Summary
Nos en este documento presentamos un modelo de trasplante renal de rata para evaluar de forma no invasiva el rechazo agudo del aloinjerto mediante tomografía por emisión de positrones con 18F-fluorodesoxiglucosa.
Abstract
El número de pacientes con enfermedad renal en etapa terminal, y el número de receptores de aloinjertos renales aumenta continuamente. Los episodios de rechazo del injerto celular agudo (AR) son un factor pronóstico negativo para la supervivencia del injerto a largo plazo, y su diagnóstico oportuno es crucial para la función del injerto 1. En la actualidad, AR puede sólo puede ser diagnosticado por biopsia central con aguja, la cual, como un método invasivo, descubre riesgo significativo de lesión del injerto o incluso la pérdida. Por otra parte, las biopsias no son factibles en los pacientes que toman medicamentos anticoagulantes y el sitio de muestreo limitado de esta técnica puede dar lugar a resultados falsos negativos si el AR es focal o en parches. Como consecuencia, esto dio lugar a una búsqueda constante de nuevos métodos de detección de AR, que a menudo tiene que hacerse en animales, incluyendo el uso de varios modelos de trasplante.
Desde principios de los 60 la rata trasplante renal es un método experimental bien establecido para el exación y el análisis de AR 2. Estamos aquí presentes además pequeña tomografía por emisión de positrones animales (PET) con 18 F-FDG (FDG) para evaluar la AR en una rata renal modelo uninefrectomizadas trasplantes alogénicos, y proponer injerto imágenes FDG-PET como una nueva opción para un no-invasivo, específico y el diagnóstico precoz de la AR también para la situación humana 3. Además, este método puede ser aplicado para el seguimiento para mejorar el seguimiento de rechazo del trasplante 4.
Protocol
1. La recuperación del donante de órganos
- Configure el microscopio estereotáctica, peso récord de la vieja rata de 8-10 semanas (donante y el peso corporal del receptor debe coincidir).
- Anestesiar la rata donante (Lewis Brown Noruega F1, F1 LBN) el uso de oxígeno / inhalación de isoflurano (isoflurano 4% / 2 L / min de oxígeno). Mantener la anestesia mediante la reducción de isoflurano al 2-2,5%.
- Coloque la rata anestesiada en la plataforma de la cirugía. Fijar extremidades de la rata con cinta adhesiva sobre la almohadilla y aplicar pomada oftálmica (Bepanthen, Bayer) a los ojos de la rata.
- Shave y desinfectar el abdomen de la rata y realizar una incisión de línea media ventral desde el pubis hasta el borde caudal del hígado. Exponer el riñón izquierdo y sus vasos moviendo cuidadosamente el intestino hacia el lado derecho. Colocar una hoja delgada de gasa sobre el riñón izquierdo y humedecerlo con solución salina isotónica calentada para evitar la desecación.
- Diseccionar cuidadosamente el tejido graso con Dumont Pinzas punta en ángulo (SS-Dumont45 Pinzas Inox Médico, Herramientas de Bellas Ciencia, n º de cat 11203-25) que envuelve el uréter izquierdo. Evite el contacto directo con el uréter, en cambio, movilizar con suficiente tejido graso circundante.
- Separe la vena renal izquierda de la arteria renal con pinzas Dumont punta en ángulo. Quite toda grasa y tejido conectivo de los dos vasos y cauterizar los vasos adrenales y testiculares.
- Diseccionar la aorta y la vena cava inferior (VCI) por encima y por debajo de su unión con la arteria renal izquierda y la vena, respectivamente, y todas las arterias cauterizar salientes.
- Sujete la aorta suprarrenal con una pinza de microcirugía (Micro Serrefines, Herramientas de Bellas Ciencia, n º de cat 18055-04) por encima de la arteria renal izquierda, lo más cerca posible a la arteria mesentérica superior. Ligar la aorta infrarrenal con seda quirúrgica (5-0, Vömel, ref. 14739) aproximadamente 5 mm por debajo de la arteria renal izquierda.
- Ligar la VCI infrarrenal con seda quirúrgica (5-0, Vömel) y sujetar el IVC suprarrenalcon una pinza de microcirugía (Serrefines Micro, Herramientas de Bellas Ciencia, art 18055-03).
- Cortar la vena renal lo más cerca posible de la IVC con tijeras finas (Iris Scissors - ToughCut rectas 11,5 cm, Herramientas de Bellas Ciencia, art 14058-11).
- Poco a poco la perfusión del riñón in situ con 2 solución de perfusión HTK ml de helado (CUSTODIOL HTK, Dr. Franz Köhler Chemie) mediante la inserción de una cánula (Microlance 3 27G ¾, BD, cat.no. 302200) en la aorta infrarrenal. Confirme que los cambios de color renales (ahora oliva teñido).
- En primer lugar, seccionar la aorta suprarrenal, a continuación, la aorta infrarrenal y, finalmente, el uréter lo más cerca posible a la vejiga urinaria.
- Retire el riñón y en la irrigación vascular junto con el uréter y la tienda en solución de perfusión HTK en hielo.
- La eutanasia a la rata donante mediante la eliminación de las pinzas vasculares y la escisión consecutiva del corazón bajo anestesia.
2. Receptor Preparación y Transplantación
- Configure el microscopio estereotáctica, peso record de la rata.
- Anestesiar la rata receptora (Lewis) con isoflurano 4%. Mantener la anestesia mediante la reducción de isoflurano al 2-2,5%.
- Coloque la rata anestesiada en la plataforma de la cirugía. Fijar las extremidades de la rata con cinta adhesiva sobre la almohadilla y aplicar el ungüento oftálmico de los ojos de la rata `s. Monitor y control de la temperatura corporal central usando un sensor de temperatura rectal y una almohadilla de calentamiento. Durante la cirugía repetitivamente controlar la temperatura, la respiración y la frecuencia cardiaca del animal.
- Shave y desinfectar el abdomen y realizar una incisión de línea media ventral desde el pubis hasta el borde caudal del hígado. Utilice un forcutting escalpelo de la piel con el fin de minimizar el trauma de la piel. Exponer el riñón izquierdo y sus vasos moviendo el intestino hacia el lado derecho.
- Retire con cuidado la cápsula renal con pinzas Dumont punta en ángulo y los hisopos de algodón.
- Ocluir la arteria renal izquierda, vena y uréter cerca de la renalhilo con dos ligaduras con hilo quirúrgico (Mersilene 4-0, Ethicon, cat. no. EH6732H). Impuestos Especiales de la mayor parte del riñón, dejando sólo el hilio renal. Limpie la superficie de corte con hisopos de algodón y compruebe si el sangrado. Añadir otra ligadura si es necesario.
- Diseccionar cuidadosamente sin rodeos a través del tejido conectivo que cubre la aorta infrarrenal y la vena cava caudal en el sitio con hisopos de algodón.
- Separe cualquier nervio visible desde la aorta infrarrenal y la vena cava utilizando pinzas Dumont punta en ángulo.
- Diseccionar cuidadosamente a través de la hoja de tejido conectivo entre la aorta infrarrenal y la vena cava, formando dos aberturas de 2-4 mm de longitud: El primero por debajo de la ramificación de los vasos testiculares, y el segundo por encima de la bifurcación de los vasos ilíacos comunes. Cauterize iliolumbar las arterias y las venas en el medio.
- Dibuje un solo hilo quirúrgico (Mersilene 0;. Ethicon, gato no.EH6665E) a través de cada una de las dos aberturas. El uso de estos hilos tiran de la infrarrenalaorta y la vena cava suavemente hacia el lado derecho del animal para obtener acceso a los vasos de ramificación en el sitio dorsal. Cauterize cualquiera de estos vasos entre las dos aberturas y quitar los hilos quirúrgicos a partir de entonces.
- A continuación, ocluir la aorta y la vena cava inferior mediante la aplicación de las agujas del reloj cuatro pinzas de microcirugía (Micro Serrefines, Fine Science Tools, n º de cat 18055-04) que comienzan en la apertura superior con la aorta y terminando con la vena cava en la abertura superior (micro Serrefines , Science Tools Bellas, art 18055-03).
- Después cuidadosamente perforar el final superior de la parte aislada de la aorta con una aguja (27G Microlance 3 ¾, BD, cat.no. 302200), inserte la hoja inferior de un resorte de tijera fina (Vannas Tijeras primavera - 3 mm Hojas, Fine Ciencia Herramientas, cat.no 15000-00) a través de la abertura de punción y realizar una incisión longitudinal corto. Enjuague la aorta aislada con solución de perfusión HTK-helada para eliminar la sangre restante.
- Del mismo modo, cuidadosamente perforarel final inferior de la parte aislada de la vena cava con una aguja, insertar la cuchilla inferior de un resorte de tijera fina a través de la abertura de punción y realizar una incisión longitudinal que termina poco por debajo de la incisión de la aorta. Otra vez, enjuague el recipiente para eliminar cualquier resto de sangre.
- Retire el injerto renal de la solución de almacenamiento. Colóquelo debajo de la posición anterior del riñón izquierdo, y asegúrese de que está correctamente orientado.
- Compruebe la orientación de la arteria renal de los injertos y asegurarse de que no haya torceduras. A continuación, colocar una hoja delgada de gasa sobre el injerto y humedecerlo con solución de perfusión HTK enfriado con hielo para que se enfríe, y para evitar la desecación.
- Fijar la abertura de la parte de la pieza suprarrenal de la aorta en la que la arteria renal del injerto se abre en con hilo quirúrgico (9-0 Ethilon, Ethicon, n º de cat 2809G..) - Primero en la parte superior, a continuación, en el extremo inferior de la incisión de la aorta. Cierre la incisión hacia la derecha con una sutura continua con hilo quirúrgicoEthilon (9-0), Dumont forceps punta en ángulo y un porta-agujas Castroviejo curva (Herramientas de Bellas Ciencia, cat.. No 12061-01). Luego, cubra la primera sutura de tejido conectivo a través de una segunda sutura continua hacia la izquierda. Ahora, sólo la parte inferior de la pieza aórtica del injerto sigue siendo a ser cerrado. Regularmente enfriar la solución de perfusión del injerto con HTK enfriado con hielo.
- Perfundir el injerto con 1 ml de solución de perfusión HTK enfriado en hielo a través de una aguja de punta roma se inserta en el extremo abierto de la pieza aórtica injertos de validación de la estanqueidad y la integridad de la sutura, así como la eliminación de la sangre restante en el injerto. Después, ligar el extremo abierto de la pieza aórtica con seda quirúrgica (5-0, Vömel).
- Compruebe la orientación de la vena renal injertos y asegurarse de que no haya torceduras.
- Fijar la abertura de la vena del injerto con hilo quirúrgico (Ethilon 9-0) - primero en la parte superior, a continuación, en el extremo inferior de la incisión en la vena cava. Cierre de la incisiónhacia la derecha con una sutura continua con hilo quirúrgico (Ethilon 9-0), Dumont pinzas punta en ángulo y un porta-agujas Castroviejo curvo. Regularmente enfriar la solución de perfusión del injerto con HTK enfriado con hielo.
- Antihorario eliminar las abrazaderas de microcirugía, comenzando con la vena cava superior abrazadera. Después de quitar el último pinzamiento aórtico, deje cuidadosamente sangrado leve finalmente con hisopos de algodón. Después de unos segundos, el injerto se volverá rosa teñida, y debe aparecer contracciones uretric.
- Para la inserción del uréter en la vejiga injertos `s destinatario retire con cuidado una pequeña porción de la musculatura en la parte superior de la vejiga usando una tijera primavera Vannas (Estudiante Vannas tijera primavera rectas, Herramientas de Bellas Ciencia, n º de cat 91500-09 ). A continuación, retire el tejido circundante (principalmente grasa) del uréter de injerto utilizando pinzas Dumont punta en ángulo. Por lo tanto, tomar cuidadosamente la punta del uréter y suavemente separar el tejido circundante de grasa, conectivo y de los vasos incrustados lado a otrom que tirando de ellas en la dirección opuesta. Fijar la punta uretric en el extremo de un hilo quirúrgico (6-0 Prolene, Ethicon, gato.. Ninguna 8697H) y perforar la parte superior previamente preparada de la vejiga con la aguja fija. Tire el uréter a través de la vejiga y salir de ella en la base a través de una segunda perforación.
- Fijar el previamente del uréter separados tejido en la parte superior de la vejiga con hilo quirúrgico (Ethilon 9-0). Corte la punta del uréter con el hilo quirúrgico adjunto y tire el uréter hacia la vejiga, presionando suavemente desde abajo. A continuación, cierre la segunda punción vesical con hilo quirúrgico (Ethilon 9-0).
- Cierre de la pared abdominal y la piel por dos suturas continuas pero separado utilizando hilo de sutura quirúrgica (Mersilene 0). Desinfectar la herida con yodo Pividon y administrar buprenorfina (0,1 mg por kg / peso corporal / día) sc durante tres días después de la cirugía para controlar el dolor de la herida.
3. Imágenes aloinjerto Rechazo
- Anestesiar la rata postprandiales utilizando isoflurano 2-2,5%.
- 30 MBq de FDG (30 MBq de FDG en 0,1 ml de NaCl al 0,9%) se administró iv a través de la cateterización de una vena lateral de la cola con un G catéter 24 (Braun, Introcan, 4252500-01). Después, purgar el catéter con 0,9 ml de solución de NaCl al 0,9%.
- Agregar la rata en una inmovilización sin anestesia hasta el inicio de la exploración y el hidrato de animales por inyección iv de 1 ml de solución de NaCl al 0,9% por hora.
- Rata reanestesiar utilizando isoflurano 2% inmediatamente antes de que comience la exploración.
- Coloque rata anestesiada en una alta resolución de la cámara basada en múltiples hilos animales cámara quadHIDAC PET (Positron Systems Ltd Oxford, Oxford, Reino Unido). La resolución espacial del escáner de PET es de 1,0 mm y es constante en todo el campo de visión (diámetro, 165 mm de longitud axial, 280 mm). Supervisión y control de la temperatura corporal durante el análisis utilizando un sensor de temperatura rectal y la anestesia de control con un oxímetro de pulso.
- Inicio adquisición dinámico para 60 men el inicio de 180 minutos después de la FDG-inyección para reducir la acumulación de trazador en los riñones causado por la excreción renal de FDG.
- Aplicar 5 MBq de 18 iv F-fluoruro y realizar otra exploración PET inmediatamente después de la inyección de 18 F-fluoruro durante 60 min sin mover la posición de la rata en el escáner para la identificación de parénquima renal y para el cálculo de 18 F-5 aclaramiento. Reconstruir imágenes de ambas exploraciones. Trazar manualmente un volumen de interés (VOI) en las imágenes reconstruidas 2 minutos después de la inyección de 18 F-fluoruro (perfusión de fase) en torno a la corteza renal y transferir el VOI a las imágenes FDG. Excluir cuidadosamente la pelvis renal del VOI. Reconstruir imágenes de ambos análisis y trazar manualmente un volumen de interés (VOI) alrededor de la corteza renal. De datos en modo de lista fueron reconstruidas en imágenes con un tamaño de voxel de 0,4 × 0,4 × 0,4 mm 3. Excluir cuidadosamente la pelvis renal del VOI.
- Calcular la captación de FDG por la relación Of recuentos totales y volumen y calcular el porcentaje de dosis inyectada (% ID). Se utilizó MATLAB (versión R2011b, MathWorks, Natick, MA, EE.UU.) y la obtención de imágenes tomográficas (TIM) Versión 2.8 para el análisis de imágenes.
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Representative Results
Histología
Durante los leucocitos AR, es decir, principalmente los linfocitos T son reclutados en el trasplante, mientras que la severidad del rechazo se refleja por el grado de inflamación. En la tinción de ácido periódico de Schiff (PAS) se muestra aquí (Figura 1), el aloinjerto renal muestra signos histológicos significativos de AR, es decir glomerulitis, tubulitis, endotelialitis e infiltración del injerto (Figura 1, ATX POD4) (POD = día del postoperatorio) mientras que los signos de rechazo están ausentes en el riñón control nativo (Figura 1, CTR), células infiltrantes de injerto son células altamente activos metabólicamente, que consumen grandes cantidades de glucosa. Sin embargo, si el último está sustituido con FDG, este se acumulará en las células y puede medirse y cuantificarse mediante PET.
Imágenes de PET
Imágenes PET representativos de adquisiciones de todo el cuerpo dinámicas de una serie de un collogeneically trasplantados ratas después de inyección en la vena de la cola de 30 MBq de FDG (máximo una proyección MAP posterior, 180 min pi) (Figura 2). Una distribución típica de FDG se encuentra con la acumulación fisiológica distinta en el cerebro, el corazón, la médula ósea y las glándulas de Harder. Por otra parte, filtrada libre de FDG se acumula en el tracto urinario. En los injertos renales sometidos a AR el parénquima (círculo amarillo, riñón izquierdo) altamente acumula FDG, con un máximo en POD4, mientras que el riñón nativo (círculo verde, riñón derecho) no muestra ninguna acumulación en absoluto. Desde la pelvis renal puede contener gratuita FDG eliminado, fue excluido de otras mediciones. Figura tomada de 3.
La evaluación cuantitativa
Para obtener imágenes cuantitativas de evaluación fueron reconstruidos, los volúmenes de interés se trazaron manualmente alrededor de los riñones de acuerdo con la perfusión 18 F-fluoruro y proyectados en las imágenes FDG. Después de la exclusión de la pe renallvis significan la captación de FDG en el parénquima renal se calculó por la relación de los recuentos totales de volumen (% ID ± SEM). Los riñones en desarrollo AR mostraron un aumento significativamente la acumulación de FDG en POD4 (0,8 ± 0,06%) en comparación con los controles nativos (0,2 ± 0,02%) o los riñones trasplantados syngeneically (0,37 ± 0,04%). Por otra parte, los dos principales diagnósticos diferenciales de AR, necrosis tubular aguda es decir, como en la isquemia / reperfusión (IRI) (0,31 ± 0,02%) y aguda toxicidad inhibidor de calcineurina (CSA) (0,16 ± 0,01%) no mostraron una acumulación y FDG elevada por lo tanto, se puede distinguir de AR (Figura 3, tomada desde 3).
Figura 1. Histología. Los signos de rechazo agudo, a saber glomerulitis, tubulitis, endotelialitis, y la infiltración del injerto, se encontraron en el grupo de aloinjerto (ATX) y estaban completamente ausentes en los riñones de control (CTR).
Figura 2. Imagen FDG-PET. Representante de PET imágenes de las adquisiciones de todo el cuerpo dinámicas de una serie de una rata allogeneically trasplantado. En comparación con los riñones de control (círculos verdes) se acumula en el parénquima de los aloinjertos renales (círculos amarillos) FDG, con un máximo de POD4. Desde la pelvis renal puede contener gratuita FDG eliminado fue excluida de las medidas. Figura tomada de 3.
Figura 3. La evaluación cuantitativa. Detección de rechazo agudo mediante la medición de la ID% de la FDG. Aloinjertos renales (ATX) muestran significativamente mayor FDG acumulaciones que los riñones de control (CTR), syngeneically aloinjertos (STX), los riñones con necrosis tubular aguda (NTA) o los riñones con la toxicidad aguda inhibidor de la calcineurina (CSA), con un máximo de POD4 (ATX: 0,8 ± 0,06% CTR: 0,2 ± 0,02 %, STX: 0,37 ± 0,04%%, ATN: 0,31 ± 0,02%%, CSA: 0,16 ± 0,01%). Figura tomada de 3.
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Discussion
FDG-PET es una nueva opción para el diagnóstico de rechazo agudo. Debido a su naturaleza no invasiva y específicos, la FDG-PET es ventajas en comparación con los diagnósticos clásicos de la biopsia con aguja gruesa. En contraste con el limitado tamaño de muestra de una biopsia, el análisis PET-FDG todo el injerto. Además, se puede aplicar a los pacientes en tratamiento con anticoagulantes, y se puede llevar a cabo medidas de PET repetidamente por ejemplo, para controlar la eficacia del tratamiento 4. Además, ya hemos demostrado que dos de los principales diagnósticos diferenciales de la AR, necrosis tubular aguda es decir, causado por la isquemia reperfusión y la toxicidad aguda inhibidor de la calcineurina, se puede diferenciar de AR con FDG-PET 3. Dado que la FDG-TEP requiere cantidades relativamente bajas de actividad y de formación de imágenes de cualquiera de los pacientes de trasplante o / y en pacientes con función renal alterada no está asociado con un mayor riesgo de complicaciones graves este enfoque puede ser fácilmente transferidoen la rutina clínica diaria.
No obstante, hay que tener en cuenta que la FDG es un marcador poco específico evaluar la actividad metabólica regional. Por lo tanto, la infección del injerto o tumores pueden dar lugar a falsos resultados positivos también. Drenaje de la FDG en la pelvis renal podría ser un problema cuando la evaluación de la captación de FDG en el parénquima renal. Por lo tanto, hemos elegido un tiempo de adquisición tarde tres horas después de la inyección para reducir la acumulación de trazador en los riñones causado por la excreción renal de FDG. Además, la pelvis renal tiene que ser cuidadosamente excluidos cuando la cuantificación de la captación de FDG renal. De acuerdo con este protocolo de PET se puede utilizar para detectar de manera no invasiva AR, para diferenciarlo de ATN y CSA, y para llevar a cabo investigaciones seriada para el seguimiento o para la evaluación de la eficiencia del tratamiento 3, 4, 6. PET con 18 F-fluoruro también es útil para evaluar (split) la función renal mediante el cálculo del aclaramiento renal de fluoruro como BEF publicadomineral de 5.
El modelo de trasplante renal alogénico utilizando LBN F1 donante y receptor ratas Lewis es un modelo ideal para la investigación de rechazo de aloinjerto agudo celular. En la ausencia de inmunosupresión de los riñones de aloinjertos desarrollan signos histológicos típicos de AR de acuerdo con la clasificación BANFF 7. Además, dependiendo de la modalidad elegida (uni-vs binephrectomized trasplante 3, 8-10) datos metabólicos pueden ser evaluados también para controlar la función del aloinjerto. Debido a la ausencia de tratamiento inmunosupresor, heridas o infecciones sistémicas de las ratas son extremadamente raros. Complicaciones quirúrgicas más comunes de este modelo incluyen la estenosis de los vasos, sobre todo visto en los puntos de inserción de los vasos de injerto en la aorta o ICV del destinatario. Esto puede causar isquemia o trombosis del injerto. Uno puede evitar esta complicación mediante incisiones más largas en la aorta y la vena cava inferior. A veces, la uremia se encuentra debido a la pérdida del injerto o ufugas reter causada por necrosis uréter o desconexión del uréter desde la vejiga. Si aparecen signos de uremia apatía por ejemplo, pérdida de apetito o aumento de peso espontánea, los animales deberán ser sacrificados inmediatamente.
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Disclosures
No hay conflictos de interés declarado.
Acknowledgments
Este trabajo fue apoyado por la Deutsche Forschungsgemeinschaft (SFB 656, Münster, Alemania, los proyectos de C7 y C6) y el IZKF Münster (Core unidad SMAP). Los autores agradecen a Truc Van Le, Anne Kanzog, Ute Neugebauer, Wiebke Gottschlich y Priebe romana por su excelente asistencia técnica y Daniel Burkert y Sven Fatum para la producción de radiotrazadores.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Equipment | |||
| Mathieu Needle Holder - 14 cm | Fine Science Tools | 12010-14 | |
| Castroviejo Micro Needle Holder - 9 cm | Fine Science Tools | 12061-01 | |
| Surgical Scissors - Sharp_Blunt | Fine Science Tools | 14001-12 | |
| Iris Scissors - ToughCut Straight 11.5 cm | Fine Science Tools | 14058-11 | |
| Student Vannas Spring Scissors | Fine Science Tools | 91500-09 | |
| Vannas Spring Scissors - 3 mm Blades | Fine Science Tools | 15000-00 | |
| Student Tissue Forceps - 1x2 Teeth 12 cm | Fine Science Tools | 91121-12 | |
| Dumont SS-45 Forceps - Inox Medical | Fine Science Tools | 11203-25 | |
| Micro-Serrefine Clip Applicator with Lock | Fine Science Tools | 18056-14 | |
| Micro-Serrefine 6 mm x 1 mm | Fine Science Tools | 18055-03 | |
| Micro-Serrefine 4 mm x 0.75 mm | Fine Science Tools | 18055-04 | |
| Reagent | |||
| Isoflurane (e.g. Forene 100% v/v) | Abott | ||
| cutane antiseptic (e.g. Octeniderm) | Schülke | ||
| Povidone Iodine (e.g. Betaisodona) | Mundipharma | ||
| ophthalmic ointment (e.g. Bepanthen) | Bayer | ||
| Buprenorphin (e.g. Temgesic) | RB Pharmaceuticals | ||
| HTK perfusion solution (e.g. CUSTODIOL HTK) | Dr. Franz Köhler Chemie | ||
| surgical thread Mersilene 0 | Ethicon | EH6665E | |
| surgical thread Mersilene 4-0 | Ethicon | EH6732H | |
| surgical thread Prolene 6-0 | Ethicon | 8697H | |
| surgical thread Ethilon 9-0 | Ethicon | 2809G | |
| surgical silk 5-0 | Vömel | 14739 | |
| Canula (e.g. Microlance 3, 27G ¾) | BD | 302200 | |
References
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