Summary
Le poumon est perfusé à la fois par l'artère systémique bronchique et les artères pulmonaires. Dans la plupart des pathologies pulmonaires, il est le plus petit système vasculaire systémique qui montre une néovascularisation robuste. Interruption du flux sanguin pulmonaire favorise l'angiogenèse bronchique rapide. Nous fournissons des détails chirurgicales pour induire une ischémie artérielle pulmonaire gauche qui favorise la néovascularisation bronchique.
Abstract
Le poumon est perfusé adulte fois par l'artère systémique bronchique et le retour veineux entier passant à travers les artères pulmonaires. Dans la plupart des pathologies pulmonaires, il est le plus petit système vasculaire systémique qui répond à un besoin de la perfusion pulmonaire améliorée et montre une néovascularisation robuste. Pulmonaire ischémie vasculaire induite par obstruction de l'artère pulmonaire a été montré pour entraîner rapidement l'angiogenèse artérielle systémique chez l'homme ainsi que dans plusieurs modèles animaux. Bien que l'évaluation histologique de l'évolution temporelle de la prolifération artère bronchique chez le rat a été minutieusement décrite par Weibel 1, les mécanismes responsables de cette croissance organisée de nouveaux navires ne sont pas claires. Nous fournissons des détails chirurgicales pour induire une ischémie artérielle pulmonaire gauche chez le rat qui mène à la néovascularisation bronchique. Quantification de l'ampleur de l'angiogenèse présente une difficulté supplémentaire due à la présence des deux lits vasculaires dans le poumon. Méthodespour déterminer l'angiogenèse fonctionnelle basée sur des injections de microsphères marquées sont fournis.
Introduction
Angiogenèse systémique dans le poumon est bien reconnu. Dans des états pathologiques tels que l'asthme 2, la fibrose pulmonaire interstitielle 3, le cancer 4 et chronique thrombo-embolie pulmonaire 5, le système vasculaire systémique dans et autour des poumons prolifère et envahit le parenchyme pulmonaire. Cependant, les modèles animaux pour étudier cette activation différentielle de la systémique plutôt que de la circulation pulmonaire sont peu nombreux. Peut-être le modèle le plus reproductible de la néovascularisation systémique dans les poumons du mammifère adulte est celui qui se produit après l'induction de l'ischémie chronique artère pulmonaire. La réponse à obstruction de l'artère pulmonaire gauche chez l'homme 5-7, chiens 8, 9, porcs moutons 10, 11, cochons d'Inde rat 1, 12, 13, et les souris 14 est la prolifération rapide de l'artère bronchique ainsi que les artères intercostales. Les mécanismes responsables de la systémique neovascularition du poumon après une ischémie pulmonaire sont en grande partie inconnus et n'ont pas été largement étudiée. L'évolution dans le temps de l'angiogenèse bronchique chez le rat après obstruction de l'artère pulmonaire gauche a été soigneusement décrit dans l'ouvrage histologique de Weibel 1. L'extension de ce travail chez le rat, notre laboratoire a mis l'accent sur deux facteurs de croissance importants dans ce processus ainsi que le résultat physiologique de cette néovascularisation dans les poumons. Les résultats démontrent la chimiokine CXC CINC-3 est élevée peu de temps après l'ischémie et le traitement des rats avec un anticorps neutralisant CXCR2, le récepteur de CINC-3, atténue l'angiogenèse 13. La vascularisation nouvellement créé bronchique 14 jours après le début de l'ischémie pulmonaire s'est avérée anormale de protéines avec une perméabilité sensiblement augmenté 15. Fonction pulmonaire gauche n'était pas normale projection diminué la capacité de diffusion et une diminution du volume pulmonaire dans 15. Bien que la néovascularisation peut avoir contributed à la préservation du tissu pulmonaire lors d'une ischémie pulmonaire chronique, il ne semble pas être normale et peuvent contribuer à une diminution soutenue de la fonction pulmonaire.
Peut-être l'un des aspects les plus curieux de ce modèle tient à la répartition spatiale de la prolifération des vaisseaux sanguins. Malgré la libération de facteurs de croissance dans le parenchyme pulmonaire due à une ischémie, la néovascularisation provient de relativement grandes artères bronchiques en amont. L'artère bronchique normale se pose comme une petite branche de l'aorte et envahit l'arbre bronchique à la carène. Ainsi, le mécanisme par lequel les facteurs de croissance induisent la phase initiale de artériogenèse n'est pas claire. Nous suggérons que le rat, avec une anatomie vasculaire semblables aux humains, offre une occasion unique d'étudier les mécanismes responsables de l'angiogenèse systémique durant l'ischémie pulmonaire. Bien que l'obstruction complète de l'artère pulmonaire gauche est un phénomène rare chez les sujets humains,augmenté vascularisation bronchique semble être également induite chez les patients quel que soit le site et la taille de l'obstruction de l'artère pulmonaire 16. Ainsi, nous donnons une description détaillée de l'approche chirurgicale pour ligaturer l'artère pulmonaire gauche chez le rat et un moyen de quantifier l'ampleur de l'angiogenèse.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Tous les protocoles menées chez le rat ont été approuvés par les soins de la Johns Hopkins University et animaux comité sur l'utilisation et conformément aux directives du NIH. Chaque fois que possible, l'animal devrait être préparée chirurgicalement dans une zone séparée de la zone chirurgicale pour minimiser la contamination du site opératoire.
1. Anesthésie / analgésie
- Lieu rat (rats Sprague-Dawley mâles, 125-150 G, Harlan, Indianapolis, IN) dans une chambre d'induction infusé avec 3% d'isoflurane.
- Placez rat anesthésié à bord chirurgie attaché à cône de nez et d'un ventilateur avec un anesthésique isoflurane 3%. Utiliser une technique stérile pour toutes les procédures. Drapé rat afin d'assurer champ opératoire stérile.
2. Intubation
- Immobiliser appendices en décubitus dorsal à l'aide du ruban adhésif chirurgical.
- Retirer rat de cône de nez, de prolonger la langue avec des pinces rembourrées.
- Utiliser 14 intracath jauge avec stylet métallique émoussé comme guide. Faites glisser derrière pourNgue, dans la trachée.
- Retirer stylet de métal blanc en laissant intracath en plastique dans la trachée. Assurer le rat est la respiration et de l'air s'écoule à travers le tube.
- Remplacer cône de nez avec adaptateur directement au cathéter, connectez-rat pour ventilateur (90 respirations / min; 8 ml / kg volume courant; rongeurs Ventilateur Modèle 683, Harvard Apparatus, Holliston, Massachusetts).
- Appliquer Puralube (Butler Schein, Dublin, OH) pommade vétérinaire sur les yeux.
3. Thoracotomie
- Côté rat bon endroit bas, immobiliser appendices à l'aide du ruban adhésif chirurgical.
- Raser la cage thoracique gauche côté.
- Retirer l'excédent avec de la fourrure petit vide.
- Assurez-champ stérile en l'essuyant avec de l'alcool suivie de povidone-iode tige montée (Dynarex Corporation, Orangebur, État de New York). Répétez ce processus deux fois plus (pour un total de trois gommages).
- Faire une incision transversale avec ciseaux de dissection stériles ou stériles scalpel au centre du terrain.
- Blunt disséquer à travers layers du tissu et de la graisse vers le bas pour les côtes (dernière couche est une membrane mince couvrant les côtes).
- Compter les côtes de déterminer 3 ème espace intercostal.
- Utilisation stériles 45 ° Graefe forceps, l'incision franche entre les 3 e et 4 e côte.
- Insérer des séparateurs côtes, tirez doucement la création de vide ouvert avec une visualisation complète du poumon, bande endroit des sutures de maintenir ouverte.
4. Gauche ligature de l'artère pulmonaire
- Avec 90 ° Graefe pince, déplacez poumon gauche vers l'arrière avec la main droite.
- Utilisant le modèle Dumont # 5 pinces droites, prenez l'artère pulmonaire gauche et des voies respiratoires avec la main gauche. L'artère pulmonaire gauche se poser sur le dessus des voies respiratoires. Assurez-vous que le forceps sont directement perpendiculaire à la table. En outre, il est plus efficace pour ramasser l'artère pulmonaire gauche / bronche souche gauche à la position la plus distale (la plus proche du parenchyme). Poussez le poumon gauche ventilation de côté à cette manœuvre à la main gauche.
- Utilisez Dumontle motif n ° 5 45 ° pinces courbées pour séparer l'artère pulmonaire gauche de la bronche souche gauche à leurs frontières naturelles. Cette ligne de séparation apparaît mince et blanc entre les deux structures individuelles.
- Séparer directement sous artère sans passer par le récipient; glisser doucement les extrémités de la pince tenues ensemble le long de la séparation.
- Continuez jusqu'à ce que des conseils de forceps ont visiblement séparée de l'artère pulmonaire gauche et la bronche souche gauche. Seul un petit point de la pointe doit être pleinement travers. Si le sang peut être visualisée sur le bout de la pince, il n'est pas complètement à travers et ligature ne doit pas être tentée. Une fois dans l'espace, l'artère pulmonaire gauche jettera sur la courbe de la pince. Maintenir dans cette position.
- Relâchez doucement droite émoussée poignée de pince (main gauche) et prenez pièce d'une suture pré-coupé (~ 2-3 cm, taille suture en polypropylène 6-0; Myco médicaux, Cary, NC).
- Ouvrez une pince courbes berçant l'artère pulmonaire gauche et gsuture rab. Tirez doucement suture à travers l'espace entre l'artère pulmonaire gauche et bronche souche gauche dans un mouvement vers le haut par rapport à la courbe de la pince.
- Attachez l'occlusion pulmonaire gauche avec un noeud carré, reste soigneusement snip de suture.
- Fermer côtes en utilisant le forceps émoussé de tenir côte et la suture à deux reprises avec le polypropylène (monofilament bleu) taille 4-0 attaché à un 19 mm, arrière cercle 3/8 aiguille coupante (Myco médicale, Cary, NC) dans une pince hémostatique, en faisant attention de ne pas la peau de suture (seulement côtes).
- Remplissez un noeud lâche carré, gonfler les poumons, lieu expiratoire positive de pression (PEEP; 2-5 cmH 2 O), hyperinflate noeud du poumon puis fixez solidement, et faire un autre nœud complet avant la biopsie reste de suture. Retirer de la PEEP et de visualiser pendant 30 secondes pour que le poumon ne s'effondre pas. Appliquer 5 gouttes bupivicaïne (APP Pharmaceuticals, Schaumbur, IL).
- Fermer peau en plaçant colle tissulaire sur la plaie et la peau pousser ensemble à l'aide de retour end de coton-tige. Donnez bupivicaïne (2,0 mg / kg sous-cutané) sur le site de l'incision puis tous les 8 heures, pendant 24 heures ou jusqu'à ce que l'animal reprend son activité normale. Comme la couche sous-cutanée dans ce domaine est très mince, il n'est pas facile de suture sur son propre. Lorsque l'on applique de la colle tissulaire et la peau est poussé en même temps qu'il ferme également la couche sous-cutanée.
- Coupez le gaz isoflurane, mais continuer à ventiler le rat pendant 1-2 min à l'air ambiant jusqu'au retour de mouvements volontaires. Débranchez le tube trachéal du ventilateur et s'assurer que le rat respire spontanément avant de le retirer.
- Essuyez Puralube des yeux avec un coton-tige et le mouvement du moniteur et de récupération. Injecter chlorhydrate de buprénorphine (0,05 mg / kg par voie intrapéritonéale, Butler Schein, Dublin OH). Continuer livraison des analgésiques toutes les 12 heures pendant 48 heures après la chirurgie.
5. Cathétérisme artère carotide gauche
Pour évaluer l'ampleur de perfus bronchiquesion du poumon gauche ischémique à des moments souhaités après ligature de l'artère pulmonaire gauche, injecter microsphères marquées par l'artère carotide gauche dans la crosse de l'aorte. Préparer les rats comme ci-dessus 1-2.
- Couper la ligne médiane le long cou, émousser décortiquer pour révéler la trachée artère carotide gauche et (site d'injection des microsphères).
- Insérez cathéter rempli de sérum physiologique hépariné, pointe émoussée du tube PE20 (Becton Dickinson, Sparks MD) dans le récipient relié à aiguille de 25 g, 4-way robinet, seringue de 1 ml.
- Placez la bouteille de microsphères (15 um pourpre polystyrène microsphères fluorescentes, 1 x 10 6 / ml sphères; Invitrogen, Eugene, OR) dans sonicateur l'eau pendant 30 secondes.
- Retirez la bouteille, vortex et d'en tirer une hausse de 0,5 ml (500.000 microsphères) dans un 1 ml Hamilton seringue en verre (Hamilton Company, Reno, NV) à travers une aiguille de 20 g.
- Fixez une seringue Hamilton à 4 voies robinet et laisser infuser microsphères avec pompe seringue (taux: 500 pi / min; Génie De plus, Kent scientifique, Torringtsur, CT).
- Retirer la seringue Hamilton et appareils de chasse d'eau avec 1 ml de solution saline heparized à 500 l / min.
- Effectuer une thoracotomie coffre plein et être exsangue le rat en coupant la veine cave inférieure.
- Retirez le poumon gauche et d'autres tissus d'intérêt.
- Pour extraire les microsphères à partir de tissus, de prendre tout le poumon gauche du rat après saignée et le placer dans KOH 2M (4-6 ml). Placer dans un bain d'eau à 55 ° C et laisser une nuit à la digestion des tissus. Ajouter Tween 80 (0,25%) pour laver les billes, vortex (10 sec) et centrifuger (2,000 rpm, 20 ° C pendant 10 minutes). Retirer le surnageant, ajouter le 2-éthoxyéthyle (1 ml), vortex et laisser reposer pendant 1 heure. Vortex et centrifuger la suspension (2.000 rpm; (20 ° C pendant 10 min) Retirer la couche d'acétate de 2-éthoxyéthyle aqueuse contenant de la fluorescence, dans une cuvette de mesure et en utilisant un Hitachi F-2500 spectrophotomètre à fluorescence (618 612/emission excitation. , Digilab, Holliston, MA).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Fonte vasculaire: résultats des effets de l'ischémie artère pulmonaire gauche chez le rat sont représentés dans la figure 1. Montré est un méthacrylate coulé de la vascularisation bronchique et la vascularisation extensive de l'arbre bronchique gauche 28 jours après LPAL. Pour obtenir cette distribution, le système vasculaire systémique a été injecté avec un mélange de méthacrylate (rouge), rétrograde dans l'aorte descendante et la trachée est canulée et injecté avec un matériau à base de silicone blanc. Cette distribution vasculaire permet une visualisation de l'angiogenèse bronchique remarquable dans le poumon. Particulièrement remarquables sont les grandes tortueux amont vaisseaux bronchiques du poumon gauche. Bien que non représenté dans cette image, le droit des bronches est essentiellement dépourvue de grands navires à l'exception du permis normal, seul, artère bronchique droite.
Histologie: modifications de la vascularisation des voies respiratoires visualisées dans le poumon gauche coupes histologiques sont présentés dans la figure 2. Bronchbateaux ial observé 3 jours et 14 jours après LPAL sont affichés. Figure 2A montre une section des voies aériennes du poumon gauche 3 jours après LPAL. Notez importants vaisseaux bronchiques situées dans la paroi des voies aériennes. L'encart est d'une section de série de vitraux 2A pour PCNA (antigène nucléaire des cellules proliférantes). Notez les PCNA positives cellules endothéliales qui tapissent le navire bronchique. Figure 2B montre une section poumon gauche d'un rat 14 jours après LPAL. Notez la taille accrue des vaisseaux bronchiques à ce point du temps et de l'artère pulmonaire flétrie.
Angiogenèse fonctionnelle: Pour évaluer l'ampleur de la perfusion systémique du poumon gauche par les artères bronchiques, des microsphères fluorescentes ont été infusés dans l'artère carotide gauche bouchée de telle sorte que tous les microsphères mélangées dans la crosse de l'aorte dans le cadre du débit cardiaque. Fluorescence de cette taille de microsphères (15 um) était pratiquement inaperçue dans le poumon gauche de naïveles rats. Cependant il y avait une importante, le niveau significatif et constant mesurée dans le poumon gauche de rats étudié 14 jours après LPAL.
Figure 1. Fonte méthacrylate-Rouge de la néovascularisation tortueux associé aux bronches gauche (blanc) 28 jours après la ligature de l'artère pulmonaire gauche (LPAL).
La figure 2A. Section Airway à partir de poumons de rat gauche 3 jours après l'artère pulmonaire gauche (PA) montrant la ligature des vaisseaux bronchiques adjacentes à une plus grande artère pulmonaire. Encart montre une section de série colorées avec PCNA pour identifier la prolifération des cellules endothéliales de l'artère bronchique (BA). Distance barre indique 200 um.
<img src = "/ files/ftp_upload/50217/50217fig2B.jpg" alt = "Figure 2B" />
La figure 2B. Section poumon gauche prise de rat 14 jours après LPAL. Notez l'augmentation substantielle de la taille des artères bronchiques. Distance barre indique 500 um.
Figure 3: Analyse des microsphères fluorescentes déposées dans le poumon gauche de rats naïfs (n = 2 rats) et 14 jours après ligature de l'artère pulmonaire gauche. (LPAL; n = 3 rats).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Gauche ligature de l'artère pulmonaire chez toutes les espèces étudiées conduit à une néovascularisation systémique robuste du poumon ischémique. Nous avons présenté les détails de l'approche chirurgicale chez un modèle de rat. Nos résultats produit par coulée vasculaire, histopathologie, et le marquage in vivo montrent que la prolifération artères bronchiques et perfuser le parenchyme pulmonaire. Ainsi, les mécanismes de l'angiogenèse bronchique peut être étudiée dans un modèle animal qui est parallèle à la condition humaine de la maladie thromboembolique pulmonaire chronique. En outre, ce modèle animal cliniquement pertinent petite donne l'occasion d'étudier la forme et la fonction de la néovascularisation où l'expérimentation humaine n'est pas tenable.
Les interventions chirurgicales énumérées fournir suffisamment de détails tels qu'un technicien animalier avec une expérience chirurgicale doit être capable de maîtriser rapidement ces techniques. Bien que nos observations ont été principalement chez des rats Sprague Dawley mâlesles rats (75-100 g), d'autres souches sont également appropriés pour l'étude. Nous n'avons pas systématiquement évalué l'âge de la dépendance de la mesure de l'angiogenèse bronchique. Nous avons également fourni des détails pour la canulation de l'artère carotide gauche. Nous avons utilisé la mesure de microsphères fluorescentes infusé rétrograde dans l'artère carotide gauche qui se mélangent dans l'aorte puis se loger dans le poumon gauche comme marqueur de perfusion systémique du poumon ischémique et, par conséquent, l'angiogenèse fonctionnelle. Nous reconnaissons que cette mesure peut être variable en raison des variations du débit cardiaque au cours de la période de perfusion. Cependant, la mesure simultanée de la pression artérielle systémique chez des rats en permanence avant et pendant cette procédure de mesure indiqué aucun changement dans l'état cardiovasculaire. Par ailleurs, les résultats présentés dans la figure 3 montrent une petite gamme acceptable de la variabilité au sein d'un groupe de rats. Fait intéressant, les animaux naïfs ont montré une Minimally niveau détectable de la fluorescence suggérant une perfusion très faible bronchique chez des rats normaux. En utilisant des microsphères d'une taille plus petite peut permettre la détection d'un niveau différent de perfusion basale.
Nos résultats montrent une vascularisation bien développé dans les 28 jours après LPAL. Le casting méthacrylate des vaisseaux bronchiques associés à la bronche souche gauche offre une vue remarquable sur la néovascularisation vaste et tortueux qui se forme en réponse à une ischémie pulmonaire. Peut-être moins spectaculaire, mais compatible avec la distribution vasculaire sont les images obtenues à partir de coupes histologiques du poumon gauche 14 jours après LPAL (figure 2B). Les rats ont été saignés avant la récolte de tissu pour la coupe représentée. Toutefois, la croissance des vaisseaux bronchiques est particulièrement évident lorsque l'on compare la taille des vaisseaux bronchiques à des coupes histologiques de cancer du poumon gauche obtenus 3 jours après LPAL (figure 2A). Endothélium bronchique montre des signes évidents deprolifération évaluée en utilisant une coloration PCNA. Ainsi, le processus de l'angiogenèse commence très tôt après le début de l'ischémie pulmonaire.
Nos méthodes pour déterminer l'étendue de la néovascularisation vont de l'évaluation histologique précoce de la prolifération endothéliale bronchique à la mesure de microsphères de fonctionnement à plein régime, la perfusion vaisseaux bronchiques et vasculaires coulée. Notre intention est de fournir un point de vue du processus de l'angiogenèse bronchique au fil du temps. Prolifèrent comptage navire exige de la précision de l'évaluateur, la taille d'échantillon adéquate, et une hypothèse que les navires associés à des voies respiratoires sont le lieu principal de l'angiogenèse précoce. Évaluation d'hébergement microsphères dans les poumons nécessite une vascularisation angiogénique pleinement développé, par conséquent, un phénomène tardif. En outre, la méthode suppose un mélange adéquat des sphères pendant la perfusion, aucune modification du débit cardiaque au cours de la procédure, et que les changements dans le nombre de Spher déposéees reflète les changements dans le nombre de vaisseaux perfusant et non des changements dans vasoréactivité. Nous reconnaissons le défi permanent pour mieux définir le processus d'angiogenèse systémique dans un organe qui a normalement deux distincts lits vasculaires pulmonaires et les réseaux semblent rester brevet au cours de l'ischémie. Étiquettes endothéliales chez le rat n'ont pas montré un phénotype unique angiogénique qui sépare les deux vascularisations histochimique. L'imagerie in vivo est entravée à la fois par le mouvement respiratoire et cardiaque. Nous continuons à rechercher d'autres méthodes pour quantifier l'ampleur de la néovascularisation avec plus de précision. Le défi consiste à identifier un petit mais croissant lit vasculaire systémique chez les autres non-perfusion pulmonaire réseaux capillaires.
Les mécanismes responsables de l'angiogenèse induite par l'ischémie ne sont pas entièrement compris. Les travaux antérieurs implique les chimiokines CXC comme jouant un rôle à un certain moment dans le processus global 13. Because le poumon gauche de ce modèle est ischémique, mais bien aérée, inductible par l'hypoxie facteurs sont peu susceptibles de jouer un rôle dans la néovascularisation systémique qui prend place. Il convient de souligner que cette situation est la différence d'autres organes où l'ischémie est accompagné par une hypoxie tissulaire. Ainsi, les facteurs de croissance responsables de la croissance des vaisseaux complet bronchique dans les poumons ont besoin d'être complètement défini. Bien que la croissance de nouveaux vaisseaux semble être essentielle à la préservation du tissu ischémique, angiogéniques vaisseaux bronchiques ont été montré pour être dilatée, pro-inflammatoire, et hyperpermeable 15, 17. Les conséquences chroniques de ces vaisseaux anormaux incluent rétrécissement des voies respiratoires persistante due à un œdème vasodilatation et des voies respiratoires 18.
D'autres questions relatives à ce modèle ont trait au site de la libération du facteur de croissance et les navires répondant. En dépit de l'ischémie pulmonaire, ce sont les vaisseaux systémiques bronchiques qui resd au stimulus ischémique et non d'autres vaisseaux pulmonaires dans le poumon. Il n'est pas clair comment le stimulus ischémique est transmise au amont vaisseaux bronchiques. En dépit d'une multitude de facteurs de croissance susceptibles publiées par le parenchyme ischémique, comment les navires en provenance de l'aorte sont induites à proliférer de façon unique au poumon gauche n'est pas claire. L'expérimentation future est nécessaire pour répondre à ces questions.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Aucun conflit d'intérêt déclaré.
Acknowledgments
Nous reconnaissons le travail du Dr Adlah Sukkar, MD en aidant à la coulée du poumon. Ce travail a été financé par le NHLBI, HL088005.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| buprenorphine hydrochloride, Puralube | Butler Schein | ||
| bupivicaine | APP Pharmaceuticals | ||
| Povidone-Iodine swabstick | Dynarex Corporation | ||
| polypropylene suture size 6-0, 3/8 circle reverse cutting needle | Myco Medical | ||
| PE20 tubing | Becton Dickinson | ||
| 15 μm crimson polystyrene fluorospheres | Invitrogen | ||
| 1 ml Hamilton glass syringe | Hamilton Company | ||
| Equipment: | |||
| Genie Plus syringe pump | Kent Scientific | ||
| Fluorescence Spectrophotometer | Digilab | ||
| Rodent Ventilator Model 683 | Harvard Apparatus | ||
| Table 1. Table of specific reagents and equipment. | |||
References
- Weibel, E. R. Early stages in the development of collateral circulation to the lung in the rat. Circulation Research. 8, 353-376 (1960).
- Li, X., Wilson, J. W. Increased vascularity of the bronchial mucosa in mild asthma. Am. J. Respir. Crit. Care Med. 156, 229-233 (1997).
- Turner-Warwick, M. Precapillary systemic-pulmonary anastomoses. Thorax. 18, 225-237 (1963).
- Muller, K. M., Meyer-Schwickerath, M. Bronchial arteries in various stages of bronchogenic carcinoma. Pathol. Res. Pract. 163, 34-46 (1978).
- Remy-Jardin, M., Duhamel, A., et al. Systemic Collateral Supply in Patients with Chronic Thromboembolic and Primary Pulmonary Hypertension: Assessment with Multi-Detector Row Helical CT Angiography. Radiology. , 274-281 (2005).
- Karsner, H., Ghoreyeb, A. Studies in infarction: The circulation in experimental pulmonary embolism. J. Exp. Med. 18, 507-522 (1913).
- Endrys, J., Hayat, N., et al. Comparison of bronchopulmonary collaterals and collateral blood flow in patients with chronic thromboembolic and primary pulmonary hypertension. Heart. 78, 171-176 (1997).
- Virchow, V. Uber die Standpunkte in den Wissenschaftlichen Medizin. Virchow Archiv. 1, 1-19 Forthcoming.
- Fadel, E., Mazmanian, G. M., et al. Lung reperfusion injury after chronic or acute unilateral pulmonary artery occlusion. Am. J. Respir. Crit. Care Med. 157, 1294-1230 (1998).
- Charan, N. B., Carvalho, P. Angiogenesis in bronchial circulatory system after unilateral pulmonary artery obstruction. J. Appl. Physiol. 82, 284-291 (1997).
- Shi, W., Hu, F., et al. Altered reactivity of pulmonary vessels in postobstructive pulmonary vasculopathy. J. Appl. Physiol. 88, 17-25 (2000).
- Shi, W., Giaid, A., et al. Increased reactivity to endothelin of pulmonary arteries in long-term post-obstructive pulmonary vasculopathy in rats. Pulm. Pharmacol. Ther. 11, 189-196 (1998).
- Sukkar, A., Jenkins, J., et al. Inhibition of CXCR2 Attenuates Bronchial Angiogenesis in the Ischemic Rat Lung. J. Appl. Physiol. 104, 1470-1475 (2008).
- Mitzner, W., Lee, W., et al. Angiogenesis in the mouse lung. Am. J. Pathol. 157, 93-101 (2000).
- Wagner, E. M., Jenkins, J., et al. Lung and vascular function during chronic severe pulmonary ischemia. J. Appl. Physiol. 110, 538-544 (2011).
- Remy-Jardin, M., Bouaziz, N., et al. Bronchial and nonbronchial systemic arteries at multi-detector row CT angiography: comparison with conventional angiography. Radiology. 233, 741-749 (2004).
- Baluk, P., Tammela, T., et al. Pathogenesis of persistent lymphatic vessel hyperplasia in chronic airway inflammation. J. Clin. Invest. 115, 247-257 (2005).
- Bailey, S. R., Boustany, S., et al. Airway vascular reactivity and vascularisation in human chronic airway disease. Pulm. Pharmacol. Ther. 22, 417-425 (2009).
