Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Biology
Click here for the English version

Biology

Toute Mont ARN fluorescent Published: January 30, 2013 doi: 10.3791/50057
Automatic Translation
*1,2, *1, 1, 1, 1,2, 1,2, 1, 1, 1,2
1Institut de Recherches Cliniques de Montréal (IRCM), 2Department of Biochemistry, Université de Montréal
* These authors contributed equally

Summary

Nous décrivons ici un ensemble de montage fluorescent

Abstract

Évaluer le profil d'expression d'un gène, ainsi que les propriétés de localisation subcellulaire de ses ARN transcrit, sont des éléments clés pour la compréhension de sa fonction biologique au cours du développement. ARN hybridation in situ (ISH-ARN) est une méthode puissante utilisée pour visualiser les propriétés de distribution d'ARN, que ce soit au niveau de tous les organismes, cellulaires ou subcellulaires 1. ARN-ISH est basée sur l'hybridation d'une sonde d'acide nucléique marquée (par exemple un ARN antisens, oligonucléotides) complémentaire de la séquence d'un ARNm ou d'une cible non-codante d'ARN d'intérêt 2. Comme la procédure exige des renseignements séquence primaire seul à générer une séquence des sondes spécifiques, il peut être universellement appliquée à un large éventail d'organismes et les échantillons de tissus 3. En effet, un certain nombre d'études à grande échelle ISH ont été prises pour documenter l'expression des gènes et de l'ARN dynamique de localisation dans divers organismes modèles, ce qui a conduit à lamise en place de ressources communautaires importantes 4-11. Bien qu'une variété de marquage des sondes et des stratégies de détection ont été développées au fil des ans, l'utilisation combinée des réactifs de détection à marquage fluorescent et enzymatiques étapes d'amplification du signal offrent des améliorations significatives dans la sensibilité et la résolution de la procédure 12. Ici, nous décrivons une fluorescence optimisé méthode d'hybridation in situ (FISH) utilisant l'amplification du signal tyramide (TSA) pour visualiser l'expression de l'ARN et la dynamique de localisation des embryons de drosophile mis en scène. La procédure est réalisée en format 96 puits Plaque PCR, ce qui facilite grandement le traitement simultané d'un grand nombre d'échantillons.

Protocol

1. Préparation de la sonde d'ARN

Vue d'ensemble: La section suivante décrit les étapes nécessaires pour faire digoxigénine (DIG)-sondes marquées ARN Convient pour les poissons. La première étape consiste à cloner ou PCR amplification d'une séquence correspondant à la région transcrite d'un gène d'intérêt qui sera utilisé pour générer une sonde spécifique de la séquence. Ceci peut être obtenu par clonage premier segment de gène dans un plasmide dans lequel le site de clonage multiple est flanqué par des éléments promoteurs de bactériophage (T7, T3 ou SP6), qui peut alors servir de matrice pour la PCR en utilisant des amorces flanquantes qui incorporent les séquences promotrices , générant ainsi un produit de PCR linéaire avec des séquences promotrices différentes à chaque extrémité (figure 1A). En variante, afin d'éviter l'étape de clonage, on peut aussi réaliser une amplification par PCR à partir d'ADN génomique ou d'ADNc en utilisant des oligonucléotides qui comprennent T7, T3 ou SP6 dans leurs séquences 5 'extrémités (par exemple T7:5'-TAATACGACTCACTATAGGGAGA-3 '; T3: 5'-AATTAACCCTCACTAAAGGGAGA-3'; Sp6: 5'-ATTTAGGTGACACTATAGAAGAG-3 '). Les produits linéaires de PCR sont ensuite utilisés comme modèles pour donner un sens Dig-étiquetée ou des sondes d'ARN antisens par le ruissellement transcription in vitro avec la polymerase appropriée (figure 1B). Lors de sondes pour les gènes spécifiques, nous vous recommandons de préparer à la fois sens et antisens sondes d'ARN polymérases distinctes à l'aide, ce qui sera utile pour évaluer la spécificité du signal FISH (c.-à moins que le gène d'intérêt est transcrit dans l'orientation antisens, le sens sonde d'ARN révèle la niveau de bruit de fond). Dans toutes les étapes suivantes, il faut prendre grand soin d'éviter la dégradation potentielle par les ribonucléases contaminantes (ARNases) en commençant par le nettoyage de toutes les zones de banc et de l'équipement avec de l'éthanol à 70% ou commerciales des solutions de décontamination RNAse et en utilisant RNase-Free fournitures (par exemple l'eau, des conseils, des microtubes).

Mamanriaux

  • Tubes de 1,5 ml microtubes, (Abgene, Rochester, NY, USA Cat. No 0900)
  • Gel d'extraction de kits (QIAGEN, Mississauga, ON, Canada, cat. N ° 28706).
  • RNAse eau (Wisent, Cat Inc. N ° 809-115-CL)
  • ARN polymérases (T7, T3 ou SP6). (20 U / ul, Fermentas Biosciences. No. de cat. EP0101, EP0111, EP0131).
  • Inhibiteurs de ribonucléase RNase OUT (40 U / pl), (Invitrogen, Burlington ON. Canada.Cat. No. 10777-019).
  • Digoxigénine (DIG) des mélanges de nucléotides (DIG-11-UTP, Roche Applied Biosciences, Laval, QC, Canada. Cat. No.11209256910).

Équipement

  • Plateau de micro-centrifugeuse
  • Électrophorèse sur gel appareil
  1. Amplifier par PCR spécifique d'un gène de séquence d'ADN génomique, d'ADNc, d'ADN plasmidique ou de générer un produit PCR linéaire flanqué de bactériophage T7, des séquences de promoteur T3 ou SP6. Suivez les recommandations du fabricant pour les conditions de PCR.
  2. Vérifier la qualité et size du produit de PCR par électrophorèse sur gel d'agarose. D'accise et purifier des produits PCR en utilisant une norme de gel extraction kit selon recommandations du fabricant et éluer le produit dans 50 ul de tampon.
  3. Précipiter le produit de la PCR en ajoutant 5 ul d'acétate de sodium 3M (pH 5,2) et 150 pi de glace 100% d'éthanol froid, et placer les tubes à -70 ° C pendant la nuit. Centrifuger les tubes à 13.000 xg pendant 10 min à 4 ° C et laver le culot avec de l'éthanol à 70%. Faites tourner encore une fois, éliminer toute trace d'éthanol et sécher à l'air le culot. Remettre en suspension dans 25-50 pi d'eau sans RNase.
  4. Transcrire Creusez sonde marquée à l'aide 200-500 ng produit de PCR purifié dans une réaction de 20 ul comme suit: 2 pi de tampon de transcription T7 10X (Invitrogen), 1 pi (20 U / pl) d'inhibiteur de RNase, 2 pl Dig-NTP mélange , et 2 pl ARN polymérase T7 (20 U / pl). Amener le volume final de 20 ul avec de l'eau sans RNase. Incuber la réaction de transcription à 37 ° C pendant 3-4 heures.
  5. Réglez transcription mélange à 50 pi avec de l'eau sans RNAse et précipiter le Dig-ARN marqué la sonde comme décrit à l'étape 4. Remettre en suspension le culot d'ARN lavé dans 100 ul d'eau sans RNase. Conserver les échantillons remis en suspension à -70 ° C.
  6. Quantifier la sonde à l'aide d'un spectrophotomètre NanoDrop. Pour vérifier la qualité de la sonde, exécutez un échantillon 1-2 ul sur un gel coloré à 1-2% d'agarose au bromure d'éthidium.

2. Collecte et fixation des embryons de drosophile

Vue d'ensemble: Cette section décrit les étapes de récolte et de transformation mis en scène embryon de drosophile. Selon le nombre d'embryons nécessaires, les mouches peuvent être maintenus dans des cages de différentes tailles de population. Les étapes suivantes sont effectuées à l'aide des collections de 900 cm 3 cages cylindriques, en utilisant des plaques de 100mm de pommes de collecte de jus. La fixation adéquate exige le retrait de deux couches de protection entourant l'embryon: le chorion extérieur et l'intérieur vitellinmembrane e 13. Une fois récoltées, les embryons sont d'abord baigné dans une solution javellisée à 50% pour éliminer le chorion, puis ils sont mélangés dans une solution biphasique contenant de l'heptane (perméabilise la membrane vitelline) et du PBS contenant 3,7% de formaldéhyde. La membrane vitelline est ensuite éliminé par craquage et le transfert des embryons dans un mélange biphasique de l'heptane et de méthanol. Fixation embryon proprement dit et le retrait de la membrane vitelline est essentiel pour le succès de la procédure FISH aval.

Matériels

  • Jus de pomme plaques de gélose (40% de jus de pomme, 4% de saccharose, de l'agar 3,5%, 0,3% de méthyl paraben) avec de la pâte de levure sou-entreprises (levure de boulanger mélangé avec de l'eau à la consistance du beurre)
  • Paraformaldéhyde en poudre (Sciences de la microscopie électronique, Hatfield, PA, États-Unis, cat. N ° 19208)
  • Heptane
  • Méthanol
  • Solution Bleach 3%
  • 20 ml en verre flacons à scintillation (Thermo Fisher Scientific, Ottawa, ON, Canada, cat. No 03-337-15).

Équipement

  • Population cages
  • Paniers de collecte (faites en utilisant un maillage Nitex et la partie supérieure d'une réduction de 50 ml tube en polypropylène dans lequel un trou a été découpé dans le couvercle).
  • Petit pinceau
  • Vortex dessus de table
  1. Pré-claires bien nourris cages de population avec un jus de pomme / levure fraîche plaque pendant 1 heure à 25 ° C.
  2. Ajouter un nouveau jus de pomme / levure plaque à la cage de récolter des embryons à un stade précoce. Incuber la cage pendant 4 heures à 25 ° C (à noter que les temps de collecte peut être ajustée selon les étapes souhaitées).
  3. Préparer une solution de formaldéhyde fraîche 37% en combinant 3,7 g de paraformaldéhyde en poudre, 70 pi de KOH 2N et 7,3 ml d'eau milliQ dans un flacon à scintillation en verre sous une hotte chimique. Faire bouillir la solution jusqu'à ce que la poudre soit complètement dissoute paraformaldéhyde, puis laisser refroidir à température ambiante et filtrer dans un flacon à scintillation nouvelle.
  4. Préparer une solution de fixation par biphasiquecombinant 2,25 ml de PBS 1X avec 250 ml de formaldéhyde à 37% dans un flacon à scintillation, puis en ajoutant 7,5 ml d'heptane.
  5. Récolter la plaque de jus de pomme de la cage et la collecte des embryons en ajoutant un peu d'eau du robinet à température ambiante et délicatement brosser les embryons de la plaque avec le pinceau. Transférer les embryons remises en suspension dans un panier et rincer à l'eau tiède du robinet.
  6. Embryons Dechorionate de 90 secondes par baignant les paniers de collecte de l'eau de Javel, puis rincer abondamment à l'eau tiède du robinet (eau de javel jusqu'en odeur a disparu).
  7. Démonter le panier de collecte, la collecte des embryons délicatement à l'aide d'un pinceau et de les transférer dans la solution de fixation biphasique. Les embryons vont s'accumuler à l'interface entre le PBS et couches heptane.
  8. Flacons à scintillation joint et le fixer à un vortex. Agiter pendant 20 min à réglage le plus bas.
  9. Retirez et jetez la plupart des phases de CPE et supérieure inférieurs heptane à l'aide d'une pipette Pasteur. Aspirerle reste de PBS / heptane / embryons mélange dans la pipette. Goutte à goutte, élimine la phase inférieure du PBS de la pipette, en prenant soin de ne pas éliminer les embryons. Déposer les embryons dans un tube de 1,5 ml contenant une solution biphasique de 500 ul heptane (phase supérieure) et 500 ul de méthanol (phase inférieure).
  10. Agiter les tubes vigoureusement à la main pendant 30-45 sec pour casser les membranes vitellines. Une fois fissurée, les embryons vont sombrer dans le méthanol.
  11. Jeter la phase supérieure heptane et d'embryons non fissurées à l'interphase heptane / méthanol et ajouter 500 ul de méthanol. Agiter pendant 5 sec.
  12. Laver 3 fois avec du méthanol et de stocker les embryons à -20 ° C (à ce stade, les embryons peuvent être conservés pendant des semaines / mois).

3. Post-traitement des lavages de fixation, d'hybridation et de post-hybridation

Vue d'ensemble: Cette section détaille les étapes de traitement de perméabilisation embryon avant FISH, pré-hybridation,hybridation avec les sondes d'ARN et de post-hybridation lavages. Pour les étapes initiales de perméabilisation les embryons sont traités comme une piscine dans un seul tube (étapes 1-9 ci-dessous, dans le but de 10-15 ul d'embryons installés / échantillon), mais ils sont répartie dans des puits individuels d'une plaque de 96 puits PCR avant de procéder à l'étape de pré-hybridation (étape 10 ci-dessous). Cela permet d'assurer un traitement encore de tous les embryons dans les phases initiales de l'expérience. Lorsque la mise en place d'une expérience FISH, il est important d'inclure des contrôles négatifs pour déterminer le niveau du signal de fond dans les expériences individuelles. Pour cela, nous recommandons d'inclure l'échantillon «non-sonde» et, comme il est indiqué à l'article 1, un échantillon hybridé avec le «sens» sonde d'ARN, qui donnent généralement un signal comparable à l'état de la «non-sonde».

Matériaux:

  • Méthanol
  • Saline tamponnée au phosphate avec 0,1% de Tween-20 (PBT)
  • Protéinase-K 1 mg / ml de solution mère (Sigma Aldrich, Oakville, ON, Canada. Catalogue n ° P2308)
  • Glycine (20 mg / ml de solution mère)
  • Solution d'hybridation: formamide 50%, SSC 5X, 0,1% de Tween-20, 100 g / ml d'ADN de sperme de saumon cisaillé, 100 ug / ml d'héparine.
  • 0,2 ml halfskirted plaques à 96 puits PCR, Abgene, Rochester, NY, USA Cat. Non 0900)

Équipement

  • Four à hybridation bain, le bloc chauffant de l'eau ou numérique réglable de 56 ° C, 80 ° C ou 100 ° C, ou une machine de PCR.
  • Pipettes multicanaux (recommandé pour simplifier les opérations de lavage)
  • Nutation mélangeur
  1. Rincer les embryons dans le méthanol, puis dans un mélange 1:1 de methanol: PBT, puis deux fois en PBT.
  2. Fixer les embryons pendant 20 min dans 1 ml de PBT contenant du formaldéhyde 3,7% (fraîchement préparé comme décrit dans l'étape 11) avec balancement constant sur une nutator.
  3. Laver embryons pour 3 fois pendant 2 min en PBT tout bascule.
  4. Préparer une solution de 3 pg / ml de protéinase K (PK) dilué dans PBT et ajouter500 pi de solution à échantillons. Incuber les échantillons pendant 10 min à température ambiante sans agitation. Mélanger embryons toutes les 2 min par le jet avec une pipette ou en retournant doucement les tubes.
  5. Transfert d'embryons échantillons sur la glace pendant 1 heure.
  6. Déplacer des échantillons à la température ambiante et éliminer la solution de PK. Laver 2 fois pendant 2 minutes avec 1 ml de PBT + 2 mg / ml de glycine.
  7. Fixer des échantillons 20 min dans 1 ml de formaldéhyde PBT + 3,7% avec bascule. Rincez embryons 5 fois en PBT.
  8. Rincez embryons avec 1 ml d'un mélange 1:1 de PBT et de la solution Hyb. Remplacez-le par 0,5-1 ml de solution Hyb 100% (à cette étape, les embryons peuvent être conservés pendant plusieurs jours / semaines à -20 ° C).
  9. Embryons aliquotes dans des puits individuels d'une plaque de 96 puits (~ 10-15 pour but ul d'embryons installés / puits, prenez soin d'utiliser des embouts grande ouverture pour éviter d'endommager les embryons).
  10. Faire bouillir 100 l / échantillon de solution Hyb pendant 5 min, puis refroidir sur glace pendant 5 min. Cette solution est utilisée pour l'échantillon de pré-hybridation (pré-Hyb).
  11. Ajouter 100 ul / échantillon de pré-Hyb solution et incuber pendant au moins 2 heures à 56 ° C.
  12. Pour chaque échantillon, diluer ~ 100 ng de sonde dans 100 ul de solution Hyb. Chauffer à 80 ° C pendant 3 min, puis refroidir sur glace pendant 5 min (sondes chauffées peuvent être conservés sur de la glace pendant plusieurs heures).
  13. Enlever la solution de pré-Hyb à partir des embryons et la remplacer par la solution de sonde d'ARN.
  14. S'hybrider à 56 ° C pendant 12-16 heures.
  15. Préchauffer les solutions de lavage suivants à 56 ° C: (A) 200 l / échantillon de solution Hyb; (B) 100 l / échantillon d'un mélange 3:1 de Hyb: PBT; (C) 100 l / échantillon d'un 01h01 mélange de Hyb: PBT; (D) 100 l / échantillon d'un mélange 1:3 de Hyb: PBT; (E) 400 l / échantillon de PBT.
  16. Rincer les échantillons avec 100 ul de solution de lavage A, puis effectuer l'étape de lavage avec 100 pl / AD échantillon de solutions à 56 ° C pendant 15 min à chaque fois. Puis, lavez échantillons 4 fois pendant 5 min avec 100 ul / échantillon de la solution E à 56 ° C.
  17. Échantillons refroidir à température ambiante.

Vue d'ensemble: Cette section décrit les anticorps et les réactifs de détection utilisées pour détecter et visualiser la répartition de l'hybridation sonde d'ARN signal suivant. Ces étapes sont décrites schématiquement dans la figure 2. Ici, nous présentons uniquement les réactifs de détection standard que nous utilisons pour l'amplification du signal robuste, mais il existe une variété de réactifs disponibles dans le commerce qui peuvent être utilisés comme des alternatives, en particulier lors de l'exécution à double POISSONS expériences de co-détection des ARN différents simultanément pour les protéines-ARN double coloration. Des exemples de résultats obtenus avec ce protocole sont affichées dans la mosaïque motif de l'expression d'ARNm / localisation dans la figure 3.

Matériels

  • HRP-conjugué anticorps monoclonal anti-DIG (Jackson Laboratories Inc ImmunoResearch Cat. No. 200-032-156)
  • Conjugué à la biotine monoclonal de souris anti-DIG (Jackson ImmunoResearch Laboratories Inc Cat. N ° 200-062-156)
  • Streptavidine-HRP (Molecular Probes, Eugene, USA, Cat. No.S991)
  • Cy3-tyramide conjugués (Perkin Elmer Life Sciences, Boston, MA, Etats-Unis, No. de cat. SAT704A)
  • DABCO solution de montage: Dans un tube de 50 ml, diluer 1,25 g de DABCO (1,4-diazabicyclo [2.2.2] octane; Sigma D-2522) dans 15 ml de PBS 1X, puis ajouter 35 ml de glycérol et mélanger jusqu'à ce que tout homogène. Par mélange préalable avec du PBS, la poudre est dissoute DABCO très rapidement. Magasin solution de montage à -20 ° C.
  • Lames de verre, des lamelles

Équipement

  • Nutation mélangeur
  • Pipette multicanaux
  • Microscope à fluorescence
  1. Préparer la solution PBTB, contenant PBT + 1% de lait écrémé sec (généralement 50-100 ml est suffisant pour tout le réactif de détection et d'incubation étapes de lavage).
  2. Bloquer les échantillons pendant 10 min à température ambiante dans 100 ul PBTB / échantillon, tout en se balançant sur nutator.
    3. <li> Supprimer solution de blocage à partir d'embryons et des échantillons incuber pendant 1,5-2 heures à température ambiante avec 100 ul / échantillon de la solution de biotine anticorps monoclonal anti-DIG (dilué 1/400 en stock dans PBTB) avec bascule.
  3. Laver les échantillons 6 fois pendant 5 min chacun avec 100 ul PBTB / échantillon avec bascule.
  4. Incuber 1,5 h à température ambiante avec 75 ml / échantillon de solution de streptavidine-HRP (dilution 1/100 en stock au PBTB, 10 pg / ml de concentration finale) avec bascule.
  5. Laver les échantillons 6 fois 5 min à chaque fois. 100 PBTB ul / échantillon avec basculement (pour la contre-coloration d'ADN, diluer la concentration 1X DAPI à travailler dans PBTB et utiliser cette solution dans la première étape de lavage)
  6. Rincez embryons avec PBT, puis laver 2 fois pendant 5 min avec du PBS.
  7. Incuber les échantillons pendant 2 heures à la température ambiante sur la nutator avec 50 pl / échantillon de Cy3-tyramide solution (dilué 1/50 dans du tampon d'amplification tyramide). A partir de cette étape, assurez-vous de garder les échantillons dans un récipient blindé léger. </ Li>
  8. Laver les échantillons 6 fois pendant 5 min chacun avec 100 ul de PBS / échantillon sur nutator.
  9. Retirer du PBS et ajouter 100-125 l / échantillon de solution de montage contenant du glycérol à 70% et 2,5% (DABCO). Conserver les échantillons à 4 ° C. Ces échantillons peuvent être conservés pendant plusieurs années.
  10. En utilisant une pointe de gros calibre, remettre en suspension les embryons en pipetant doucement les échantillons et transférer 25 ul d'embryons sur une lame de verre, puis placez une lamelle sur les embryons et joint d'étanchéité sur la lame avec du vernis à ongles.
  11. Analyser les échantillons d'embryons en utilisant un microscope à fluorescence.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Quand elle est réalisée avec succès, cette procédure offre un niveau remarquablement améliorée de détail dans l'analyse spatio-temporelle de l'expression génique et la dynamique de localisation d'ARNm au cours de l'embryogenèse précoce chez la drosophile. En effet, comme illustré sur la figure 3A pour l'avorton gène pair-rule classique (piste), on peut utiliser ce protocole pour observer des événements expression des gènes via la détection de foyers transcription naissant dans des groupes d'exprimer noyaux. En outre, comme le montre la mosaïque embryon dans la figure 3B, le procédé permet la visualisation des fonctions de localisation d'ARNm en haute résolution.

Figure 1
Figure 1. Schéma de la procédure de préparation d'ARN sonde. (A) Représentation schématique de notre stratégie de synthèse Dig sondes marquées d'ARN par transcription in vitro usinmodèle de ga ADN linéaire avec des éléments flanqué d'ARN polymérase de bactériophage promoteur. (B) Photo de norme de 1% gel d'agarose montrant des exemples de sondes à ARN in vitro transcrites pour l'histone H2A, courir et doc ARN de transposons. On généralement effectuer une électrophorèse côte-à-côte à la fois le modèle de PCR et la sonde d'ARN. L'ARN apparaît typiquement comme une bande intense discrète avec une plus grande mobilité par rapport au modèle

Figure 2
Figure 2. Représentation schématique des étapes de détection de la sonde dans le procédé FISH. Après hybridation de la sonde à des embryons transformés, les sondes Dig-marqués sont enregistrés à l'aide d'une α-Dig biotinylé anticorps, qui est ensuite complexé à la streptavidine conjuguée à HRP. Amplification du signal tyramide (TSA) résultant est ensuite effectuée dans la transformation du réactif en t tyramide forme de radicaux libresrâce à l'activité de HRP. Transitoirement réactifs tyramide radicaux libres lier de manière covalente à des résidus aromatiques de protéines proches, empêchant leur diffusion loin de l'emplacement de la sonde. Le substrat tyramide est complexé à des colorants fluorescents, qui peuvent être détectés au microscope à fluorescence.

Figure 3
Figure 3. Des exemples de résultats obtenus en utilisant cette procédure FISH mettant en évidence la diversité des modes d'expression d'ARNm et de localisation subcellulaire dans des embryons de drosophile. (A) l'analyse FISH du gène pair-rule de fonctionner à des stades distincts de l'embryogenèse révèle à quel point l'expression initiale large dans la partie médiane de l'embryon au stade embryonnaire 4 est affiné dans un motif à rayures segmenté dans les étapes ultérieures. (B) description Mosaïque de résultats de FISH montrant les différentes variétés de localizatio ARNmn motifs en embryons au stade 4-7. FISH a été réalisée en utilisant des sondes marquées DIG-antisens qui ont été hybridés et détectés par des incubations successives avec la biotinylé anticorps anti-DIG, streptavidine-HRP, et Cy3 tyramide. ARN = bleu, rouge = ADN. La barre d'échelle en (A) = 25 uM, alors que dans (B) = 50 uM.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Pour les étapes de synthèse de la sonde, nous générons habituellement en run-off des sondes d'ARN antisens par transcription in vitro à partir des ADNc pleine longueur drosophile amplifiés à partir des plasmides présents dans la collection de Drosophila Gene (DGC), une ressource en détail à l'adresse suivante: http://www .fruitfly.org / DGC / index.html 14,15. Cette approche a été largement utilisé dans de grandes études ISH échelle visant à l'expression du gène de cartographie et de localisation d'ARNm dans les modèles embryons de mouches 9,16. Plasmides GCR peut être commandé à partir de la drosophile ressources génomique Center ( https://dgrc.cgb.indiana.edu/vectors/ ). La flexibilité de matières premières et de concevoir des amorces personnalisés avec T7, SP6, T3 ou surplombs permet de générer facilement des sondes pour détecter des isoformes d'ARNm spécifiques (par exemple des variantes à épissage alternatif) or ARN non codants qui ne sont pas représentés dans les collections standard d'ADNc. Lors de l'examen concevoir isoforme sondes spécifiques, nous avons constaté que les modèles allant de 250-1,000 bases peuvent donner des résultats excellents poissons.

Pour les poissons dans des embryons de mouches, nous ne pas fragmenter nos sondes par un traitement de carbonate, mais plutôt que nous utilisons toute la longueur de ruissellement transcriptions, qui peut varier de taille entre bases 500-5000. Lors de l'exécution FISH sur d'autres tissus qui sont moins perméables aux sondes de grande taille, la fragmentation peut en effet favoriser la pénétration de la sonde. Cependant, nous préférons la possibilité de préparer en utilisant des sondes plus petites matrices d'ADN amplifiés par PCR ou le regroupement de plusieurs individuellement synthétisées petites sondes ensemble, plutôt que de procéder à la fragmentation chimique des sondes grands qui peuvent donner des résultats variables et réduire la qualité globale sonde.

Comme décrit dans les étapes de collecte d'embryons, on ajoute habituellement pâte de levure pour les plaques de collecte d'embryons. Pâte de levure sera grandementaugmenter le nombre d'œufs pondus par les mouches, comme la production d'œufs dépend de la 17 environnement nutritionnel. En outre, les mouches drosophiles sera souvent pondent leurs œufs directement dans la pâte de levure. Ces embryons peuvent être facilement recueillies par dissolution de la levure pâte dans de l'eau à l'aide d'un petit pinceau et faire passer le mélange à travers un panier de collecte. Pour l'étape de dechorionation, une solution de blanchiment 3%, préparée en diluant l'eau de Javel commerciale (typiquement concentration 6%) 1:1 avec de l'eau, est utilisé dans la plupart des protocoles 13,18,19. Dans notre expérience, nous avons constaté que l'incubation des embryons avec une solution javellisée 3% pendant 90 sec offre dechorionation efficace. Ces paramètres peuvent avoir besoin d'être ajustée en fonction de la solution de javel commerciale qui est disponible, mais il faut prendre soin de ne pas surexposer les embryons à l'eau de Javel car cela peut endommager les échantillons. Pour suivre la procédure dechorionation de plus près, il est possible de regarder les embryons sous un microscope to assurez-vous que la réaction dechorionation est terminée, c'est à dire les embryons perdent leurs appendices dorsaux quand ils sont dechorionated. Enfin, pour assurer la fixation embryon proprement dit, nous utilisons les solutions de formaldéhyde fraîchement préparés, comme les anciennes solutions ont tendance à précipiter. Pour d'autres références, cette procédure a été décrite dans les articles 13,18,19 méthodes précédentes.

Pour les étapes relatives à la perméabilisation des tissus embryonnaires avec la protéinase K, ou des réactifs de détection tels que les anticorps et Cy3-tyramide, nous avons trouvé des résultats optimaux en utilisant les dilutions décrites dans ce protocole. Toutefois, en raison des variations dans les environnements de laboratoire et des stocks de réactifs, nous recommandons à chaque laboratoire de vérifier empiriquement leurs propres réactifs pour déterminer les meilleures concentrations de travail pour leurs besoins spécifiques. En outre, nous avons constaté que les concentrations optimales de réactifs peut varier en fonction des tissus analysés.

Afin de s'assurer que la procédure FISH is donnant des résultats reproductibles systématiquement, nous vous recommandons de toujours ajouter plusieurs contrôles positifs à l'essai, qui pourrait inclure des sondes pour les transcriptions avec bien défini expression / modèles de localisation (course par exemple). Transcriptions avec motifs frappants de localisation d'ARNm au cours de l'embryogenèse précoce chez la drosophile peuvent être trouvées sur le site web Fly-FISH ( http://fly-fish.ccbr.utoronto.ca/ ). A l'inverse, pour contrôler la détection du signal de fond, comme mentionné ci-dessus, il faut aussi inclure «non-sonde» et / ou des échantillons sens sondes d'ARN.

En plus du conjugué Cy3 tyramide décrite dans ce protocole, il ya une variété d'autres disponibles dans le commerce conjugués au fluorochrome réactifs tyramide de Sciences Perkin Elmer Life ou Molecular Probes (Invitrogen, le Canada, Inc), qui peuvent fournir une flexibilité supplémentaire pour des expériences d'imagerie multicolore . Bien que cette méthode décrit notre base procéure pour l'ARN FISH unique, des variantes de cette méthode peut être mise en œuvre pour des expériences plus complexes, tels que l'ARN double-FISH ou ARN-protéine co-détection. Pour plus de détails concernant ces procédures, nous vous recommandons de suivre les procédures décrites dans les méthodes existantes POISSONS papiers 18-20.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Aucun conflit d'intérêt déclaré.

Acknowledgments

Les travaux menés dans le laboratoire Lécuyer est soutenu par un financement de recherches en sciences naturelles et en génie du Canada (CRSNG), les Instituts de recherche en santé du Canada (IRSC) et le Fonds de Recherche en Santé du Québec (FRSQ). Fabio Alexis Lefebvre et Gaël Moquin-Beaudry sont pris en charge par les bourses de recherche de premier cycle du CRSNG, tandis que Carole Iampietro est pris en charge par la bourse postdoctorale Angelo Pizzagalli.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
T7, T3 or SP6 RNA Polymerase Fermentas Life Sciences EP0101,EP0111,EP0131 Kits contain reaction buffer.
DIG RNA Labeling Mix Roche Applied Science 11 277 073 910
RNAguard Amersham Biosciences 27-0816-01
3M sodium acetate
Cold 100% ethanol.
Cold 70% ethanol.
Chlorine bleach solution diluted 1:1 with water.
Heptane
Methanol
proteinase K Sigma Aldrich Oakville, ON, Canada Catalog No. P2308
40% formaldehyde solution, freshly prepared
PBS-Tween solution (PBT) 1xPBS, 0.1% Tween-20
Glycine solution 2 mg/ ml glycine in PBT
HRP-conjugated mouse monoclonal anti-DIG Jackson ImmunoResearch Laboratories Inc 200-032- 156 (1/400 dilution of a 1 mg/ml stock solution in PBTB
HRP-conjugated sheep monoclonal anti-DIG Roche Applied Science, Laval, QC 1 207 733 1/500 dilution of stock solution in PBTB
Biotin-conjugated mouse monoclonal anti-DIG Jackson ImmunoResearch Laboratories Inc., West Grove, PA, USA 200-062-156 (1/400 dilution of a 1 mg/ml stock solution in PBTB
Streptavidin-HRP conjugate Molecular Probes, Eugene OR, USA S991 (1/100 dilution of a 1 μg/ml stock

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Wilcox, J. N. Fundamental principles of in situ hybridization. J. Histochem. Cytochem. 41, 1725-1733 (1993).
  2. Tautz, D., Pfeifle, C. A non-radioactive in situ hybridization method for the localization of specific RNAs in Drosophila embryos reveals translational control of the segmentation gene hunchback. Chromosoma. 98, 81-85 (1989).
  3. Lecuyer, E., Tomancak, P. Mapping the gene expression universe. Curr Opin Genet Dev. 18, 506-512 (2008).
  4. Tomancak, P., et al. Global analysis of patterns of gene expression during Drosophila embryogenesis. Genome Biol. 8, 2007-208 (2007).
  5. Thisse, B., et al. Spatial and temporal expression of the zebrafish genome by large-scale in situ hybridization screening. Methods Cell Biol. 77, 505-519 (2004).
  6. Quiring, R., et al. Large-scale expression screening by automated whole-mount in situ hybridization. Mech. Dev. 121, 971-976 (2004).
  7. Pollet, N., et al. An atlas of differential gene expression during early Xenopus embryogenesis. Mech. Dev. 122, 365-439 (2005).
  8. Lein, E. S., et al. Genome-wide atlas of gene expression in the adult mouse brain. Nature. 445, 168-176 (2007).
  9. Lecuyer, E., et al. Global analysis of mRNA localization reveals a prominent role in organizing cellular architecture and function. Cell. 131, 174-187 (2007).
  10. Imai, K. S., Levine, M., Satoh, N., Satou, Y. Regulatory blueprint for a chordate embryo. Science. 312, 1183-1187 (2006).
  11. Bell, G. W., Yatskievych, T. A., Antin, P. B. GEISHA, a whole-mount in situ hybridization gene expression screen in chicken embryos. Dev. Dyn. 229, 677-687 (2004).
  12. Wilkie, G. S., Shermoen, A. W., O'Farrell, P. H., Davis, I. Transcribed genes are localized according to chromosomal position within polarized Drosophila embryonic nuclei. Curr. Biol. 9, 1263-1266 (1999).
  13. Rothwell, W. F., Sullivan, W. Drosophila embryo dechorionation. CSH Protoc. , (2007).
  14. Stapleton, M., et al. The Drosophila gene collection: identification of putative full-length cDNAs for 70% of D. melanogaster genes. Genome Res. 12, 1294-1300 (2002).
  15. Rubin, G. M., et al. A Drosophila complementary DNA resource. Science. 287, 2222-2224 (2000).
  16. Tomancak, P., et al. Systematic determination of patterns of gene expression during Drosophila embryogenesis. Genome Biol. 3, (2002).
  17. Terashima, J., Bownes, M. Translating available food into the number of eggs laid by Drosophila melanogaster. Genetics. 167, 1711-1719 (2004).
  18. Lecuyer, E., Parthasarathy, N., Krause, H. M. Fluorescent in situ hybridization protocols in Drosophila embryos and tissues. Methods Mol. Biol. 420, 289-302 (2008).
  19. Lecuyer, E. High resolution fluorescent in situ hybridization in Drosophila. Methods Mol. Biol. 714, 31-47 (2011).
  20. Kosman, D., et al. Multiplex detection of RNA expression in Drosophila embryos. Science. 305, 846 (2004).

Tags

Biologie du Développement numéro 71 biologie cellulaire biologie moléculaire génétique génomique, Embryon Fluorescent FISH profil d'expression génique localisation ARN ARN amplification du signal tyramide TSA KO mouche des fruits montage ensemble l'embryogenèse modèle animal
Toute Mont ARN fluorescent<em&gt; In situ</emHybridation&gt; d&#39;<em&gt; Drosophila</em&gt; Embryons
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Legendre, F., Cody, N., Iampietro,… More

Legendre, F., Cody, N., Iampietro, C., Bergalet, J., Lefebvre, F. A., Moquin-Beaudry, G., Zhang, O., Wang, X., Lécuyer, E. Whole Mount RNA Fluorescent in situ Hybridization of Drosophila Embryos. J. Vis. Exp. (71), e50057, doi:10.3791/50057 (2013).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter