Summary
אנחנו פיתחנו שיטה פשוטה, אמינה, וזולה יחסית לאינטובציה endotracheal בעכברים באמצעות laryngoscopy הישיר באמצעות אוטוסקופ עם ספקולום 2.0 מ"מ. טכניקה זו היא atraumatic ויכולה לשמש למדידות חוזרות בניסויים כרוניים. אנחנו מוצאים את זה מעולה להנשמה או בעבר דיווח טכניקות נזקקה לניתוח.
Abstract
עכברים, שניהם wildtype ומהונדס, הם המודל של היונקים העיקריים במחקר ביו כרגע. אינטובציה והנשמה מלאכותית נחוצות לניסויים בבעלי חיים שלמים שדורשים ניתוח בהרדמה או מדידות של תפקודי ריאות עמוקות. ההנשמה כבר את התקן לintubating את דרכי הנשימה בעכברים אלה כדי לאפשר אוורור מכאני. אינטובציה orotracheal כבר דיווחה, אך לא נוצלה בהצלחה במחקרים רבים בשל הקושי הטכני משמעותי או דרישה לציוד מיוחד ויקר מאוד. כאן אנו מדווחים טכניקה של laryngoscopy הישיר באמצעות מצויד עם ספקולום 2.0 מ"מ Otoscope ובאמצעות קטטר לוריד 20 G כמו הטובוס. אנחנו השתמשנו בטכניקה זו בהרחבה ובאמינות לצנרר ולבצע הערכות מדויקות של תפקוד ריאות בעכברים. טכניקה זו הוכיחה בטוחה, ללא מהות אובדן בעלי חיים בידיים מנוסים. יתר על כן, בטכניקה זויכול לשמש למחקרים חוזרים ונשנים של עכברים במודלים כרוניים.
Introduction
עכבר המעבדה החליף כמעט את כל המינים כמודל יונקים העיקריים של ביולוגיה וpathobiology. עכבר המעבדה הוא מיני היונקים הקטנים ביותר, כי הוכח באופן ברור ונרחב כדי להיות בעל ערך כמודל למחלה אנושית והוכיח לא יסולא בפז בהתקדמות של ההבנה של ביולוגיה ומחלות האנושיות שלנו. זמן ההריון הקצר והעלות נמוכה באופן משמעותי אפשר פיתוח ומחקר של עכברי null ומהונדסים ככלי שבשגרה במחקר ביו. עם זאת, גודלו של עכבר המעבדה הממוצע (20-25 גר ') הגביל את המחקר שלהם במחקרים המבוססים מבחינה פיזיולוגית או בניתוח, וכתוצאה מכך, כמה חוקרים ללמוד מיני יונקים גדולים יותר. מכשול לשימוש בעכברים במחקרים אלה הוא הקושי שנתקל עם טכניקות אינטובציה שתאפשר מדידות פיסיולוגיות או פרוצדורות כירורגיות נרחבות בהרדמה עמוקה. ההנשמה 1 שמשה כte סטנדרטיchnique במקום אינטובציה בגלל קלות רבה יותר של ביצוע טכניקה זו ומיומנות צנועה הנדרשת. עם זאת, ההנשמה היא לא תורם למחקרי ניתוח כרוניים או שחזור; וכך, הוא מוגבל לניסויים חריפים. ההנשמה יכולה להיות גם משתנה בלבול במחקר שבו דלקת או רפלקסים פיסיולוגיים רגישים הן חשובות.
המעבדה שלנו ניסתה את רוב הטכניקות שתוארו על ידי חוקרים אחרים ומצאה את מספק עבור מגוון רחב של סיבות. ההנשמה היא טראומטית מדי וגורמת לדימום ודלקת בדרכי הנשימה. הרבה יותר בעייתי הוא שזה לא יכול להיות חוזר ונשנה יתכן. טכניקות פולשנית יחסית רבות הדורשות השקעה צנועה בציוד לא מספיק אמינות. טכניקות אחרות דורשות ציוד יקר שקשה להצדיק מבלי לדעת אם הציוד יעבוד ביישום ספציפי. לפיכך, אנו מבקשים לפתח טכניקה לא טראומטית שלא נדרשת יותר tהאן השקעה צנועה בציוד מיוחד, יכול להתבצע במהירות ובאופן אמין, יכול להיות חוזר ונשנה במודלים כרוניים, ויכול לשמש במספר רב של בעלי חיים. כאן אנו מדווחים טכניקה כזו.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. הכנת בעלי החיים
- השג עכברים, כי הם מבוגרים יותר מגיל 8 שבועות ויותר מ 20 g (יכולים להיות מחוברים לצינורות עכברים קטנים יותר על ידי מומחה).
- הרדמה
- הזרק עכברים עם 20 מ"ג / קילוגרם, כל אחת, של קטמין ו xylazine intraperitoneally כpreanesthetic. (מינון זה אינו מספיק על מנת להרדים את העכבר באופן מלא, אך מאפשר העברה בטוחה, לאחר אינטובציה, להנשמה מלאכותית.) עם זאת, התאמה של המינונים עשויה להיות נחוצה על פי תגובת ההרדמה בהתייעצות עם הווטרינר המוסדי.)
- לגרום הרדמה בעכברים עם .3.5% isoflurane / חמצן בתא אינדוקציה ל90-120 שניות.
- שים לב לקצב הנשימה בזהירות. זה צריך להאט בהדרגה כדי לא פחות מ 45 פעימות לדקה.
2. הכנה לאינטובציה
- הסר את העכבר מתא האינדוקציה ועורפו בחוזקה.
- שימוש במלקחיים בסדר מרופדים לגנטly להאריך את הלשון מהפה.
- לשמור על סיומת של הלשון על ידי החזקת הלשון בין שתי אצבעות והפעלת כוח עדין.
- משוך את העכבר על ספקולום של Otoscope בתנועה אנכית.
- תראה דרך העיניים של Otoscope תוך scruffing בחוזקה ולמשוך את העכבר בעדינות על ידי הלשון ועורפו.
- חפש בזהירות את מיתרי קול. הם צריכים להיות גלויים לעין בשלב זה. Aditus laryngis (המבנה של הפתח בגרון) צריך להיראות יחסית לבן. לא צריך להיות תנועה של מיתרים עם כל נשימה. אם המיתרים לא זזים או הם דמיינו בצורה גרועה, לסובב את החיה מעט ובעדינות hyperextend הצוואר.
- עם היד הדומיננטית, להחזיק 20 G, 1 בקטטר, באורך 1 סנטימטר של צינורות PE10 הרחבת דרך קצה הצנתר, כמו עיפרון והכנס אותה לצד השני של המשקפת. צינורות PE משמש כstylet או פתילון.
- כוון את Tubi PE10ng (stylet) דרך מיתרי קול ולקדם 20 קטטר G (הטובוס) מעל צינורות PE עד הרכזת הוא ברמה של השן החותכת התחתונה. הסר stylet זה במהירות.
- בעדינות לקחת את בעלי החיים משל ספקולום ולאמת את מיקום הצינור על ידי הצבת את החיה על מאוורר מכאני עם 2% isoflurane הרציף כדי לשמור על הרדמה כללית לאורך כל הניסוי. דמיינו אוויר שפג תוקפם (בועות) עובר מלכודת PEEP כדי לאשר אינטובציה. למרות אינטובציה הוושט עלולה לגרום לכמה בועות, זה לא יהיה בולט או עקבי עם אינטובציה endotracheal כ. כמו כן, הקפד על מעקב לחץ אוויר לסטיות שליליות (איור 1). אלה מאשרים מיקום נכון של הצינור. לחלופין, הנח כמות קטנה של מים לצינורות עירוי ולחבר אותו לצינור ET. אימות תנועה מהעכבר עם נשימה 2. במקרה של אינטובציה הוושט, עמ 'התחקות ressure תגלה לחצים ואין סטיות שליליות גבוהים יותר באופן משמעותי. למרות CO סוף הגאות 2 יהיה מועיל, מבחינה טכנית זה יהיה קשה מאוד בהתחשב בכמויות קטנות של גאות ושפל (~ μl 200) והציוד לעשות את זה יהיה מאוד יקר. הטכניקות פשוטות שתוארו מספיקות באופן מלא והרבה פחות יקר. אם ההרדמה isoflurane אינה זמינה, ניתן לבצע את כל ההליכים באמצעות קטמין 80-120 מ"ג / קילוגרם בשיתוף עם xylazine 10-20 מ"ג / קילוגרם להרדמה כללית.
3. טכניקה אלטרנטיבית: ישיר laryngoscopy עם טכניקת Otoscope משמשת בקלות למטרות אחרות, בעיקר להחדרה ישירה של חומרי לימוד לריאות.
- לגרום הרדמה בבעלי החיים עם isoflurane לבד להליך זה ב.3.5% ל90-120 שניות בחדר האינדוקציה.
- עורף החיה בחוזקה בבסיס הגולגולת ולהאריך את הלשון בעדינותעם מלקחיים בסדר.
- מחזיק את הלשון בעדינות, מושך את בעלי החיים ישר בספקולום (ללא שינוי) עד שהחיה לא יכולה להיות משך למעלה עוד יותר.
- ניתן דמיינו את מיתרי הקול בתדירות הגבוהה ביותר על ידי טכניקה זו בלבד, אלא לסובב את בעלי החיים ומורחבים היפר הצוואר כדי להביא אותם לתצוגה מלאה.
- לקדם את פיפטה ג'ל טעינה המכילה instillate למייתרי הקול ולהחדיר את הנוזל. בגלל ספקולום עושה חותם עם hypopharynx העכבר יהיה לשאוב כל נוזל שיורית שלא עובר את המיתרים. זה מאומת בקלות על ידי rhonchorous נשמע את העכבר עכשיו עושה כאשר נשימה עד שהנוזל מופץ באופן מלא בתוך הריאות.
- לחלופין, להתחבר לצינורות PE10 מזרק 0.5 מיליליטר מכיל 50 μl של נוזל עם בולוס אוויר מאחורי נוזלי. לקדם את צינורות PE בזהירות דרך מיתרי קול ל0.5 סנטימטר ולפרוק את התוכן אל תוך דרכי הנשימה באיטיות. עם זאת, מדי פעם טראומה לדרך הנשימה התחתונה מתרחשת uלשיר בטכניקה זו ללא אספקה טובה יותר של המדגם.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
אינטובציה עם הטכניקה הנ"ל היא אמינה ומהירה. המיקום המתאים של הטובוס מאומת בקלות על ידי התבוננות מבעבעת גז שפג תוקפו מאיבר הנשיפה מתחת למים של של מעגל המאוורר (בדרך כלל במלכודת PEEP) וסטיות שליליות על לחץ אוויר התחקות (איור 1). הסטיות השליליות על מעקב לחץ אוויר הן אמינות ביותר. אחרים השתמשו בתנועה של טיפת נוזל קטנה בצינור תוך ורידי המחובר למעגל ההנשמה נשיפת 2. למרות שאנחנו לא השתמשנו בטכניקה זו בהרחבה, זה צריך להיות מספיק כדי לאמת את מיקום צינור. מפעיל מנוסה יכול צנרר עכברים באמצעות שיטה זו כ -90% מהזמן בניסיונו הראשון. עבור אלה שאינם מצליחין, הצינור יוסר מייד, החיה reinduced עם ההרדמה isoflurane, והמיקום ניסה שוב. אם בעל החיים נותרו מחובר למעגל ההנשמה במקרה של esoאינטובציה phageal, הבטן תהיה בהדרגה insufflate יצירה לחצים גבוהים בדרכי אוויר לשיא, היפוקסמיה, וסופו של דבר למוות אם אין התערבות. אם לחצים בדרכי אוויר גבוה לשיא הם נצפו ללא מאמצי inspiratory שליליים, בעלי החיים יש להסיר מייד ממכונת ההנשמה וextubated. עם זאת, הסרת בעלי החיים ממכונת ההנשמה והסרת הטובוס בקלות להפוך את זה. במהלך המחקרים בבעלי החיים שעבר 300 דורשים אינטובציה מפעיל מנוסה מונשם 80% עם הניסיון הראשוני ויותר מ 95% בניסיון השני. כל בעלי החיים היו מחוברים לצינורות בניסיון השלישי של מפעילים מנוסים. הזמן שלוקח לצנרר עכברים הוא עד 5 דקות לשניות preanesthetic, 90-120 כדי לגרום לעכבר עם isoflurane, ו30 שניות לזהות ולמעשה צנרר את דרכי הנשימה. מצאנו כי חניכים חדשים צריכים ללמוד לדמיין את מיתרי הקול ראשון. אם הם יכולים להפגין תצוגה מלאה של מיתרי קול עשר פעמים בהצלחה, הם לא מוכניםo להתחיל אימון לצנרר. ברגע שחניכים שמחוברים לצינורות בהצלחה 10 פעמים, כפי שהודגם על ידי סטיות שליליות על לחץ אוויר התחקות בבעלי חיים באופן ספונטני נשימה, הם מוכנים לבצע מחקרים בחיות מעבדה. עם זאת, סרטון הדרכה יאיץ את עקומת הלמידה באופן משמעותי. רק מפעילים חסרי ניסיון לגרום לטראומה בדרכי הנשימה על ידי טכניקה זו ומותם של בעלי חיים עלול להתרחש בהגדרה זו תוך לימוד הטכניקה. עם זאת, אובדן של בעלי חיים עם מפעיל מנוסה הוא נדיר. זה הניסיון שלנו בלמעלה מ 1,000 בעלי חיים על פני 4 השנים האחרונות.
קטטר G 20 משמש כצינור endotracheal בעכברים כי זה עושה חותם חזק עם דרכי הנשימה, ובכך מאפשר אמצעים מדויקים של לחצים בדרכי הנשימה וזה בקוטר מספיק לצעדים של התנגדות בדרכי הנשימה. עם זאת, שימוש בצינורות PE כstylet או פתילון מאפשר 20 G כדי לעבור בקלות יותר ואמין יותר במייתרי הקול. 1 באורך (2.5 סנטימטר) של הצנתר מאפשר את הצינור כדי להיות ממוקם במרכז בחותכות התחתונות ליציבות, אך מבלי לגרום לטראומה לדרך הנשימה התחתונה או intubating הסמפונות mainstem.
אנו משתמשים בטכניקה זו כדי לבצע מדידות של התנגדות אוויר, לבצע מנת תגובה עקום methacholine (איור 2), ולמדוד את יחסי לחץ בנפח הריאה (איור 3). לכל מדידות אלה החיות חייבים להיות משותקות באופן מלא כדי לקבל נתונים שמיש, מדויקים. לשם כך יש לנו להשתמש ברומיד pancuronium כמו שיתוק זול, nondepolarizing בניסויי nonrecovery. עם זאת, pancuronium אינו זמין ולא ניתן להשתמש בם על בעלי חיים, כי הם הולכים לשחזר בגלל זמן מחצית החיים הארוך שלה. לכן, יש לנו עברתי לvecuronium (30 דקות) או rocuronium לשיתוק בגלל זמן מחצית החיים קצרים יותר שלהם, מתן האפשרות של מדידות חוזרות ונשנות לאורך זמן. חוקרים אחרים השתמשוsuccinylcholine כשיתוק depolarizing, אבל מחצית החיים שלו היו קצרים מדי עבור רוב הניסויים שלנו. גם succinylcholine יכול לגרום לשחרור היסטמין 3 ולפיכך יהיה משתנה בלבול פוטנציאלי.
יש לנו גם השתמשתי בטכניקת laryngoscopy הישירה בהרחבה עבור המשלוח של חומרי בדיקה לריאות המבוססות על טכניקה שדווחה במקור בחולדות על ידי 4 הייסטינגס. רוב החקירות השתמשו החדרת האף עבור המשלוח של חומרי מבחן לדרך הנשימה התחתונה, כי עכברים הם נושמים אף לחייב והחדרת האף קלה. עם זאת, מצאנו את שיטת החדרת האף כדי להיות אמינה למסירה כמותית. על ידי שימוש בטכניקת laryngoscopy הישירה מצאנו כי משלוח הכמותי הוא יותר אמין והפצה בריאה הוא אחיד יותר. השימוש העיקרי שלנו של טכניקת החדרה הישירה היה לספק לאנטיגן i בדרכי הנשימה התחתונהמודל na של דלקת אלרגית (איור 4) ותגובתיות יתר בדרכי נשימה (איור 2). יש לנו גם סיפקו חומרי בדיקה אחרים כגון ציטוקינים ותרופות באמצעות שיטה זו.
איור 1. מעקב לחץ Airway. הקו הכחול משקף את לחץ האוויר ואת הקו האדום משקף את נפח גאות התחקות בעכבר מייד לאחר אינטובציה. שלילי deflections (כלפי מטה) של עקומת לחץ (חיצים שחורים) מצביעה על הדור של לחץ שלילי intrathoracic בעכבר (C57BL / 6, 24 ז) על ידי מאמץ נשימה ספונטני ומצביעה על מיקום נכון של הטובוס. אנא לחץ כאן כדי v iew גרסה גדולה יותר של דמות זו.
איור 2. התנגדות דרכי הנשימה ואת מנת תגובה עקומות methacholine. עכברים (C57BL / 6) מחוברים לצינורות על ידי טכניקה זו יכולה לעבור באמצעים של התנגדות בדרכי האוויר ותגובתיות הסימפונות באמצעות מינוני הכפלה של methacholine מועברים באמצעות nebulizer קולי. בדוגמא של נציג זה, יש חיה שליטת תגובה מינימאלית לmethacholine עד 25 מ"ג / מיליליטר וovalbumin מחוסן וקרא תיגר עכבר מדגים תגובתיות יתר לmethacholine. מדידות אלה נעשות עם עכברים מחוברים לצינורות עם 20 קטטר G והם נבדלים מאלה שנעשו בעכבר tracheostomized.
/ Files/ftp_upload/50269/50269fig3highres.jpg "src =" / files/ftp_upload/50269/50269fig3.jpg "/>
איור 3. לחץ בנפח עקום. זה עקום לחץ בנפח נציג בעכבר 20 גרם שכבר מחובר לצינורות עם קטטר 20 G תוך ורידי, משותקת pancuronium, ומאוורר מכאני. זה מוכיח שהצנתר לא ידלוף עד 30 ס"מ H 2 O לחץ ולכן יכול לשמש כדי להפוך את יחסי לחץ בנפח מדויקים מדידות בעכבר.
איור 4. מודל ovalbumin של דלקת אלרגית. זה hematoxylin נציג וeosin סעיף מוכתם של ריאה עכבר שכבר חוסן ומאותגר עם ovalbumin. זה מדגים את ההשפעה הכללית של החדרה של ovalbuדקות מנוהלות באמצעות שיטת laryngoscopy הישירה (הגדלה 4X).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
בדו"ח זה אנו מתארים טכניקה פשוטה ואמינה לצנרר עכברים שהוא לא טראומטי וניתן להשתמש בם שוב ושוב באותה החיה. טכניקה זו יכולה להיות מושלמת עם מעבדה פשוטה או ציוד רפואי שניתן לרכוש תמורת סכום צנוע. הטכניקה של laryngoscopy הישיר, שפורסמה לראשונה בהייסטינגס ועמיתי 4, יכולה גם לשמש למגוון מטרות, אלא בעיקר כדי לספק במדויק חומרי מבחן לדרך הנשימה התחתונה. מצאנו בטכניקה זו עדיפה על אלו שדווחו על ידי חוקרים אחרים עד כה בגלל קלות, מהירות, פשטות, אמינות, הוצאות נמוכות, ופוטנציאל לצעדים חוזרים ונשנים.
טכניקות לצנרר עכברים אינן חדשות. אחד הדיווחים המוקדמים, שקוף המשמש לקנה נשימה ואחרי אינטובציה אוראלית עם קטטר G 24 5. עם זאת, מחקר ואחרים 6,7 זה לא ספקו מספיק מידע כדי לשכפל טקhnique במעבדה שלנו. לאחרונה חוקרים אחרים השתמשו בטכניקה שקוף הזה עם הצלחה גדולה יותר 8,9. המחקר מפורט הראשון על ידי בראון ועמיתיו דיווח על מחקר שבו עכברים, הושעה על קרש גב 45 °, היו קנה הנשימה שלהם transilluminated וקנו הנשימה שלהם מחוברים לצינורות דרך הפה עם צינורות PE90 תחת להדמיה ישירה באמצעות סכין ראי גרון מפוברק 10. טכניקה זו הוכיחה קשה לשחזור, ולכן לא נוצל בהרחבה. דוחות נוספים מתארים את השימוש בטווחים אופטיים נוקשה או fiberoptics כדי לשפר את האמינות של הטכניקות. Vergari ועמיתי 11,12 משמשים מ"מ arthroscope 1.7 נוקשה בקוטר חיצוני כדי להמחיש את מיתרי קול ולאחר מכן הניחו חוט מדריך דרך מייתרי הקול. החוקרים מדווחים 100% הצלחה עם טכניקה זו שהם ביצעו עם ציוד מיוחד ויקר. העלות של ציוד כירורגים זה נראית מרתיע לשימוש נרחב בעכברים. טכניקות נוספות פותחו באמצעות מיקרוסקופ הפעלה וחוט מדריך 2F 13. טכניקה זו היא דומה לשלנו, אבל דורשת שימוש במיקרוסקופ הפעלה, ולכן אנו מעדיפים את השימוש באוטוסקופ שהוא באופן משמעותי פחות יקר.
טכניקות אינטובציה Fiberoptic יש גם דיווחו על שימוש בסוללה זולה יחסית מופעל על מקור סיב אופטי 14. אנחנו ניסינו להשתמש בטכניקת הסיב האופטי הזה, אבל מצאנו את האור פחות מ שימושי, משום שאין ערוץ סיב אופטי להדמיה מתאימה. מקדונלד ועמיתיו השתמשו במקור אור ההלוגן חזק יותר ודיווחו על הצלחה במדגם קטן. הם היו מסוגלים גם למדוד התנגדות האוויר 15 שוב ושוב. צעדים חוזרים ונשנים של התנגדות אוויר בנקודות זמן שונה כבר דווחו על ידי אחרים 16. זאו, et al. השתמש בטכניקה מדרדר ידי ניקוב קנה הנשימה והאכלת חוט מדריך דרך hypo-ולוע תחתון 17. לאחרונה זינגר, et al. ביצע אינטובציה סלקטיבית של הסמפונות mainstem עזב בעכבר באמצעות מיקרוסקופ הפעלה ושיקוף כדי לתעד את המיקום של קטטר 18. לאחר מכן הם השתמשו בשיטה זו כדי להחדיר חומרי בדיקה באופן סלקטיבי לתוך הריאות. עם זאת, זה שוב לא יהיה שיטה שאפשר להשתמש בם ללא הוצאה משמעותית והכשרה טכנית מאוד. יתר על כן, שיקוף הייתי גם להוסיף סכנת קרינה למחקר.
לסיכום, laryngoscopy הישיר של עכברים באמצעות Otoscope ילדים הוא טכניקה חשובה לאינטובציה, אינטובציה החוזרת ונשנית ומשלוח חומר בדיקה ללא אינטובציה. אנו מוצאים בטכניקה זו עדיפה על ההנשמה ודיווחנו שיטות של noninvasively ביצוע אינטובציה endotracheal בעכברים בעבר.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
החוקרים מצהירים כי אין להם אינטרסים כלכליים מתחרים.
Acknowledgments
גרנט הצטיינות מהמחלקה לענייני ותיקים ומענק T32-HL098062 מNHLBI של המכונים הלאומיים לבריאות נתמכת על עבודה זו. ברצוננו להודות לעצתו של רנדולף H. הייסטינגס, MD, Ph.D. בהכרת תודה והייעוץ ותמיכה של היחידה לרפואת הווטרינרית של מערכת בריאות VA סן דייגו.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Operating Otoscope Head | Welch Allyn | 21700 | $188.98 |
| Otoscope Handle | Welch Allyn | 71000 | $112.20 |
| Reuseable Speculum | Welch Allyn | 22002 | $3.98 |
| Fine Forceps | Miltex | 18-779 | $107.18 |
| Small clamp stand to hold otoscope | |||
| Isoflurane Vaporizer (multiple circuit with vacuum waste gas handling) | Summit Medical | $3,000 | |
| Flexivent (Animal Ventilator) | SCIREQ | $35,000 | |
| Intravenous catheter (20 G, 1 in) | BD | 381233 | $9.62 |
| Polyethylene tubing (PE10) (0.011 in I.D., 0.024 in O.D.) 100 ft | Intramedic, Clay-Adams | 427401 | $115.70 |
| Ketamine 100 mg/ml (10 ml bottle) | Butler | 23061 | $10.00 |
| Xylazine (100 ml bottle) | Vedco | 24105 | $20.00 |
| Isoflurane (250 ml bottle) | $15.00 | ||
| Vecuronium bromide 10 mg/10 ml | Pfizer | NDC 0069-0094-01 | $15.00 |
References
- Rockman, H. A., et al. Segregation of atrial-specific and inducible expression of an atrial natriuretic factor transgene in an in vivo murine model of cardiac hypertrophy. Proc. natl. Acad. Sci. U.S.A. 88, 8277-8281 (1991).
- Watanabe, A., Hashimoto, Y., Ochiai, E., Sato, A., Kamei, K. A simple method for confirming correct endotracheal intubation in mice. Lab. Anim. 43, 399-401 (2009).
- Orebaugh, S. L. Succinylcholine: adverse effects and alternatives in emergency medicine. Am. J. Emerg. Med. 17, 715-721 (1999).
- Hastings, R. H., Summers-Torres, D. Direct Laryngoscopy in Mice. Contemp. Lab. Anim. Sci. 38, 33-35 (1999).
- Berul, C. I., Aronovitz, M. J., Wang, P. J., Mendelsohn, M. E. In vivo cardiac electrophysiology studies in the mouse. Circulation. 94, 2641-2648 (1996).
- Ewart, S. L., Gavett, S. H., Margolick, J., Wills-Karp, M. Cyclosporin A attenuates genetic airway hyperresponsiveness in mice but not through inhibition of CD4+ or CD8+ T cells. Am. J. Respir. Cell Mol. Biol. 14, 627-634 (1996).
- Ewart, S. L., Mitzner, W., DiSilvestre, D. A., Meyers, D. A., Levitt, R. C. Airway hyperresponsiveness to acetylcholine: segregation analysis and evidence for linkage to murine chromosome 6. Am. J. Respir. Cell Mol. Biol. 14, 487-495 (1996).
- Spoelstra, E. N., et al. A novel and simple method for endotracheal intubation of mice. Lab. 41, 128-135 (2007).
- Boll, H., et al. High-speed single-breath-hold micro-computed tomography of thoracic and abdominal structures in mice using a simplified method for intubation. J. Comput. Assist. Tomogr. 34, 783-790 (2010).
- Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice. J. Appl. Physiol. 87, 2362-2365 (1999).
- Vergari, A., Polito, A., Musumeci, M., Palazzesi, S., Marano, G. Video-assisted orotracheal intubation in mice. Lab. Anim. 37, 204-206 (2003).
- Vergari, A., et al. A new method of orotracheal intubation in mice. Eur. Rev. Med. Pharmacol. Sci. 8, 103-106 (2004).
- Hamacher, J., et al. Microscopic wire guide-based orotracheal mouse intubation: description, evaluation and comparison with transillumination. Lab. Anim. 42, 222-230 (2008).
- Rivera, B., Miller, S., Brown, E., Price, R. A novel method for endotracheal intubation of mice and rats used in imaging studies. Cont. Top. Lab. Anim. Sci. 44, 52-55 (2005).
- MacDonald, K. D., Chang, H. Y., Mitzner, W. An improved simple method of mouse lung intubation. J. Appl. Physiol. 106, 984-987 (2009).
- De Vleeschauwer, S. pI., et al. Repeated invasive lung function measurements in intubated mice: an approach for longitudinal lung research. Lab. Anim. 45, 81-89 (2011).
- Zhao, X., et al. A technique for retrograde intubation in mice. Lab. Anim. 35, 39-42 (2006).
- Singer, T., et al. Left-sided mouse intubation: description and evaluation. Exp. Lung Res. 36, 25-30 (2010).
