Summary
Wir beschreiben ein Single-Cell-Assay mit hohem Durchsatz, die Zytotoxizität von T-Zellen zu messen, wenn mit Tumor Zielzellen inkubiert. Dieses Verfahren verwendet eine dichte, elastomeren Anordnung von Sub-Nanoliter-Wells (~ 100.000 Wells / Array) räumlich zu begrenzen, die T-Zellen und Zielzellen in definierten Verhältnissen und mit Fluoreszenzmikroskopie gekoppelt Effektor-Target Konjugation und anschließender Apoptose überwachen.
Abstract
Krebs-Immuntherapie bändigen können die Spezifität der Immunantwort zu zielen und zu beseitigen Tumoren. Adoptiven Zelltherapie (ACT), basierend auf den adoptiven Transfer von T-Zellen gentechnisch verändert, um ein chimäres Antigen-Rezeptor (CAR) ausdrücken hat beträchtliches Potential in klinischen Versuchen 1-4 dargestellt. Es gibt mehrere Vorteile bei der Verwendung CAR + T-Zellen für die Behandlung von Krebsarten, einschließlich der Fähigkeit, nicht-MHC-beschränkte Antigene gezielt eingesetzt werden und die T-Zellen zur optimalen Überleben, Homing und Persistenz im Wirt zu funktionalisieren, und schließlich, um Apoptose zu induzieren von CAR + T-Zellen bei Wirtstoxizität 5.
Abgrenzung der optimalen Funktionen des CAR + T-Zellen mit klinischen Nutzen zugeordnet ist von wesentlicher Bedeutung für die nächste Generation von klinischen Studien. Jüngste Fortschritte in der lebenden Tier Bildgebung wie Mehrphotonenmikroskopie revolutioniert haben die Studie von Immunzellen Funktion in 6,7 vivo. Während diese Studien unser Verständnis der T-Zell-Funktionen in vivo T-Zell-basierte ACT in klinische Studien haben vorgeschoben erfordert die Notwendigkeit, die molekularen und funktionellen Eigenschaften der T-Zell-Zubereitungen Vorinfusionsleitung mit klinischen Wirksamkeit Nachinfusionsleitung verknüpfen, durch Verwendung in vitro-Assays überwacht T-Zell-Funktionen wie, Zytotoxizität und Zytokinsekretion. Standard Durchflusszytometrie basierende Assays entwickelt worden, bestimmen die allgemeine Funktionsweise von Populationen von T-Zellen in der Ebene einzelner Zellen, aber diese sind nicht geeignet für die Überwachung Konjugat Bildung und Leben oder die Fähigkeit der gleichen Zelle zu töten mehrere Ziele 8.
Mikrohergestellte Arrays in biokompatible Polymere wie Polydimethylsiloxan (PDMS) ausgebildet sind ein besonders attraktives Verfahren zur räumlich beschränken Effektoren und Targets in kleinen Mengen 9. In Kombination mit automatisierten Zeitraffer-Fluoreszenz-Mikroskopie, thousands von Effektor-Target-Wechselwirkungen können gleichzeitig durch bildgebende einzelnen Vertiefungen einer nanowell Arrays überwacht werden. Wir stellen hier eine Hochdurchsatz-Methodik zur Überwachung T-Zell-vermittelte Zytotoxizität bei der Einzelzell-Ebene, die weitgehend für die Untersuchung der Funktionalität von cytolytischen T-Zellen angewendet werden kann.
Protocol
Ein. Reagenzien Vorbereitung
- Planen RPMI-PLGH durch Mischen von 500 ml RPMI-1640 und jeweils 5 ml Penicillin-Streptomycin, L-Glutamin, und HEPES-Lösung.
- Planen R10 Lösung durch Mischen RPMI-PLGH mit 10% fötalem Rinderserum (FBS). Die FBS ist hitzeinaktiviertem bei 56 ° C für 30 min vor der Zugabe.
- Vorwärmen bei 37 ° C 50 ml RPMI-PLGH, 15 ml PBS und 15 ml R10 in sterilen konischen Rohren.
- Herstellung von Arrays von nanowells in PDMS: Das Silizium-Master hergestellt ist unter Verwendung von Photolithographie Wesentlichen wie zuvor beschrieben 10. Gründlich mischen die Sylgard 184 Elastomer-Kit Basis und Härter bei 10:1 Gewichtsverhältnis in einem Einwegbecher mit einem Kunststoff-Messer. Entgasen das Gemisch in einer Vakuumkammer für 1 Stunde. Gießen Mischung auf die nanowell Array versiegeln mit einem Objektträger aus Glas und lassen Sie es für 30 Minuten sitzen. Übertragen Sie die Baugruppe in einem Ofen auf 80 ° C für 2 Stunden und ließ bei Raumtemperatur abkühlen 1 Stunde. Das Elastomer wird Aktuelle während dieser Zeit und verbindet sich mit dem Glasträger. Der Objektträger mit dem PDMS nanowell Array wird vorsichtig von der Silizium-Master aufgehoben, bedeckt mit Klebeband und gelagert, bis die zukünftige Verwendung.
2. Zielzelle (T) Labeling
- Zählen 5.000.000 Zielzellen aus Zellkultur unter Verwendung eines Hämozytometers und Pellet die Zellen in einem sterilen 15 ml konischen Röhrchen durch Zentrifugieren bei 340 × g für 5 min. Die Zellkultur wird geteilt am Vortag in 5 ml Gesamtvolumen (Dichte = 1 Millionen / ml) kultiviert und in T-25-Kolben (VWR). Protokolle für Zellzählung unter Verwendung Hämozytometer wurden im Detail zuvor beschrieben 11
- Saugen Sie überschüssige Medien hinterließ etwa 50 ml Medien.
- Vorbereiten einer Arbeitslösung von Cell Tracker Red (CTR) durch Mischen von 0,5 ul CTR Lager (1 mM) in 150 ul RPMI-PLGH (Endkonzentration 2,5 pM). Fügen Sie 150 ul der Arbeitslösung zu den Zielzellen und gründlich mit einem P200 Pipette.Alternativ können PKH 26 (Endkonzentration von 2 uM) Label Zielzellen gemäß den Anweisungen des Herstellers verwendet werden.
- Bei 37 ° C / 5% CO 2 für 20 min.
3. Effektor (E) Cell Labeling
- Zählen 5.000.000 Effektorzellen aus Zellkultur unter Verwendung eines Hämozytometers und Pellet die Zellen in einem sterilen 15 ml konischen Röhrchen durch Zentrifugieren bei 340 × g für 5 min.
- Saugen Sie überschüssige Medien
- Bereiten Sie eine funktionierende Lösung Vybrant DyeCycleViolet Stain Lösung durch Zugabe von 1 ul 5 mM Vybrant Violet Lager zu 1 ml R10 Medien (Endkonzentration von 5 uM). Fügen Sie die funktionierende Lösung zu den Zellen und resuspendieren mit P200 Pipette. Alternativ können PKH 67 (Endkonzentration von 2 uM) Label Zielzellen gemäß den Anweisungen des Herstellers verwendet werden. Wenn PKH 67 verwendet wird, dann SYTOX Green sollten nicht verwendet, da sie in der gleichen Fluoreszenzkanal sind. Die Aufzählung der apoptotischen Ziele erfolgt ausschließlich mit AnnexinV Färbung in diesem Fall.
Hinweis: Wenn die Durchführung Zeitraffer-und nicht Endpunkt Messungen, UV Farbstoffe wie Vybrant Violet sollte vermieden werden. - Bei 37 ° C / 5% CO 2 für 20 min.
4. Trennung von lebenden und toten Zellen durch einen Dichtegradienten
- Fügen Sie 6,8 ml und 6,0 ml RPMI-PLGH zum Ziel und Effektorzellen bzw. und mischen durch Auf-und Abpipettieren vorsichtig.
- Layer 3,5 ml Ficoll-Paque Plus Unterseite jedes konische Röhrchen mit Ziel-und Effektorzellen. Schicht die FICOLL langsam auf eine gute Bildung von Schichten zwischen FICOLL und Medien.
- Zentrifuge beide Rohre bei 340 × g für 30 min. ohne Bremse und Beschleunigung.
- Bei der Zentrifugation zu übertragen 7 ml vorgewärmtes PBS auf eine 4-Well-Platte. Planen nanowell Array (hergestellt in PDMS): saubere Boden Glasobjektträger mit Ethanol und oxidieren das PDMS bei hohen RF-Einstellung unter Verwendung von Plasma Oxidierer für 1 min. Dieser Schritt wird sterilize die nanowell Array gleichzeitig Rendern des PDMS hydrophil. Unmittelbar bewegen nanowell Array in der Platte mit PBS.
- Übertragen Sie die Platte mit einem Biosicherheitswerkbank und saugen überschüssiges PBS. Make 10 ml 1% Noble-Agar durch Zugabe von 100 mg Agarpulver bis 10 ml DI-Wasser und dann Mikrowelle es für 30-45 sek. Anwenden erwärmen 1% Noble-Agar am oberen und unteren Rand der Folie, die das Glas nanowell Array, um das Array zu immobilisieren und warten 10 min für Agar verfestigt enthält. 3 ml PBS und saugen überschüssiges Agar.
- 3 ml R10 auf der Oberseite des nanowell Array und lassen Sie es für ~ 10 min äquilibrieren.
- Nach Zentrifugation Ficoll aspirieren 5 ml Medien von der oberen Schicht von jedem Rohr. Achten Sie darauf, um die Schicht, welche die Zellen absaugen.
- Ernten Sie die Zellen (weiße Schicht) durch die Rückgewinnung von 1-2 ml aus der Schicht zwischen FICOLL und Medien mit P1, 000 Pipette und Umzug in neue sterile konische Röhrchen. Wiederholen Sie dies für beide Arten von Zellen, während Sie sicher, dass Sie Maximeize die Recovery-Zellen.
- 3 ml vorgewärmten RPMI-PLGH in jedes Röhrchen, durch Pipettieren gründlich mischen und Pellet durch Zentrifugation bei 340 xg für 5 min bei voller Beschleunigung und Bremse.
- Saugen Sie die überschüssige Medien, 5 ml vorgewärmten RPMI-PLGH in jedes Röhrchen und wiederholen Zentrifugation bei 340 xg für 5 min.
- Saugen Sie die überschüssige Medien und das Zellpellet in 500 ul R10.
- Zählen lebender Zellen unter Verwendung des Trypan-Blau-Ausschluss-Methode auf einem Hämozytometer.
5. Zelle Verladung auf Nanowell Array
- Saugen Sie überschüssige Medien aus nanowell Array und 2 ml frisches R10 über das Array. Saugen wieder, während Sie sicher, dass die Spitze der nanowell Array ist nicht zu nass / trocken, wie es wird die Verteilung von Zellen beeinflussen.
- Kaution 1 x 10 5 Effektorzellen in 200 ul R10 auf nanowell Arrayoberfläche (Dichte = 5 x 10 5 Zellen / ml).
- Lassen Zellen für 5 min absetzen und mit einem Standard-Gewebekulturmikroskopeinrichtung Scheck ensicherzustellen, dass die Verteilung der Zellen erwünscht ist. Fügen Sie mehrere Zellen, wenn nötig.
- Kaution 1 x 10 5 Zielzellen in 200 ul R10 auf nanowell Arrayoberfläche (Dichte = 5 x 10 5 Zellen / ml).
- Lassen Zellen für 5 min und unter Verwendung eines Standard Gewebekulturmikroskopeinrichtung Überprüfung, um sicherzustellen, dass die Verteilung der Zellen erwünscht ist niederzulassen. Fügen Sie mehrere Zellen, wenn nötig.
- Spülen nanowell Array vorsichtig mit 2 ml R10 und saugen überschüssige Medien.
- Bereiten Sie 3 ml vorgewärmten R10 in einem 15 ml sterile konische Röhre. Hinzufügen 3 ul 0,5 mM SYTOX Green Nucleic Acid Stain (Endkonzentration 0,5 uM) und 60 ul Annexin V-Alexa Fluor 647 zu arbeiten herzustellen. Hinzufügen der Gebrauchslösung auf das 4-Well-Platte sorgfältig gleichzeitig dafür, dass Zellen nicht aus den Vertiefungen verdrängt.
- Bei 37 ° C / 5% CO 2 für 15 min.
6. Imaging 1
- Erwerben Sie Bilder des nanowell Array mit einem Fluoreszenz-MikrOSCOPE: In diesem Beispiel verwenden wir ein ZEISS Observer Z-1 Mikroskop mit einem motorisierten Tisch und Lambda-DG4 ausgestattet.
- Initialisieren Sie die Software und das Mikroskop und überprüfen Sie die Signalstärke auf dem übertragenen Licht und den anderen fluoreszierenden Kanäle. Insgesamt werden fünf Kanäle entsprechend lauten: Durchlicht, Annexin V-647 (Cy5-Filter), CTR (DsRed-Filter), SYTOX Green (FITC-Filter), und Vybrant Violet (DAPI-Filter). Stellen Sie sicher, dass das Mikroskop, um eine maximale Signal-Rausch-unter Vermeidung Sättigung einzustellen.
- Set X-und Y-Position für den nanowell Array. Beginnen Prozess, indem die Null-Position und Initialisieren Fokus auf der Mitte der 7 x 7 nanowell Array Block auf der linken oberen Ecke des nanowell array Stempel. Einstellen der x, y-Position mit dem Zentrum jedes Blocks und der z-Wert übereinstimmen, um genau der Schwerpunkt jedes Blockes.
- Sobald die Position und Fokus ganz eingestellt sind, stellen Sie sicher, Bildaufnahme im linearen Modus gesetzt und Bilder aufzunehmen.
7. Post-Bildgebung
Übertragen der 4-Well-Platte, welche die nanowell Array in einen Inkubator (37 ° C / 5% CO 2) über 6 Stunden.
8. Imaging 2
Erwerben die Bilder an der zweiten Zeitpunkt, wie in Schritt 6 beschriebenen.
9. Image Analysis
- Die Belegung von Zellen innerhalb des nanowells wird durch die Verwendung von geeigneten Bildaufteilung Programme (zB ImageJ, bestimmt http://rsbweb.nih.gov/ij/ ) im Wesentlichen wie zuvor beschrieben 9,12.
- Analyse der anfänglichen Menge von Mikroskopaufnahmen (t = 0 h, t 0) wird verwendet, um eine Datenbank der einzelnen nanowells die genau eine Live Zielzelle (identifiziert erzeugenvon CellTracker Red, rot) und keine toten Zellen (gekennzeichnet durch Annexin V-Färbung, grün) [T1T 0 nanowells].
- Analyse des zweiten Satzes von Mikroskopaufnahmen (t = 6 h; t 6) wird verwendet, um autonom zu bestimmen eine zweite Datenbank von nanowells enthaltend 1 Zielzelle (rot) [6 T1T nanowells]. Eine Integritätsprüfung (Datenbankabfrage) implementiert ist, um sicherzustellen, dass alle stromführenden Targets bei t 0 bis zum Zeitpunkt t 6 Targets abgestimmt sind, um einen endgültigen Satz übereinstimmender Targets (implementiert als nanowells die T1T 0 = T1T 6, wie T1match bezeichnet haben) zu erzeugen
- Die Zahl der Effektorzellen in nanowells wird anhand Vybrant-Färbung bei t 0 [E1 nanowells]
- Eine Datenbankabfrage wird implementiert, um nanowells mit einzelnen Effektoren identifizieren einzelne Ziele (definiert als nanowells, die E1-und T1-Spiel haben, wie E1T1 bezeichnet) coinkubiert
- Effektor-induzierte Apoptose wird durch i erzielte dentifying Ziele, die Annexin V sind bei t 0 und Annexin V positiv t 4 (E1T1 mit Annexin V Ziel Färbung bei t 6) negativ.
10. Optional Zeitraffer-Imaging des Tötens mit Nikons BioStation IM
- Nehmen Sie eine Petrischale mit Deckglas unten und schneiden Sie ein kleines Stück des nanowell Array-Chip (hergestellt bei Schritt 5), die genau auf dem Deckglas passen. Stellen Sie sicher, dass der Chip feucht bleibt während des Schneidens.
- Mix 1 x 10 6 Ziele und 1 x 10 6 T-Zellen in 100 ul Medien und pipettieren es auf dem Deckglas.
- Lassen Sie etwa 15-30 min zu lassen die Zellen zu begleichen.
- Schnell kehren die kleinen nanowell Array-Chip und legen Sie es auf dem Deckglas.
- Um sicherzustellen, dass der Chip nicht in der Lage, während der Bildgebung Ort zu bewegen ein oder zwei 20mm x 20mm Deckgläser auf die Oberseite des Chips. Druck ausüben leise zu den Chip an der Unterseite der Schale drücken.
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Representative Results
Ein Beispiel für die Anwendung des High-Throughput-Assays cytolytischen ist in Abbildung 2 gezeigt. Kurz gesagt, markierten CD19-spezifische CAR + T-Zellen wurden mit markierten Maus EL4-Zielzellen in den einzelnen Wells einer nanowell Array (Sektionen 1-5) coinkubiert. Ein erstes Bild wurde auf dem automatischen Fluoreszenzmikroskop aufgenommen, um die Belegung (Effektoren und / oder Targets) jedes einzelnen nanowell auf dem Array (Abschnitt 6) identifizieren. Bildverarbeitung wurde verwendet, um alle nanowells, die genau ein einzelnes Ziel und einen einzigen Effektor zu identifizieren und nanowells enthält tote Ziele (§ 9) auszuschließen. Der Chip wurde in einen Inkubator für 6h überführt und dann ein zweites Bild des Chips aufgezeichnet wurde (Sektionen 7-8). Die Fähigkeit von Effektor zu Apoptose in Zielzellen zu induzieren, wurde durch Färben mit Annexin V, im nanowells die genau eine Effektor-und ein Ziel gemessen. Zwei parallele Versuche wurden mit den gleichen Effektoren und zwei Sätze o Ausführungf Zielzellen (EL4-CD19 + und EL4-CD19-(negative Kontrolle)), um die Frequenz von Antigen-spezifische Lyse (Abbildung 2) zu bestimmen. Es ist wünschenswert, niedrige Frequenzen von nicht-spezifische Lyse (~ 2-4%) zu erreichen. Die Methodik ist abhängig von der Verfügbarkeit der entsprechenden Zielzellen und parallelen Experimenten ausgeführt, um Apoptose in Targets unabhängig von Effektoren bestimmen. Hohe Frequenzen von Target Apoptose in Abwesenheit von Effektoren auf das 6h Zeitraum (> 8%) zeigt eine Notwendigkeit, Kultivieren und Assaybedingungen optimieren. Das Array kann nanowell für Zeitraffer-Bildgebung angepaßt werden, wenn eine kontinuierliche Überwachung erforderlich (Film 1) und dies erlaubt die Beobachtung der Effektor-Target Konjugation und anschließende Zelltod.
Abbildung 1. A. Schematische Darstellung der nanowell Array-basierte zytolytische Assay. Labelled CAR +T-Zellen (blau) und Zielzellen (red) sind in einem Array von nanowells inkubiert. Mikroskopie wird verwendet, um Effektor-vermittelten Ziel Zytolyse überwachen. B. Repräsentative Composite Aufnahmen von CD19-spezifischen CAR + T-Zellen, die Apoptose in EL4-CD19 + Zielzellen und diejenigen, die nicht zu induzieren.
Abbildung 2. Antigen-spezifische zytotoxische Aktivität von CD19-spezifischen CAR + T-Zellen. Zielzelle Histogramm der Brunnen mit einer einzigen Effektor und ein einzelnes Ziel nach 6 h Co-Inkubation. Matched Histogramme der Zielzellen ohne Effektoren gezeigt, die Frequenz des Hintergrund Zelltod hinweisen.
Movie 1. Zeitraffer-Mikroskopie der CAR + T-Zell-vermittelte Cytolyse. CAR + T-Zellen (unmarkierten) wurden mit NALM-6-GFP + Zielzellen (grün) in einer na coinkubiertnowell und Bilder wurden alle 2 min für insgesamt 12 Stunden zum dynamischen Überwachung ermöglichen entnommen. Annexin V wurde zum Kulturmedium zugegeben und apoptotischen Zellen werden markierten rot.
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Discussion
Wir haben das Protokoll für ein Hochdurchsatz-Single-Cell-Assay cytolytischen durch Co-Inkubation von Effektoren und Targets in Arrays von nanowells (Abbildung 1) aktiviert skizziert. Neben Durchsatz ein großer Vorteil des Verfahrens ist die Möglichkeit, Effektorzellen-vermittelten Zytotoxizität gegen gewünschten Zielzellen ohne Zielzelle Engineering Dies wiederum erlaubt die Verwendung von autologen oder Matched / primären Tumorzellen als Zielzellen zu überwachen. Die räumliche Begrenzung ermöglicht das Abrufen und anschließendes Klonieren von funktionellen T-Zellen am Ende des Assays 9. Eine Begrenzung des Assays ist die Notwendigkeit für spezialisierte Mikroskope mit automatisierten Stufen und schnell schaltendes Optik. Dies ist jedoch nicht eine ernsthafte Einschränkung gegeben, dass diese Maschinen sind jetzt allgemein verfügbar als Teil der Forschung Core Facilities.
Es gibt eine Vielzahl von Strömungs-Cytometrie basierten Assays, die einen höheren Durchsatz bieten, während preserving Single-Cell-Auflösung. Dazu gehören Tests, die für die Surrogat-Marker für Degranulation (CD107a) oder Perforin Inhalt Effektoren und Caspase / Granzyme Aktivität in Targets 13,14 Fleck. Diese Assays jedoch nicht wirklich überwachen Effektor-Target-Konjugation oder die Fähigkeit des Effektors in Eingriff und töten mehrere Ziele. Im Vergleich zum Goldstandard Assay wie 4h 51Cr-Release-Assay, bei E ausführen: T-Verhältnissen von 1:1, unsere Methodik der Regel meldet die gleiche Gesamtzahl der zytolytische Effektoren, während immer noch Single-Cell-Auflösung. Obwohl das Protokoll hier skizzierten nur Details auf Zytotoxizität, wie zuvor skizzierten dieser Test kann leicht mit dem microengraving Assay Zytokine durch einzelne Effektorzellen nach Ziel-Ligation 9 ausgeschieden bestimmen kombiniert werden. Es ist somit möglich, Komposit funktionellen Profile der CAR + T-Zellen, die Zytotoxizität und Zytokinsekretion bei der Einzelzell-Ebene verbinden erzeugen.
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Disclosures
Keine Interessenskonflikte erklärt.
Acknowledgments
Research berichtet in dieser Publikation wurde von der National Cancer Institute der National Institutes of Health unter-Award Anzahl R01CA174385 unterstützt. Der Inhalt ist allein in der Verantwortung der Autoren und nicht unbedingt die offizielle Meinung der National Institutes of Health.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| RPMI-1640 w/o L-glutamine | Cellgro | 15-040-CV | |
| Penicillin-streptomycin | Cellgro | 30-002-CI | 10,000 I.U. Penicillin 10,000 μg/ml Streptomycin |
| L-glutamine | Cellgro | 25-005-CI | 200 mM solution |
| HEPES | Sigma Aldrich | H3537 | 1M |
| Fetal bovine serum (FBS) | Atlanta Biologicals | S11150 | Lot tested |
| Cell Tracker Red Stain | Invitrogen | C34552 | 50 μg |
| Vybrant DyeCycle Violet Stain | Invitrogen | V35003 | 5 mM |
| SYTOX green Nucleic Acid Stain | Invitrogen | S7020 | 5 mM |
| Annexin V-Alexa Fluor 647 | Invitrogen | A23204 | 500 μl |
| Dulbecco's PBS | Cellgro | 21-031-CV | 500 ml |
| Noble agar | DIFCO | 2M220 | 100 g |
| Trypan Blue | Sigma Aldrich | T8154 | 0.4% liquid, sterile filtered |
| Hemocytometer | Hausser Scientifics | 1492 | Bright line |
| 4-well plate | Thermo Fisher | 167603 | |
| Harrick Plasma Cleaner | Harrick Plasma | PDC-32G | Basic plasma cleaner |
| Observer.Z1 | ZEISS | Fluorescent microscope (works with the three parts below) | |
| Lambda 10-3 | Sutter Instrument | Filter controller | |
| Lambda DG-4 | Sutter Instrument | Ultra-High-Speed Wavelength switcher | |
| Hamamatsu EM-CCD Camera | Hamamatsu | C9100-13 | CCD-Microscope camera |
| 15 ml conical tube | BD Falcon | 352097 | |
| 50 ml conical tube | VWR | 3282-345-300 | |
| Nikon Biostation | Nikon Instruments Inc. | Biostation IM | |
| Glass bottom culture dish | MatTek Corporation | P35G-0 | 35 mm petri dish, 10 mm microwell |
References
- Louis, C. U., et al. Antitumor activity and long-term fate of chimeric antigen receptor-positive T cells in patients with neuroblastoma. Blood. 118, 6050-6056 (2011).
- Savoldo, B., et al. CD28 costimulation improves expansion and persistence of chimeric antigen receptor-modified T cells in lymphoma patients. J. Clin. Invest. 121, 1822-1826 (2011).
- Kalos, M., et al. T cells with chimeric antigen receptors have potent antitumor effects and can establish memory in patients with advanced leukemia. Sci. Transl. Med. 3, 95ra73 (2011).
- Porter, D. L., Levine, B. L., Kalos, M., Bagg, A., June, C. H. Chimeric Antigen Receptor-Modified T Cells in Chronic Lymphoid Leukemia. N. Engl. J. Med. , (2011).
- Restifo, N. P., Dudley, M. E., Rosenberg, S. A. Adoptive immunotherapy for cancer: harnessing the T cell response. Nat. Rev. Immunol. 12, 269-281 (2012).
- Pittet, M. J., Weissleder, R. Intravital imaging. Cell. 147, 983-991 (2011).
- Sumen, C., Mempel, T. R., Mazo, I. B., von Andrian, U. H. Intravital microscopy: visualizing immunity in context. Immunity. 21, 315-329 (2004).
- Lamoreaux, L., Roederer, M., Koup, R. Intracellular cytokine optimization and standard operating procedure. Nat. Protoc. 1, 1507-1516 (2006).
- Varadarajan, N., et al. A high-throughput single-cell analysis of human CD8+ T cell functions reveals discordance for cytokine secretion and cytolysis. J. Clin. Invest. 121, 4322-4331 (2011).
- Ogunniyi, A. O., Story, C. M., Papa, E., Guillen, E., Love, J. C. Screening individual hybridomas by microengraving to discover monoclonal antibodies. Nat. Protoc. 4, 767-782 (2009).
- Streeck, H., Frahm, N., Walker, B. D. The role of IFN-gamma Elispot assay in HIV vaccine research. Nat. Protoc. 4, 461-469 (2009).
- Varadarajan, N., et al. Rapid, efficient functional characterization and recovery of HIV-specific human CD8+ T cells using microengraving. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 109, 3885-3890 (2012).
- Makedonas, G., Betts, M. R. Living in a house of cards: re-evaluating CD8+ T-cell immune correlates against HIV. Immunol. Rev. 239, 109-124 (2011).
- Telford, W. G., Komoriya, A., Packard, B. Z. Multiparametric analysis of apoptosis by flow and image cytometry. Methods Mol. Biol. 263, 141-160 (2004).
