Summary
In diesem Bericht zeigen wir, die Färbung und Analyse Schritte eines Phänotypisierung Assay auf frischem Vollblut durchgeführt, um wichtige angeborenen und adaptiven Leukozytenpopulationen aufzuzählen. Wir betonen, Überlegungen für die Durchführung dieser Verfahren im Rahmen einer multizentrischen klinischen Studie.
Abstract
Kryokonservierung von Leukozyten des peripheren Blutes wird häufig verwendet, um Zellen für die Immunantwort Auswertungen in klinischen Studien erhalten und bietet viele Vorteile für eine einfache und Standardisierung von immunologischen Einschätzungen, aber nachteilige Auswirkungen dieses Prozesses haben auf einigen Zellpopulationen, wie Granulozyten, B-Zellen beobachtet und dendritischen Zellen 1-3. Untersuchung frischen Leukozyten gibt ein genaueres Bild der in vivo Zustand der Zellen, sondern ist oft schwierig, im Rahmen der großen klinischen Studien durchzuführen. Frische Zell-Assays sind abhängig von freiwilligen Verpflichtungen und Fristen und wenn zeitaufwendig, ihre Anwendung kann unpraktisch aufgrund der Arbeitszeiten von Laborpersonal erforderlich. Zusätzlich, wenn Prüfungen in mehreren Zentren durchgeführt, können Labors die Mittel und Ausbildung erforderlich, die Assays durchzuführen, die nicht in ausreichender Nähe zu klinischen Standorten befinden. Um diese Probleme anzugehen, haben wir develwickelt einen 11-farbe Antikörperfärbung Panel, das mit TruCOUNT Röhrchen (Becton Dickinson, San Jose, CA) verwendet werden, um Phänotyp und Auflisten der großen Leukozytenpopulationen im peripheren Blut, wodurch stabilere zelltypspezifisch Informationen als Assays, wie ein komplettes Blutbild (CBC) oder Assays mit kommerziell erhältlichen Platten für TruCOUNT Rohre, die nur für ein paar Zelltypen Flecken entwickelt. Die Färbung ist einfach, erfordert nur 100 ml frisches Vollblut, und dauert etwa 45 Minuten, so dass es möglich ist für Standard-Blut-Verarbeitung Labors durchzuführen. Es ist aus dem BD TruCOUNT Rohr technisches Datenblatt (angepasst Version 8/2010 ). Die Färbung Antikörper-Cocktail können im Voraus in der Masse an einem zentralen Assay Labor hergestellt und versendet die Verarbeitung vor Ort Labors. Stained Rohren befestigt werden kannund eingefroren für den Versand an die zentrale Assay Labor für multicolor Durchflusszytometrie. Die Daten aus dieser Färbung Panel generiert werden verwendet, um Veränderungen in Leukozytenkonzentrationen im Laufe der Zeit in Bezug auf Intervention verfolgen und könnte leicht weiter entwickelt werden, um die Aktivierung Staaten von spezifischen Zelltypen des Interesses zu beurteilen. In diesem Bericht zeigen wir, das Verfahren durch den Blut-Verarbeitung Laboranten zur Färbung von frischem Vollblut und die Schritte, um diese gefärbten Proben an einem zentralen Test-Labor Unterstützung einer multizentrischen klinischen Studie zu analysieren durchzuführen. Die Video-Informationen das Verfahren, wie es im Rahmen einer klinischen Studie Blutentnahme in der HIV Vaccine Trials Network (HVTN) durchgeführt wird.
Protocol
Hinweis: Um die Fluorophor-konjugierten Antikörpern vor Licht zu schützen, führen Sie alle Schritte in einer Bio-Sicherheits-Schrank mit dem Licht aus.
Ein. Antikörperfärbung Systemsteuerung Vorbereitung
- Die Antikörper-Färbung Panel kann in Tabelle 1 zu finden. Antikörperkonzentration sollte durch Titration mit Vollblut definiert werden und unter Verwendung des gleichen Durchflusszytometrie Ausrüstungen und Verfahren, die verwendet werden, um die Proben zu erwerben Phänotypisierung gebeizt wird.
- Sobald geeignete Färbung Titer bestimmt werden, kombinieren alle Antikörper in einen einzigen Mischung in einem Lock-Kapselrohr. Hinzufügen Strömung Waschpuffer (Dulbeccos PBS mit 2% hitzeinaktiviertes fötales Rinderserum), um das Gesamtvolumen auf 100 ul zu bringen. Skalieren der Mischung für die Anzahl von Abtastwerten ist angefärbt. Dieses Gemisch kann bei 4 ° C für bis zu acht Wochen gelagert werden.
2. Färbung
- Wenn das Blut gesammelt wird, ist für andere Zwecke in ad verwendet werdendition diesem Assay, setzen Sie ein Aliquot beiseite, während mehr Zeit-und Kleinschreibung auf die verbleibende Blut durchgeführt werden. Das Aliquot kann bei Raumtemperatur bis zu 4 Stunden nach der Blutabnahme ohne nennenswerte Zellverlust gespeichert.
- Überprüfen, dass es ein intaktes Wulst Pellet am Boden des Rohrs und TruCOUNT Etikett das Rohr zu identifizieren wobei die Probe gefärbt. In HVTN klinischer Studien, deren Laboratory Data Management System (Frontier Science and Technology Research Foundation; Amherst, NY) wird verwendet, um zu kennzeichnen und zu verfolgen gefärbten Proben.
- Notieren Sie die Chargennummern und Verfallsdaten aller Reagenzien. Notieren Sie sich die TruCOUNT tube bead Zählnummer durch den Hersteller auf der Tasche der Rohre vorgesehen, stellen Sie sicher, dass die Chargennummer auf dem Beutel die Lotnummer auf dem Schlauch.
- Verwenden Reverse Pipettieren genau Je 100 ul Vollblut in die TruCOUNT Rohr, knapp oberhalb der Metall-Halterung. Vermeiden Verschmieren Blut an der Seite des Rohres.
- Inkubieren TruCOUNT Röhrchen für 15 Minuten bei Raumtemperatur (15-30 ° C) im Dunkeln.
- Wenn nötig, Einen aliquoten von 10 × FACS Lyse Lösung 1X mit diH 2 O. Zusatz von 900 ul 1 × FACS Lysing Lösung des Rohres.
- Das Röhrchen verschließen und gründlich vortexen bei niedriger Drehzahl für ca. 15 Sek. mischen. Schieben Sie den Deckel fest in Sperrstellung auf dem Rohr und Dichtung mit Labor-Film.
- Bewahren Sie das Rohr bei -65 ° C bis -95 ° C, bis die Probe für den Versand an die zentrale Analyse Labor oder für die Analyse im Haus bereit. Proben sind in dieser Phase stabil für mindestens vier Wochen. Wenn Versand oder zur quantitativen Bestimmung sofortdiately, kann dieser Schritt weggelassen werden.
3. Versand
Hinweis: Die folgenden Anweisungen verwenden einen isolierten Versandsystem von Saf-T-Pak, Inc. speziell für Transportzwecke Kategorie B ausgenommen biologische Stoffe nach International Air and Transport Association (IATA) entworfen. Bei der Analyse der Proben in der gleichen Position wie die Färbung auftrat, Abschnitt 4 gehen.
- Proben können sofort nach dem Färben oder versendet werden, sobald sie bei -65 ° C eingefroren bis -95 ° C. Wickeln Sie jedes Rohr komplett in Folie und in die gefärbte Probe Box. Legen Sie die gefärbte Probe Box innerhalb einer dichten Poly-Beutel mit einem saugfähigen Material.
- Legen Sie die Dichtheit Poly-Beutel und Inhalt in einen Tyvek Beutel und Dichtung mit so wenig Luft wie möglich in der Tasche.
- Legen Sie die Probe-Paket (Probe innerhalb sekundäre Verpackung) innerhalb des inneren braunen Kasten.
- Setzen Sie den inneren braun box im Styropor Brust, Befestigung in die Vertiefung der Verschiebung zu verhindern.
- Füllen Sie das Styropor Brust mit Trockeneis (ca. 8 kg) und legen Sie den Deckel fest auf der Brust.
- Sicher Band der Versandkarton und Schiff als biologische Substanz, Kategorie B (UN3373) mit der richtigen Trockeneis (UN 1845) Markierungen, folgen IATA PI-650 Anweisungen.
- Bei Empfang werden die Proben bei -65 ° C gelagert bis -95 ° C, bis sie analysiert werden.
4. Auftauen und Durchflusszytometrie-Analyse
- Entfernen der gefärbten Probe aus dem Gefrierschrank bei Raumtemperatur in der Dunkelheit vor dem Sammeln auf dem Durchflusszytometer aufzutauen. Wenn Daten über mehr als eine Probe, standardisieren den Vorgang für alle Rohre durch Staffelung Auftauen, so dass die Rohre nicht sitzen bei Raumtemperatur für mehr als 1 Stunde lang.
- Proben sollten die unter Verwendung eines Durchflusszytometers vier Laser mit geeigneten Filtern, wie dem BD LSR ausgestattet werdenII. Verwenden Sie Standard-Zytometer Kalibrierung und Fluoreszenzkompensation Methoden zur Datenerfassung 4.
Hinweis: Nicht nach vorne gesetzt streuen oder Seitwärtsstreuung Schwellenwerte während collection 5. TruCOUNT Kügelchen können unterhalb der niedrigsten möglichen Threshold-Einstellung für diese Parameter bewirken, dass ein Teil der Perlen nicht bei der Analyse berücksichtigt werden fallen. Wenn durch das Gerät erforderlich, um eine Schwelle, die niedrigste mögliche Am Cyan-Kanal Schwelle. Da CD45 + Leukozyten mit dem Panel gefärbt wird Cyan positive Am, und TruCOUNT Perlen auch fluoreszieren im Am Cyan-Kanal, sollte dies für alle relevanten Daten entsprechend gesammelt werden können.
- Vortex das Probenröhrchen für 5 Sekunden vor dem Laden auf dem Durchflusszytometer. TruCOUNT Perlen fluoreszieren stark in viele Kanäle. Tor die Perlen während der Sammlung durch Auffinden der Bevölkerung, die stark doppelt positiv für PE Cy5 und APC (die beiden colors, dass die meisten der Perlen leicht unterscheiden von den Zellen können je nach Instrumentierung variieren). Wählen Sie den Wulst Tor als Stoppen Tor, und Daten aufzeichnen, bis mindestens 20.000 Perlen erworben werden.
- Analysieren Sie die Daten mit Hilfe geeigneter Software wie FlowJo (Treestar; Ashland, OR). Abbildung 1 zeigt die Gating-Schema für die Analyse der verschiedenen Leukozyten-Populationen aus einer repräsentativen Kontrolle Blutentnahme verwendet.
5. TruCOUNT Berechnungen
- Jeder TruCOUNT Röhre enthält eine lyophilisierte Pellet fluoreszierende Kügelchen. Nach Zugabe von Flüssigkeit zu dem Rohr und Vortexen sollten die Perlen sich gleichmäßig über der Probe verteilt. Die Zahl der Raupen in der Pellet variiert leicht durch Losnummer und kann auf der Aufbewahrungstasche für die Rohre zu entnehmen.
- Tor die TruCOUNT Perlen und Zellpopulationen wie in Abbildung 1 gezeigt, Veranstaltung zählt für jede Population zu bestimmen. Vergleicht man die Anzahl der Ereignisse in die Wulst Gate zur Gesamtzahl von Kügelchen ursprünglich in der Röhre erlauben, das Verhältnis der Probe gesammelt, die dann verwendet werden, um die absolute Konzentration (dh Zellen / ul) für jede Population zu bestimmen bestimmen. Zellkonzentration (# Zellen / Mikroliter Vollblut) = [# Bevölkerung events / (# bead events / # total Perlen in Pellet)] / 100 ul: Die folgende Gleichung kann für diesen Zweck verwendet werden.
6. Repräsentative Ergebnisse
Abbildung 1. Gating-Schema für die Analyse der wichtige Leukozytenpopulationen zeigt repräsentative Daten von einem gesunden Freiwilligen verwendet. A) TruCOUNT Perlen (i) sind gated und ausgeschlossen von Zellen. Granulozyten (ii) werden abgegrenzt und lympohcytes und Monozyten sind in 3 popluations unterteilt: CD14Lymphozyten negativ (iii), alle CD14-negativen Zellen (iv), und nicht-Lymphozyten (v). B) CD14 negativen Lymphozyten sind gated an CD4 + T-Zellen (vi), CD8 + T-Zellen (vii), B-Zellen (viii), CD56 hell NK-Zellen (ix), CD56 dim NK-Zellen (x), und CD56 negativen NK-Zellen zu unterscheiden (xi). C) Alle CD14 negative Zellen sind gated um myeloide (xii) und plasmazytoiden (xiii) dendritische Zellen zu unterscheiden. D) Non-lympocytes sind gated nicht-klassischen (xiv), Mittelstufe (xv) und klassische (xvi) Monozyten zu unterscheiden. Klicken Sie hier für eine größere Abbildung zu sehen .
Spezifischere Zelluntergruppen die nicht in 1 (zB NKT-Zellen oder Neutrophile) gezeigt können auch unter Verwendung der Platte unterschieden präsentieren wir werden, und die Gating-Schema kann erweitert oder modifiziert werden, um spezifische Studie Bedürfnisse zu erfüllen. Bestimmte Gating gezeigten Schritte sind einzigartig für diese Methode. Besonders erwähnenswert ist, einer Einbeziehung Tor undAusschluss Gate sind um die Kügelchen TruCOUNT gezogen und auf die Oberseite voneinander ein bis Gate die Perlen zum Zählen und ein um die Kügelchen aus dem zellulären Analyse (Abbildung 1A) auszuschließen. Auch weil Lymphozyten, Monozyten und Granulozyten nicht so leicht in Vollblut unterscheiden, wie sie in peripheren mononukleären Zellen durch Vorwärtsstreuung und seitliche Streuung, Gating diesen Zellen mit CD45-Expression und Seitenstreuung ist oft notwendig (1A) sind. Kontaminierende Granulozyten (eingekreist), die nicht von Lymphozyten und Monozyten mit CD45 und side scatter getrennt werden konnten unterscheidbar sind in einigen Parzellen durch ihre hohe CD16 Expression (Abbildung 1C und 1D). Die Anzahl der kontaminierenden Granulozyten ist üblicherweise klein, und sie nicht mit Monozyten und NK-Zell-Gating stören.
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Discussion
In diesem Bericht stellen wir eine Bead-basierte Verfahren zum Aufzählen Leukozytenpopulationen in frischem Vollblut mittels Durchflusszytometrie und decken die notwendigen Parameter für den Einsatz in einer multizentrischen klinischen Studie mit zentraler Probenanalyse. Diese Methode baut auf und optimiert die BD TruCOUNT Protokoll und ermöglicht seinen zuverlässigen Einsatz in einer multizentrischen klinischen Studie. Die Färbung Test ist einfach und dauert etwa 45 Minuten in Anspruch, so dass es möglich ist für Blut Verarbeitung Laboranten, um es auszuführen und zu frieren und versenden die Proben zu einem zentralen Prüflabor für die Analyse. Der Test benötigt nur 100 ul Vollblut, die die Notwendigkeit für zeit-und kosten-intensive PBMC Verarbeitung eliminiert und verbraucht weit weniger Volumen als Standard-Phänotypisierung Assays. Zusätzlich kann durch Verwendung von frischem Vollblut, dieser Assay genauer zeigt die in vivo Zustand der Zellen und eliminiert die schädlichen Wirkungen der Kryokonservierung auf irgendeinem Zelltyp beobachtets 1-3. Diese Färbung Verfahren erzeugt eine genaue Messung der Zellkonzentration, aber mit dem zusätzlichen Vorteil der Unterscheidung signifikant mehr Zelltypen als CBC und andere Zählverfahren. Der Schlüssel zum Erhalten von genauen und konsistente Ergebnisse zu standardisieren sorgfältig kritischen Schritte in dem Protokoll und ein Dokumentationssystem die Spur hält aller Schritte damit irgendwelche Anomalien, die entdeckt werden, um die Quelle des Fehlers festgestellt werden kann auszunutzen.
Es gibt mehrere kritische Schritte während des gesamten Prozesses, der die Qualität der Daten aus diesem Assay erworbenen beeinflussen. Erstens ist eine Standardisierung der Behandlung und Handhabung von Blut aus der Zeit, die bis zum Zeitpunkt eingefärbt gezogen wird wichtig, ähnlich wie zuvor für PBMC Verarbeitung 6 gemeldet. Wir erhalten konsistente Daten, wenn Blut in den Sammelrohren an der klinischen Ort gelagert und transportiert die Verarbeitungsvorgänge Labors bei Umgebungstemperatur ist Färbungdurchgeführt innerhalb von 4 Stunden Blutentnahme und die gefärbten Proben werden dann auf Trockeneis an der zentralen Prüflabor ausgeliefert. Darüber hinaus, indem die Antikörper-Cocktail an der zentralen Labor und Versand an die Verarbeitung vor Ort Labors stellen wir sicher, Konsistenz zwischen den Standorten und können jeden Cocktail auf einer Steuerung Blutentnahme testen, bevor es benutzt wird, um Prüfmuster Fleck. Es ist wichtig, dass der zentrale Prüflabor diesen Prozess zu standardisieren. Daher empfehlen wir einmal die konstituierenden Antikörper titriert werden, um die Trennung zwischen den positiven und negativen Populationen 7 zu optimieren, die gleiche Menge an Antikörper für die Färbung von allen Proben in einer klinischen Studie verwendet werden, um einheitliche Färbung Ebenen für jeden Marker aufrechtzuerhalten. Wenn dies nicht möglich ist (z. B. mangelnde Verfügbarkeit von einem Antikörper Herstellers) sollte jede neue Charge von Antikörper entsprechend titriert werden, um sicherzustellen, dass die Durchflusszytometrie Daten vergleichbar sein, die unter Verwendung der früheren Menge. Das zentrale Labor-unddie Verarbeitung vor Ort Labor muss mit großer Sorgfalt zu versenden und speichern Sie die Antikörper-Cocktail bei 4 ° C und vermeiden Belichtung, um den Abbau, die auftreten können zu minimieren, vor allem mit Tandem-Farbstoffe 8-9.
Die Genauigkeit der Daten mit diesem Assay erworbenen hängt von mehreren kritischen Schritte während der Färbung und Probe Akquisition am Durchflusszytometer. Von besonderer Bedeutung ist die genaue Reverse Pipettieren von dem Blut in die TruCOUNT Rohr wesentlich; ein kleiner Unterschied in Blutvolumen könnte einen großen Einfluss auf den berechneten Konzentrationen von Zellpopulationen haben. Vortexen bei niedriger Geschwindigkeit nach Zugabe des Antikörper-Cocktail und BD FACS lysieren eine gründliche Durchmischung der Reagenzien ist ebenfalls wichtig. Ebenso Vortexen gründlich, um die Perlen gleichmäßig verzichten während der Probe vor Übernahme ist Voraussetzung für eine genaue Zählung 10. Geringfügige Abweichungen in der Analyse-Einstellungen am Durchflusszytometer kann auch einen großen Einfluss auf die erfassten Daten, so ca.Reful Augenmerk sollte auf die Kalibrierung und Einrichtung des Zytometers mit den täglichen Gebrauch 4 bezahlt werden.
Es ist auch anzumerken, dass, während vorläufigen Daten nahe, dass das Einfrieren der gefärbten Proben scheint nicht die Zellkonzentrationen erhalten (Daten nicht gezeigt) beeinflussen, dies erst noch gründlich getestet werden kann. Obwohl dies ein potenzielles Problem, können Vergleiche zwischen den Proben noch mit Vertrauen so lange gemacht werden, da alle Proben in konsistenter Weise behandelt werden.
Sorgfältige Probenverfolgung gesamten Färbung und Analyse ist besonders wichtig, vor allem, wenn Hunderte von Proben im Rahmen einer klinischen Studie werden verarbeitet. Sobald die Daten erfasst und Analyse begonnen, ist es entscheidend zu standardisieren Analyse Gates so viel wie möglich zwischen den Proben. Eine gewisse Variabilität in der Fluoreszenz bestimmter Populationen auftreten können, insbesondere zwischen verschiedenen Freiwilligen, sondern Standard-Gate Standorten sollte das sind Anwendungen werdenKabel, so viele Proben wie möglich. Jede Verschiebung der Toren aus dem Standard-Speicherort sollten dokumentiert und berücksichtigt werden bei der Ermittlung, ob Änderungen der Zellzahl zwischen den Proben auftreten.
Dieses Färbeverfahren wurde optimiert, um die großen Leukozytenuntergruppen Mithilfe Antikörperfärbung Paneel aufzuzählen, aber das Verfahren und Platte könnte leicht modifiziert werden, um spezifische Studie Bedürfnisse zu erfüllen. Im Gegensatz zu den TruCOUNT technischen Datenblatt Verfahren, das mit 50 ul Blut schon sagt, verwendet die Methode präsentieren wir 100 ul. Durch die Verwendung eines größeren Blutvolumen kann mehrere Ereignisse während der Analyse, was nützlich ist, erworben werden, wenn das Studium Zellpopulationen mit relativ niedrigen Konzentrationen im peripheren Blut, wie dendritische Zellen. Obwohl frühere Studien dendritischen Zellpopulationen über TruCOUNT mit 50 ul und 100 ul Blutvolumina 11-12 aufgezählt haben, zeigen Berichte, dass angemessene Präzision abhängig Erwerb von mindestens 400 positiv iste Bevölkerung Ereignisse, und dies oft schwierig sein kann, mit dendritischen Zellen bei der Verwendung von nur 50 ul Blut 13. Das Blutvolumen verwendet werden weiter angepasst werden, um die Analyse-Anforderungen für bestimmte Zelltypen oder Färbung Panels zu erfüllen. Ebenso könnte die Färbung Panel modifiziert, um auf bestimmte Zelltypen zu fokussieren, so dass für die Auszählung von präziser Zelluntergruppen derzeit nicht von der Tafel hier (zB zusätzliche NK-Zell-Untergruppen oder regulatorische T-Zellen) dargestellt aus. Die Verwendung einer einzigen Platte vereinfacht die Färbeprotokoll und reduziert Fehler mit mehreren Platten, wie beispielsweise falsche Etikettierung von gefärbten Proben zugeordnet ist. Obwohl die Verwendung von mehreren Platten erhöht die Kosten und das Potenzial für Fehler, die getrennte Paneele auf spezifische Zelltypen für detailliertere Phänotypisierung und / oder die Aufnahme von Aktivierungsmarker, und ihre Verwendung kann leicht in multizentrischen klinischen Studien durchgeführt werden, unter Berücksichtigung die Überlegungen bisher Discussed.
| Marker | Fluorophor | Firma | Klonen |
| CD45 | Am Cyan | BD Biosciences | 2D1 |
| CD3 | FITC | BD Biosciences | SK7 |
| CD8 | PerCP Cy5.5 | BD Biosciences | SK1 |
| CD4 | AX700 | BD Biosciences | RPA-T4 |
| HLA-DR | ECD | Beckman Coulter | Immu-357 |
| CD14 | V450 | BD Biosciences | MφP9 |
| CD19 | PE | <td> BD BiosciencesHIB19 | |
| CD16 | APC-H7 | BD Biosciences | 3G8 |
| CD56 | PE Cy7 | BD Biosciences | NCAM16.2 |
| CD11c | APC | BD Biosciences | B-LY6 |
| CD123 | PE Cy5 | BD Biosciences | 9F5 |
Tabelle 1. Antikörper-Färbung Panel alle wichtigen peripheren Blut Leukozyten-Populationen zu ermitteln.
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Disclosures
Keine Interessenskonflikte erklärt.
Acknowledgments
Wir danken Jessica Jones, Erica Clark, Constance Ducar, Donna Smith, Roy Lewis, Lily Apedaile, Joanne Wiesner, Devin Adams, Corey McBain und Stephen Voght für ihre Unterstützung bei der Entwicklung dieser Methode, Manuskript und Video.
Diese Arbeit wurde von der Bill and Melinda Gates Foundation CAVD Zuschuss 38.645 (MJM) und National Institutes of Health Zuschüsse UM1 AI068618 und U01 AI069481 (MJM) unterstützt. EA-N. wird durch NIH Grant T32 AI007140 unterstützt. Wir danken dem James B. Pendleton Charitable Trust für ihre großzügige Ausstattung Spende.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Trucount Absolute Counting Tubes | BD Biosciences | 340334 | |
| 10X FACS Lysing Solution | BD Biosciences | 349202 | |
| Category B & Exempt Shipping System, Insulated | Saf-T-Pak | STP-320 | |
| CD45 AmCyan monoclonal antibody | BD Biosciences | 339192 | |
| CD3 FITC monoclonal antibody | BD Biosciences | 349201 | |
| CD8 PerCp-Cy 5.5 monoclonal antibody | BD Biosciences | 341051 | |
| CD4 Alexa Fluor 700 monoclonal antibody | BD Biosciences | 557922 | |
| HLA-DR ECD monoclonal antibody | Beckman Coulter | IM3636 | |
| CD14 v450 monoclonal antibody | BD Biosciences | 560349 | |
| CD19 PE monoclonal antibody | BD Biosciences | 555413 | |
| CD16 APC-H7 monoclonal antibody | BD Biosciences | 560195 | |
| CD56 PE-Cy7 monoclonal antibody | BD Biosciences | 335791 | |
| CD11c APC monoclonal antibody | BD Biosciences | 559877 | |
| CD123 PE-Cy5 monoclonal antibody | BD Biosciences | 551065 |
References
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