fornecimento vascular juntamente com o ureter e armazenar em solução de perfusão HTK em gelo.
- Eutanásia o rato dador por remoção dos grampos vasculares e excisão consecutivo do coração sob anestesia.
2. Preparação destinatário e transplanteção
- Configure o microscópio estereotáxica, peso registro do rato.
- Anestesiar o rato destinatário (Lewis) utilizando isoflurano 4%. Manutenção da anestesia através da redução de 2-2,5% de isoflurano.
- Colocar o rato anestesiado no bloco operatório. Fix extremidades do rato com fita adesiva sobre o bloco e aplicar pomada oftálmica para os olhos do rato `s. Monitor e controlo da temperatura do corpo do núcleo utilizando um sensor de temperatura rectal e uma almofada de aquecimento. Durante a cirurgia repetitivamente controlar a temperatura, a respiração e a frequência cardíaca dos animais.
- Barbear e desinfectar o abdómen e uma incisão na linha mediana ventral a partir do púbis para a borda caudal do fígado. Usar um bisturi forcutting a pele, a fim de minimizar o trauma da pele. Expor o rim esquerdo e seus vasos movendo o intestino para o lado direito.
- Remova cuidadosamente a cápsula renal usando uma pinça Dumont ponta angular e cotonetes.
- Ocluir o lado esquerdo da artéria renal, veia e perto do ureter renalhilo com duas ligaduras usando fio cirúrgico (Mersilene 4-0, Ethicon, cat. nenhum. EH6732H). Impostos a maior parte do rim, deixando apenas o hilo renal. Limpe a superfície de corte com cotonetes e verificar se há sangramento. Adicionar outra ligadura se necessário.
- Dissecar cuidadosamente sem rodeios através do tecido conjuntivo que cobre a aorta infra-renal e veia cava no site caudal com cotonetes.
- Separar qualquer nervo visível a partir da aorta infra-renal e veia cava Dumont usando uma pinça ponta angular.
- Dissecar cuidadosamente através da folha de tecido conjuntivo entre a aorta infra-renal e veia cava inferior, formando duas aberturas de 2-4 mm de comprimento: O primeiro abaixo da ramificação dos vasos testiculares, e a segunda uma acima da ramificação dos vasos ilíacos comuns. Iliolombar cauterizar as artérias e veias no meio.
- Desenhe um único fio cirúrgico (Mersilene 0;. Ethicon, gato no.EH6665E) por cada uma das duas aberturas. Usando esses tópicos puxar a infra-aorta e veia cava suavemente para o lado direito do animal para ter acesso aos vasos ramificados no local dorsal. Cauterize qualquer destes navios entre as duas aberturas e remover os fios cirúrgicos posteriormente.
- Em seguida, ocluir aorta e veia cava inferior através da aplicação dos ponteiros do relógio de quatro grampos microcirúrgicos (Micro Serrefines, ferramentas finas Science, N ° de Cat. 18055-04), com início na abertura superior com a aorta e terminando com a veia cava superior, na abertura (Micro Serrefines , Belas Tools ciência, Cat.No. 18.055-03).
- Depois cuidadosamente furar o final superior da parte isolada da aorta com uma agulha (Microlance 3 27G ¾, BD, Ref. ª 302200), insira a lâmina inferior de uma tesoura de primavera (Vannas Primavera Scissors - 3 mm Lâminas, Fine Ciência Ferramentas, cat.no 15000-00), através da abertura de furos e realizar uma incisão longitudinal curto. Lave a aorta isolada com solução de perfusão HTK-gelada para remover qualquer vestígio de sangue restante.
- Da mesma forma, cuidadosamente perfurantea parte inferior da parte final isolado da veia cava com uma agulha, inserir a lâmina inferior de uma mola de tesoura fina, através da abertura de punção e uma incisão longitudinal, terminando pouco abaixo da incisão da aorta. Mais uma vez, lave o navio para remover qualquer vestígio de sangue restante.
- Remover o enxerto de rim a partir da solução de armazenamento. Coloque-o abaixo da posição anterior do rim esquerdo, e garantir que ele está na direção correta.
- Verifique a orientação da artéria renal enxertos e garantir que não haja torções. Em seguida, coloque uma folha fina de gaze sobre o enxerto e umedecê-la com a solução de perfusão HTK gelada para resfriá-lo e evitar a dessecação.
- Fixar a abertura da parte da supra-renal da aorta pedaço em que a artéria renal do enxerto se abre para com fio cirúrgico (9-0 Ethilon, Ethicon, o gato já 2809G..) - Em primeiro lugar no lado superior, em seguida, na extremidade inferior de a incisão da aorta. Fechar a incisão no sentido horário, com uma sutura contínua, usando fio cirúrgicoEthilon (9-0), Dumont fórceps ponta angular e um suporte de agulha Castroviejo curvo (Ferramentas Ciência Fine, cat. Nenhum. 12.061-01). Em seguida, cobrir a primeira sutura com tecido conjuntivo através de uma segunda sutura contínua anti-horário. Agora, apenas a parte inferior da peça de aorta do enxerto continua a ser fechado. Regularmente resfriar o enxerto com solução de perfusão HTK gelada.
- Perfundir o enxerto com 1 ml de solução de perfusão HTK gelada através de uma agulha romba inserido na extremidade aberta da peça de aorta enxertos validar a integridade do aperto e da sutura, bem como a remoção do sangue remanescente no enxerto. Depois, ligadura da extremidade aberta da peça de aorta com seda cirúrgico (5-0, Vömel).
- Verifique a orientação da veia renal enxertos e assegurar que não haja torções.
- Fixar a abertura da veia de enxerto com fio cirúrgico (Ethilon 9-0) - pela primeira vez na parte superior, em seguida, na extremidade inferior da incisão na veia cava. Fechar a incisãono sentido horário, com uma sutura contínua, usando fio cirúrgico (Ethilon 9-0), Dumont fórceps ponta angular e um porta-agulha curvo Castroviejo. Regularmente resfriar o enxerto com solução de perfusão HTK gelada.
- Sentido anti-horário remover os grampos de microcirurgia, começando com a braçadeira da veia cava superior. Após a remoção da última pinça aórtica, pare cuidadosamente sangramento eventualmente leve com cotonetes. Após alguns segundos, o enxerto vai virar róseo-matizado, e contrações uretric deve aparecer.
- Para a inserção do ureter na bexiga enxertos `s do destinatário remova cuidadosamente um pequeno pedaço da musculatura, na parte superior da bexiga usando uma Primavera Scissor Vannas (Student Vannas Primavera tesoura reta, Belas Tools ciência, Cat.No. 91500-09 ). Em seguida, remova o tecido circundante (principalmente gordura) do ureter enxerto Dumont usando uma pinça ponta angular. Portanto, cuidadosamente agarrar a ponta do ureter e suavemente separar a gordura, o tecido conjuntivo envolvente e os vasos incorporados from que, puxando-os no sentido oposto. Fixar a ponta uretric na extremidade de um fio cirúrgico (Prolene 6-0, Ethicon, o gato. Não. 8697H) e perfurar o topo previamente preparada da bexiga com a agulha montada. Puxar o ureter através da bexiga e sai dele na base através de uma segunda perfuração.
- Fixar a anteriormente a partir do ureter tecido separado no topo da bexiga com fio cirúrgico (9-0 Ethilon). Cortar a ponta do ureter com o fio cirúrgico em anexo e puxar o ureter volta para a bexiga empurrando cuidadosamente abaixo. Em seguida, feche a segunda punção da bexiga com fio cirúrgico (Ethilon 9-0).
- Feche a parede abdominal e pele por duas suturas contínuas, mas em separado, utilizando fio de sutura cirúrgica (Mersilene 0). Desinfectar a ferida com iodo Pividon e administrar a buprenorfina (0,1 mg por kg / PV / dia) sc por três dias após a cirurgia para controlar a dor da ferida.
3. Imagem Allograft Rejeição
- Anestesiar ratos não submetidos a jejum utilizando isoflurano 2-2,5%.
- 30 MBq de FDG (30 MBq de FDG em 0,1 ml de NaCl a 0,9%) são administradas iv através de cateterização de uma veia lateral da cauda utilizando um cateter de 24 L (Braun, Introcan, 4252500-01). Depois, remover o cateter com 0,9 ml de solução de NaCl a 0,9%.
- Deixe o rato em um limitador sem anestesia até o início da digitalização e hidratar o animal por iv injeção de 1 ml de solução de NaCl 0,9% por hora.
- Rat Re-anestesiar utilizando isoflurano 2% imediatamente antes do exame começar.
- Coloque o rato anestesiado em uma câmara de alta resolução baseada em multi-wire animais PET câmera quadHIDAC (Oxford Positron Systems Ltd, Oxford, Reino Unido). A resolução espacial do aparelho de PET é de 1,0 mm e é constante ao longo de todo o FOV (diâmetro, 165 mm, comprimento axial, a 280 mm). Monitorar e controlar a temperatura do corpo durante a varredura usando um sensor de temperatura retal e anestesia controle com um oxímetro de pulso.
- Comece aquisição dinâmico para 60 mno arranque 180 min após a injecção de FDG para reduzir a acumulação de marcador nos rins provocados pela excreção renal de FDG.
- Aplicar 5 MBq de 18F-fluoreto iv e executar outra PET scan 18, imediatamente após a injecção de F-flúor durante 60 min, sem mover a posição do rato no scanner para identificação de parênquima renal e para o cálculo de 18 F-5 apuramento. Reconstruir imagens de ambos os exames. Traçar manualmente um volume de interesse (VOI) em imagens reconstruídas 2 min após injeção de 18 F-flúor (em fase de perfusão) em torno do córtex renal e transferir o VOI às imagens FDG. Excluir cuidadosamente a pélvis renal do VOI. Reconstruir imagens de ambos os scans e traçar manualmente um volume de interesse (VOI) em torno do córtex renal. Dados em modo lista foram reconstruídos em imagens com um tamanho de voxel de 0,4 × 0,4 × 0,4 milímetros 3. Excluir cuidadosamente a pélvis renal do VOI.
- Calcule captação de FDG pela razão of contagem total e volume e calcular a porcentagem de dose injetada (% ID). Usamos MATLAB (Versão R2011b, MathWorks, Natick, MA, EUA) e tomográficas (TIM) Versão 2.8 para análise de imagem.
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Representative Results
Histologia
Durante AR leucócitos, isto é, principalmente os linfócitos T são recrutados para o transplante, ao passo que a severidade da rejeição é reflectido pelo grau de inflamação. Nas Periódica-Acid-Schiff (PAS) de coloração descrito aqui (Figura 1), o enxerto renal mostra sinais histológicos significativos de AR, a saber glomerulite, tubulite, endothelialitis e infiltração do enxerto (Figura 1, ATX POD4) (POD = dia pós-operatório) enquanto que os sinais de rejeição estão ausentes no rim de controlo nativo (Figura 1, CTR), as células que se infiltram enxerto são células altamente activos metabolicamente que consomem grandes quantidades de glicose. No entanto, se o último é substituído com FDG, isto acumular-se nas células e pode ser medida e quantificada pelo PET.
Imagens PET
PET imagens representativas de aquisições de corpo inteiro dinâmicas de uma série de um ailogeneically transplantadas ratos após a injeção na veia da cauda de 30 MBq FDG (máximo de uma projeção de mapa posterior, 180 min pi) (Figura 2). Uma distribuição típica de FDG é encontrado com acumulação fisiológica distinta no cérebro, coração, medula óssea e glândulas Harderian. Além disso, livre filtrada FDG acumula no trato urinário. Em enxertos renais submetidos a AR do parênquima (círculo amarelo, rim esquerdo) altamente acumula FDG com um máximo em POD4, enquanto o rim nativo (círculo verde, rim direito) não mostra qualquer acumulação em tudo. Desde pélvis renal pode conter livre eliminada FDG, que foi excluída de outras medições. Figura feita a partir de 3.
A avaliação quantitativa
Para imagens quantitativos de avaliação foram reconstruídos, volumes de interesse foram traçadas manualmente em torno dos rins, de acordo com 18 F-fluoreto de perfusão e projetada nas imagens FDG. Após a exclusão de o pe renallvis significa FDG no parênquima renal foi calculada pela razão das contagens totais de unidades (% ID ± SEM). Rins em desenvolvimento AR mostrou aumento significativo acúmulo de FDG em POD4 (0,8 ± 0,06%) quando comparados aos controles nativos (0,2 ± 0,02%) ou rins transplantados syngeneically (0,37 ± 0,04%). Além disso, os dois principais diagnósticos diferenciais de AR, necrose tubular aguda, ou seja, como na isquemia / reperfusão (IRI) (0,31 ± 0,02%) e inibidor de calcineurina toxicidade aguda (CSA) (0,16 ± 0,01%) não mostraram um acúmulo e elevada FDG Pode, portanto, ser distinguido do AR (Figura 3 feita a partir de 3).
Figura 1. Histologia. Sinais de rejeição aguda, ou seja, glomerulite, tubulite, endothelialitis, e a infiltração do enxerto, foram encontradas no grupo aloenxerto (ATX) e estavam completamente ausentes em rins de controlo (CTR).
Figura 2. Imagem de FDG-PET. Representativas PET-imagens de corpo inteiro de aquisições dinâmicas de uma série de um rato allogeneically transplantado. Em comparação com os rins de controlo (círculos verdes) acumula o parênquima de aloenxertos renais (círculos amarelos) FDG com um máximo em POD4. Uma vez que a pelve renal pode conter livre eliminado FDG foi excluído das medições. Figura feita a partir de 3.
Figura 3. A avaliação quantitativa da detecção. De rejeição aguda por medição da ID% de FDG. Aloenxertos renais (ATX) exibem significativamente maior FDG acumulações do que os rins de controle (CTR), syngeneically aloenxertos (STX), rins com necrose tubular aguda (NTA) ou os rins com a toxicidade aguda inibidor da calcineurina (CSA) com um máximo de POD4 (ATX: 0,8 ± 0,06% CTR: 0,2 ± 0,02 %, a STX: 0,37 ± 0,04%%, ATN: 0,31 ± 0,02%%, CSA: 0,16 ± 0,01%). Figura feita a partir de 3.
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Discussion
FDG-PET imagem é uma nova opção para o diagnóstico de rejeição aguda. Devido à sua natureza não-invasivo e específico, FDG-PET é vantagens em comparação com os diagnósticos clássicos por biópsia de agulha. Em contraste com o tamanho de uma biópsia, a análise de FDG-PET, todo o enxerto amostra limitada. Além disso, pode-se aplicar a pacientes em terapia anticoagulante, e pode-se realizar medidas de PET repetitivamente por exemplo, para monitorizar a eficácia do tratamento 4. Além disso, já foi mostrado que dois grandes diagnóstico diferencial de AR, necrose tubular aguda ou seja causada por uma lesão por isquemia-reperfusão e toxicidade aguda inibidor de calcineurina, pode ser diferenciada da AR utilizando FDG-PET 3. Desde FDG-PET imagem requer quantidades relativamente baixas de actividade e de imagem tanto de pacientes transplantados ou / e pacientes com insuficiência renal não está associado com um risco aumentado de complicações graves esta abordagem pode ser facilmente transferidosna rotina clínica diária.
No entanto, é preciso ter em mente que FDG é um marcador bastante inespecíficos avaliar a atividade metabólica regional. Assim, a infecção do enxerto ou tumores pode levar a resultados falso-positivos também. Drenagem de FDG na pelve renal pode ser um problema quando se avalia captação de FDG no parênquima renal. Por isso, optamos por um tempo de aquisição tarde três horas após a injeção para reduzir o acúmulo de traçador nos rins causados pela excreção renal de FDG. Além disso, a pelve renal tem de ser cuidadosamente excluídos quando quantificar a FDG renal. De acordo com este protocolo de PET pode ser utilizado para detectar de forma não invasiva AR, para diferenciá-lo de NTA e CSA, e para realizar investigações serialmente para seguimento ou para a avaliação da eficiência do tratamento de 3, 4, 6. PET com 18 F-flúor também é útil para avaliar (split) da função renal por cálculo do clearance de fluoreto renal como bef publicadominério 5.
O modelo de transplante alogênico renal usando LBN F1 doador e receptor ratos Lewis é um modelo ideal para a investigação de rejeição do enxerto celular aguda. Na ausência de imunossupressão dos aloenxertos rins desenvolver sinais histológicos típicos de RA de acordo com a classificação de Banff 7. Além disso, dependendo da modalidade escolhida (uni-binephrectomized transplante vs 3, 8-10), os dados metabólicos pode ser avaliada, assim como para monitorizar a função do enxerto. Devido à ausência de tratamento imunossupressor, ferida ou infecções sistémicas de ratos são extremamente raros. Complicações cirúrgicas comuns deste modelo incluem estenose do vaso, principalmente visto aos pontos de inserção dos vasos do enxerto no interior da aorta ou ICV do destinatário. Isso pode causar isquemia ou trombose do enxerto. Pode-se evitar esta complicação, usando incisões maiores na aorta e veia cava inferior. Às vezes, uremia é encontrada devido à falência do enxerto ou uReter fuga causada por necrose do ureter ou desconexão do ureter a partir da bexiga. Se ocorrerem sinais de uremia por exemplo, apatia, perda de apetite ou ganho de peso espontânea, os animais devem ser sacrificados imediatamente.
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Disclosures
Não há conflitos de interesse declarados.
Acknowledgments
Este trabalho foi apoiado pelo Deutsche Forschungsgemeinschaft (SFB 656, Münster, Alemanha, projetos de C7 e C6) eo IZKF Münster (Core unidade SMAP). Os autores são gratos a Van Le Truc, Anne Kanzog, Ute Neugebauer, Wiebke Gottschlich e Roman Priebe para assistência técnica excelente e Daniel Burkert e Sven Fatum para a produção de radioisótopos.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Equipment | |||
| Mathieu Needle Holder - 14 cm | Fine Science Tools | 12010-14 | |
| Castroviejo Micro Needle Holder - 9 cm | Fine Science Tools | 12061-01 | |
| Surgical Scissors - Sharp_Blunt | Fine Science Tools | 14001-12 | |
| Iris Scissors - ToughCut Straight 11.5 cm | Fine Science Tools | 14058-11 | |
| Student Vannas Spring Scissors | Fine Science Tools | 91500-09 | |
| Vannas Spring Scissors - 3 mm Blades | Fine Science Tools | 15000-00 | |
| Student Tissue Forceps - 1x2 Teeth 12 cm | Fine Science Tools | 91121-12 | |
| Dumont SS-45 Forceps - Inox Medical | Fine Science Tools | 11203-25 | |
| Micro-Serrefine Clip Applicator with Lock | Fine Science Tools | 18056-14 | |
| Micro-Serrefine 6 mm x 1 mm | Fine Science Tools | 18055-03 | |
| Micro-Serrefine 4 mm x 0.75 mm | Fine Science Tools | 18055-04 | |
| Reagent | |||
| Isoflurane (e.g. Forene 100% v/v) | Abott | ||
| cutane antiseptic (e.g. Octeniderm) | Schülke | ||
| Povidone Iodine (e.g. Betaisodona) | Mundipharma | ||
| ophthalmic ointment (e.g. Bepanthen) | Bayer | ||
| Buprenorphin (e.g. Temgesic) | RB Pharmaceuticals | ||
| HTK perfusion solution (e.g. CUSTODIOL HTK) | Dr. Franz Köhler Chemie | ||
| surgical thread Mersilene 0 | Ethicon | EH6665E | |
| surgical thread Mersilene 4-0 | Ethicon | EH6732H | |
| surgical thread Prolene 6-0 | Ethicon | 8697H | |
| surgical thread Ethilon 9-0 | Ethicon | 2809G | |
| surgical silk 5-0 | Vömel | 14739 | |
| Canula (e.g. Microlance 3, 27G ¾) | BD | 302200 | |
References
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