Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Medicine

Luchtpijpintubatie in Muizen Published: April 5, 2014 doi: 10.3791/50269

Summary

We hebben een eenvoudige, betrouwbare en relatief goedkope methode voor endotracheale intubatie bij muizen via directe laryngoscopie behulp van een otoscoop met een 2,0 mm speculum ontwikkeld. Deze techniek is atraumatische en kan worden gebruikt voor herhaalde metingen in chronische experimenten. We vinden het superieur aan tracheostomie of eerder gerapporteerde niet-chirurgische technieken.

Abstract

Muizen, zowel wildtype en transgene, zijn de belangrijkste model van zoogdieren in het biomedisch onderzoek op dit moment. Intubatie en mechanische ventilatie noodzakelijk zijn voor de hele dierproeven dat een operatie noodzakelijk onder diepe narcose of metingen van de longfunctie. Tracheostomie is de standaard voor het intuberen van de luchtwegen in deze muizen aan mechanische ventilatie geweest. Orotracheale intubatie is gerapporteerd maar niet met succes gebruikt in veel studies door de aanzienlijke technische moeilijkheden of een eis voor zeer gespecialiseerde en dure apparatuur. Hier beschrijven we een techniek van directe laryngoscopie behulp van een otoscoop voorzien van een 2,0 mm speculum en het gebruik van een 20 G intraveneuze katheter als een endotracheale tube. We hebben deze techniek op grote schaal gebruikt en betrouwbaar intuberen en gedrag nauwkeurige evaluaties van de longfunctie bij muizen. Deze techniek heeft bewezen veilig, met in wezen geen dierlijke verlies in ervaren handen. Bovendien is deze techniekkan worden gebruikt voor herhaalde studies van muizen bij chronische modellen.

Introduction

Het laboratorium muis vrijwel verdrongen alle soorten als de voornaamste zoogdiermodel van biologie en pathobiology. Het laboratorium muis is de kleinste soort zoogdier, dat is duidelijk en uitvoerig aangetoond van waarde als een model van menselijke ziekte te zijn en heeft bewezen van onschatbare waarde in de vooruitgang van ons begrip van de menselijke biologie en ziekte. De korte draagtijd tijd en aanzienlijk lagere kosten heeft geleid tot de ontwikkeling en de studie van nul en transgene muizen als een alledaags instrument in biomedisch onderzoek. Echter, de grootte van de gemiddelde laboratoriummuis (20-25 g) hun studie beperkt fysiologisch of chirurgisch gebaseerde studies en bijgevolg sommige onderzoekers bestuderen groter zoogdiersoort. Een belemmering voor het gebruik van muizen in deze onderzoeken is de moeilijkheid met intubatie technieken die fysiologische metingen of uitgebreide chirurgische ingrepen onder diepe narcose zou toestaan. Tracheostomie 1 is gebruikt als standaard technique plaats van intubatie vanwege de grotere gemak van het uitvoeren van deze techniek en bescheiden vaardigheid vereist. Echter, tracheostomie is niet bevorderlijk voor chronische of herstel operatie studies; dus is beperkt tot acute experimenten. Tracheostomie kan ook een verstorende variabele in onderzoek waarin ontsteking of gevoelige fysiologische reflexen zijn belangrijk.

Ons laboratorium heeft de meeste beschreven door andere onderzoekers technieken geprobeerd en vonden ze ontoereikend voor een verscheidenheid van redenen. Tracheostomie is te traumatisch en induceert bloeden en luchtwegontsteking. Veel problematischer is dat het niet haalbaar kan worden herhaald. Veel relatief niet-invasieve technieken die een bescheiden investering in apparatuur vereist is, zijn niet voldoende betrouwbaar. Andere technieken vereisen dure apparatuur die is moeilijk te rechtvaardigen zonder te weten of de apparatuur werkt in een specifieke toepassing. Dus zochten we naar een niet-traumatische techniek die nodig is niet meer t ontwikkelenhan een bescheiden investering in gespecialiseerde apparatuur kan snel worden bereikt en betrouwbaar kan worden herhaald bij chronische modellen, en kunnen worden gebruikt in grote aantallen dieren. Hier beschrijven we een dergelijke techniek.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. Bereiding van dieren

  1. Verkrijgen muizen die ouder zijn dan 8 weken en meer dan 20 g (kleinere muizen worden geïntubeerd door een deskundige) zijn.
  2. Anesthesie
    1. Injecteer muizen met 20 mg / kg, elk van ketamine en xylazine intraperitoneaal als preanesthetic. (Deze dosis is onvoldoende om volledig te verdoven de muis, maar vergemakkelijkt de veilige overdracht, na intubatie, mechanische ventilatie.) Kan echter aanpassing van de dosering noodzakelijk zijn volgens de verdoving reactie in overleg met de institutionele dierenarts.)
    2. Induceren anesthesie bij muizen met 3,5% isofluraan / zuurstof in een inductie kamer voor 90-120 sec.
    3. Let op de ademhaling zorgvuldig. Het moet geleidelijk vertragen tot niet minder dan 45 slagen per minuut.

2. Voorbereiding voor intubatie

  1. Verwijder de muis uit de inductie kamer en nekvel stevig vast.
  2. Gebruik kussens fijn pincet naar Gently uitbreiding van de tong uit de mond.
  3. Handhaaf uitbreiding van de tong door het houden van de tong tussen twee vingers en het toepassen van zachte kracht.
  4. Trek met de muis op het speculum van de otoscoop met een verticale beweging.
  5. Kijk door het oculair van de otoscoop terwijl strak scruffing en trek de muis omhoog voorzichtig met de tong en het nekvel.
  6. Kijk goed voor de stembanden. Zij moeten gemakkelijk toegankelijk zijn op dit moment. De laryngis Aditus (de structuur van de larynxopening) moeten relatief wit kijken. Er dient de overgang van de koorden bij elke adem. Indien de draden niet bewegen of zijn slecht zichtbaar, draait het dier lichtjes en voorzichtig hyperextensie van de nek.
  7. Met de dominante hand, houd de 20 G, 1 op de katheter, met een 1 cm lengte van de PE10 slang zich door de punt van de katheter, als een potlood en plaats deze in de zijkant van het speculum. De PE buis dient als een stilet of bougie.
  8. Richt de PE10 Tubing (stilet) door de stembanden en vooraf de 20 G katheter (endotracheale tube) over de PE buis tot de hub is op het niveau van de onderste snijtanden. Snel Verwijder deze stilet.
  9. Neem voorzichtig het dier af van het speculum en controleer de buis plaats door het plaatsen van het dier op een mechanische ventilator met doorlopende 2% isofluraan algehele anesthesie gedurende het experiment te handhaven. Visualiseer uitgeademde lucht (bellen) gaan door een PEEP val om intubatie te bevestigen. Hoewel oesofageale intubatie kan een aantal belletjes, zal het niet zo duidelijk of verenigbaar met endotracheale intubatie. Ook observeren een luchtwegdruk tracing voor negatieve doorbuigingen (figuur 1). Deze bevestiging juiste plaatsing van de buis. Als alternatief kunt u een kleine hoeveelheid water in IV slangen en sluit deze aan op de ET tube. Controleren beweging naar en van de muis met ademhaling 2. Bij slokdarm intubatie, de pressure tracing zal aanzienlijk hogere druk en geen negatieve doorbuigingen onthullen. Hoewel de end-tidal CO 2 zou nuttig zijn, technisch gezien dit zeer moeilijk zou zijn gezien de kleine teugvolumes (~ 200 pi) en de apparatuur om dit te doen zou erg duur zijn. De eenvoudige technieken beschreven zijn ruim voldoende en veel minder duur. Als isofluraan anesthesie niet beschikbaar is, kunnen alle procedures worden uitgevoerd met ketamine 80-120 mg / kg in combinatie met xylazine 10-20 mg / kg voor algemene anesthesie.

3. Alternatieve Techniek: Directe laryngoscopie met de otoscoop Techniek wordt gemakkelijk gebruikt voor andere doeleinden, voornamelijk voor Direct Instillatie van Studie stoffen in de longen.

  1. Induceren anesthesie in de dieren met isofluraan alleen voor deze procedure op 3,5% voor 90-120 sec in de inductie kamer.
  2. Nekvel het dier stevig aan de basis van de schedel en voorzichtig uit te breiden de tongmet fijne pincet.
  3. Houd de tong voorzichtig, trek het dier recht omhoog op het speculum (ongewijzigde) totdat het dier niet verder kan worden opgetrokken.
  4. De stembanden kunnen meestal worden gevisualiseerd door deze techniek alleen, maar draai het dier en hyper uitgebreid de nek om ze in het volle zicht te brengen.
  5. Vooraf een gel-loading pipet met de instillate de glottis en wekt de vloeistof. Omdat het speculum maakt een afdichting met de hypofarynx de muis eventueel resterende vloeistof die niet via de koorden te zuigen. Dit wordt gemakkelijk gecontroleerd door de rhonchorous klinkt de muis maakt nu wanneer ademhaling totdat het fluïdum volledig wordt verspreid in de longen.
  6. Als alternatief kunt u PE10 slang aan op een 0,5 ml spuit met 50 ul van vloeistof met een lucht bolus achter de vloeistof. Vooraf de PE slang voorzichtig door de stembanden voor 0,5 cm en ontlaad de inhoud in de luchtweg langzaam. Echter, af en trauma aan de onderste luchtwegen voorkomt uzingen deze techniek zonder betere aflevering van het monster.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Intubatie met bovenstaande techniek is betrouwbaar en snel. De juiste plaatsing van de endotracheale buis wordt het gemakkelijkst geverifieerd door het observeren uitgeademde gas borrelen van het ondergedompelde expiratoire onderdeel van het zijn van het beademingscircuit (meestal in een PEEP val) en negatieve doorbuiging op luchtwegdruk tracing (figuur 1). De negatieve doorbuigingen op luchtwegdruk tracing zijn de meest betrouwbare. Anderen hebben beweging van een kleine vloeistof druppel in intraveneuze slang aangesloten op de expiratoire beademingscircuit 2 gebruikt. Hoewel we nog niet veel gebruikt deze techniek, moet het voldoende zijn om buis locatie ervan te controleren zijn. Een ervaren operator kan intuberen muizen met deze methode ongeveer 90% van de tijd op de eerste pass. Voor degenen die niet de buis onmiddellijk verwijderd, wordt het dier reinduced met isofluraan anesthesie, en opnieuw de plaatsing geprobeerd. Als het dier aangesloten blijft op de beademingscircuit bij een esophageal intubatie, zal de maag geleidelijk insufflate genereren hoge piek luchtwegdruk, hypoxemie, en uiteindelijk de dood als er geen interventie. Als hoge piek luchtwegdruk worden waargenomen zonder negatieve inspiratoire inspanningen, moet het dier onmiddellijk worden verwijderd uit de ventilator en geëxtubeerd. Echter, het verwijderen van het dier uit de ventilator en het verwijderen van de endotracheale tube gemakkelijk dit te keren. Gedurende de laatste 300 dierstudies ter intubatie geïntubeerd een ervaren operator 80% van de eerste poging en meer dan 95% door de tweede poging. Alle dieren werden geïntubeerd door de derde poging van ervaren operators. De tijd genomen om muizen intuberen is tot 5 minuten voor de preanesthetic, 90-120 sec om de muis te induceren met isofluraan, en 30 seconden te identificeren en daadwerkelijk intuberen van de luchtwegen. We hebben ontdekt dat nieuwe cursisten moeten leren om de stembanden eerste visualiseren. Als ze met succes kunnen aantonen dat er een volledig zicht op de stembanden tien keer, zijn ze klaar to beginnen trainen intuberen. Zodra cursisten met succes 10 keer zijn geïntubeerd, zoals aangetoond door negatieve doorbuigingen op een luchtwegdruk traceren in een spontaan ademende dier, zijn ze klaar om onderzoek te verrichten in proefdieren. Toch zal een training video enorm versnellen de leercurve. Alleen onervaren operators induceren luchtweg trauma door deze techniek en sterfgevallen van dieren kan optreden in deze setting, terwijl het leren van de techniek. Echter, het verlies van de dieren met een ervaren operator is zeldzaam. Dit is onze ervaring in meer dan 1000 dieren in de afgelopen 4 jaar.

Een 20 G katheter wordt gebruikt als een endotracheale tube in muizen omdat het een afdichting met de luchtweg, waardoor nauwkeurige metingen van luchtwegdruk en het is voldoende diameter voor maatregelen van luchtwegweerstand. Echter, met behulp van de PE buis als een stilet of bougie kan de 20 G om gemakkelijk en betrouwbaarder passeren de stembanden. De 1 in(2,5 cm) lengte van de katheter kan de buis met de naaf te worden geplaatst op de onderste snijtanden voor de stabiliteit, maar zonder dat trauma aan de onderste luchtwegen of intuberen de hoofdstam bronchiën.

Wij gebruiken deze techniek om metingen van luchtwegweerstand maken, uitvoeren methacholine dosis-respons curves (figuur 2), en druk-volume verhoudingen in de long (figuur 3) te meten. Voor al deze metingen de dieren volledig moeten worden verlamd aan bruikbare, nauwkeurige gegevens te verkrijgen. Voor dit doel hebben we pancuroniumbromide gebruikt als een goedkope, niet-depolariserende verlamde in nonrecovery experimenten. Echter, pancuronium is niet langer beschikbaar en kan niet worden gebruikt op dieren die gaan herstellen vanwege de lange halfwaardetijd. Daarom hebben we verhuisd naar vecuronium (30 min) of rocuronium voor verlamming vanwege hun kortere halfwaardetijd, die de mogelijkheid van herhaalde metingen in de tijd. Andere onderzoekers hebben gebruiktsuccinylcholine als depolariserende verlamde, maar de halfwaardetijd is te kort geweest voor de meerderheid van onze experimenten. Ook succinylcholine kan het vrijkomen van histamine 3 veroorzaken en zou daarom een potentiële verstorende variabele.

We hebben ook de directe laryngoscopie techniek uitgebreid voor de levering van teststoffen op de long basis van een techniek die oorspronkelijk gerapporteerd in ratten Hastings 4. De meeste onderzoeken hebben gebruikt nasale instillatie voor de levering van teststoffen op de onderste luchtwegen, want muizen zijn obligate nasale breathers en nasale instillatie is eenvoudig. Wij hebben echter gevonden nasale instillatie methode onbetrouwbaar voor de kwantitatieve levering. Door gebruik te maken van de directe laryngoscopie techniek die we hebben gevonden dat kwantitatieve levering is betrouwbaarder en distributie in de long is meer uniform. Het voornaamste gebruik van de directe instillatie techniek is om antigeen te leveren aan de onderste luchtwegen inb model van allergische ontsteking (figuur 4) en luchtweg hyperreactiviteit (figuur 2). We hebben ook geleverd andere teststoffen zoals cytokinen en drugs via deze methode.

Figuur 1
Figuur 1. Luchtwegdruk tracing. De blauwe lijn geeft de druk in de luchtwegen en de rode lijn geeft het ademvolume tracing in de muis direct na intubatie. De negatieve (neerwaartse) verlegging van de druk curve (zwarte pijlen) geven de generatie van negatieve intrathoracale druk in de muis (C57BL / 6, 24 g) door spontane respiratoire inspanning en geeft de juiste plaatsing van de endotracheale tube. Klik hier om te v IEW een grotere versie van deze figuur.

Figuur 2
Figuur 2. Luchtwegweerstand en methacholine dosis-respons curves. Muizen (C57BL / 6) geïntubeerd met deze techniek kunnen maatregelen van luchtwegweerstand en bronchiale reactiviteit met verdubbeling doses methacholine die via ultrasone vernevelaar ondergaan. In dit representatief voorbeeld een controledier een minimale reactie op methacholine tot 25 mg / ml ovalbumine en geïmmuniseerde en uitgedaagd muis toont hyperreactiviteit methacholine. Deze metingen worden gedaan met muizen geïntubeerd met een 20 G katheter en zijn niet te onderscheiden van die welke in een tracheostomatische muis.

/ Files/ftp_upload/50269/50269fig3highres.jpg "src =" / files/ftp_upload/50269/50269fig3.jpg "/>
Figuur 3. Druk-volume curve. Dit is een representatief druk-volume curve in een 20 g muis die werd geïntubeerd met een 20 G intraveneuze katheter, verlamd van pancuronium, en wordt mechanisch geventileerd. Het toont dat de katheter niet lekt tot 30 cm H2O druk en kan daarom worden gebruikt om nauwkeurige metingen druk-volume verhoudingen in de muis maken.

Figuur 4
Figuur 4. Ovalbumine model van allergische ontsteking. Dit is een representatief hematoxyline en eosine gekleurde deel van muislong die is ingeënt en uitgedaagd met ovalbumine. Het toont het algemene effect van instillatie van ovalbumin toegediend via de directe laryngoscopie methode (vergroting 4x).

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

In dit rapport beschrijven we een eenvoudige, betrouwbare techniek om muizen die traumatische en kan herhaaldelijk worden gebruikt in hetzelfde dier intuberen. Deze techniek kan worden bereikt met eenvoudige laboratorium of medische apparatuur die kan worden gekocht voor een bescheiden bedrag. De techniek van directe laryngoscopie, oorspronkelijk beschreven door Hastings en ​​collega 4 kan ook worden gebruikt voor verschillende doeleinden, maar vooral teststoffen nauwkeurig leveren aan de onderste luchtwegen. Wij hebben deze techniek superieur aan die gerapporteerd door andere onderzoekers tot op heden vanwege het gemak, de snelheid, eenvoudig, betrouwbaar, lage kosten en de kans op herhaalde metingen gevonden.

Technieken om muizen intuberen zijn niet nieuw. Een van de eerste verslagen gebruikt transilluminatie van trachea gevolgd door orale intubatie met een 24 G katheter 5. Echter, deze studie en anderen 6,7 niet voldoende informatie om de tec replicerenhnique in ons laboratorium. Onlangs andere onderzoekers hebben dit transillumination techniek gebruikt met meer succes 8,9. De eerste gedetailleerde studie van Brown en zijn collega's gemeld een studie waarin muizen, opgehangen aan een 45 ° bord, hadden hun luchtpijpen transilluminated en hun luchtpijp oraal geïntubeerd met PE90 slang onder directe visualisatie met behulp van een verzonnen laryngoscoop blad 10. Deze techniek is moeilijk te reproduceren en dus niet uitgebreid zijn gebruikt bewezen. Aanvullende rapporten beschrijven het gebruik van stijve optische telescopen en vezeloptica de betrouwbaarheid van de techniek te verbeteren. Vergari en collega's 11,12 gebruikt een stijve artroscoop 1,7 mm buitendiameter om de stembanden te visualiseren en vervolgens geplaatst een voerdraad door de glottis. De auteurs rapporteren 100% succes met deze techniek dat ze uitgevoerd met gespecialiseerde en dure apparatuur. De kosten van deze chirurgische apparatuur lijkt onbetaalbaar voor algemeen gebruik in muizen. Aanvullende technieken ontwikkeld met een operatiemicroscoop en 2f geleidingsdraad 13. Deze techniek lijkt op de onze, maar vereist het gebruik van een operatiemicroscoop, en daarmee geven we het gebruik van een otoscope die aanzienlijk goedkoper is.

Fiberoptische intubatie-technieken zijn ook beschreven met een relatief goedkope batterijen fiberoptische bron 14. We hebben geprobeerd dit fiberoptic techniek te gebruiken, maar hebben het licht minder dan nuttig omdat er geen overeenkomstige fiberoptic visualisatie kanaal gevonden. MacDonald en collega's gebruikten een meer krachtige halogeen lichtbron en gerapporteerd succes in een kleine steekproef. Ze waren in staat om herhaaldelijk te meten luchtwegweerstand 15 ook. Herhaalde metingen van luchtwegweerstand op verschillende tijdstippen is gemeld door anderen 16. Zhao et al.. Gebruikte een retrograde techniek aanprikken van de luchtpijp en voeden van een geleidingsdraad door de hypo-en oropharynx 17. Meer recent Singer et al.. Hebben selectieve intubatie van de linker hoofdstam bronchus uitgevoerd bij muizen met een operatiemicroscoop en fluoroscopie naar de locatie van de katheter 18 te documenteren. Vervolgens gebruikten deze methode om te testen stoffen inboezemen selectief in de longen. Echter, dit nog eens niet een methode die zonder noemenswaardige kosten en zeer technische opleiding kunnen worden gebruikt zijn. Bovendien zou fluoroscopie een stralingsgevaar aan de studie.

Samengevat, directe laryngoscopie van muizen met behulp van een pediatrische otoscoop is een waardevolle techniek voor intubatie, herhaalde intubatie en teststof levering zonder intubatie. We vinden deze techniek superieur aan tracheotomie en eerder gerapporteerde methoden van niet-invasief uitvoeren endotracheale intubatie bij muizen.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

De auteurs verklaren dat zij geen concurrerende financiële belangen.

Acknowledgments

Een Merit Grant van het Department of Veteran Affairs en een T32-HL098062 subsidie ​​van de NHLBI van de National Institutes of Health hebben dit werk ondersteund. Wij willen zeer erkentelijk voor het advies van Randolph H. Hastings, MD, Ph.D. en het advies en de ondersteuning van de Veterinary Medical Unit van de San Diego VA Healthcare System.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Operating Otoscope Head Welch Allyn 21700 $188.98
Otoscope Handle Welch Allyn 71000 $112.20
Reuseable Speculum Welch Allyn 22002 $3.98
Fine Forceps Miltex 18-779 $107.18
Small clamp stand to hold otoscope
Isoflurane Vaporizer (multiple circuit with vacuum waste gas handling) Summit Medical $3,000
Flexivent (Animal Ventilator) SCIREQ $35,000
Intravenous catheter (20 G, 1 in) BD 381233 $9.62
Polyethylene tubing (PE10) (0.011 in I.D., 0.024 in O.D.) 100 ft Intramedic, Clay-Adams 427401 $115.70
Ketamine 100 mg/ml (10 ml bottle) Butler 23061 $10.00
Xylazine (100 ml bottle) Vedco 24105 $20.00
Isoflurane (250 ml bottle) $15.00
Vecuronium bromide 10 mg/10 ml Pfizer NDC 0069-0094-01 $15.00

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Rockman, H. A., et al. Segregation of atrial-specific and inducible expression of an atrial natriuretic factor transgene in an in vivo murine model of cardiac hypertrophy. Proc. natl. Acad. Sci. U.S.A. 88, 8277-8281 (1991).
  2. Watanabe, A., Hashimoto, Y., Ochiai, E., Sato, A., Kamei, K. A simple method for confirming correct endotracheal intubation in mice. Lab. Anim. 43, 399-401 (2009).
  3. Orebaugh, S. L. Succinylcholine: adverse effects and alternatives in emergency medicine. Am. J. Emerg. Med. 17, 715-721 (1999).
  4. Hastings, R. H., Summers-Torres, D. Direct Laryngoscopy in Mice. Contemp. Lab. Anim. Sci. 38, 33-35 (1999).
  5. Berul, C. I., Aronovitz, M. J., Wang, P. J., Mendelsohn, M. E. In vivo cardiac electrophysiology studies in the mouse. Circulation. 94, 2641-2648 (1996).
  6. Ewart, S. L., Gavett, S. H., Margolick, J., Wills-Karp, M. Cyclosporin A attenuates genetic airway hyperresponsiveness in mice but not through inhibition of CD4+ or CD8+ T cells. Am. J. Respir. Cell Mol. Biol. 14, 627-634 (1996).
  7. Ewart, S. L., Mitzner, W., DiSilvestre, D. A., Meyers, D. A., Levitt, R. C. Airway hyperresponsiveness to acetylcholine: segregation analysis and evidence for linkage to murine chromosome 6. Am. J. Respir. Cell Mol. Biol. 14, 487-495 (1996).
  8. Spoelstra, E. N., et al. A novel and simple method for endotracheal intubation of mice. Lab. 41, 128-135 (2007).
  9. Boll, H., et al. High-speed single-breath-hold micro-computed tomography of thoracic and abdominal structures in mice using a simplified method for intubation. J. Comput. Assist. Tomogr. 34, 783-790 (2010).
  10. Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice. J. Appl. Physiol. 87, 2362-2365 (1999).
  11. Vergari, A., Polito, A., Musumeci, M., Palazzesi, S., Marano, G. Video-assisted orotracheal intubation in mice. Lab. Anim. 37, 204-206 (2003).
  12. Vergari, A., et al. A new method of orotracheal intubation in mice. Eur. Rev. Med. Pharmacol. Sci. 8, 103-106 (2004).
  13. Hamacher, J., et al. Microscopic wire guide-based orotracheal mouse intubation: description, evaluation and comparison with transillumination. Lab. Anim. 42, 222-230 (2008).
  14. Rivera, B., Miller, S., Brown, E., Price, R. A novel method for endotracheal intubation of mice and rats used in imaging studies. Cont. Top. Lab. Anim. Sci. 44, 52-55 (2005).
  15. MacDonald, K. D., Chang, H. Y., Mitzner, W. An improved simple method of mouse lung intubation. J. Appl. Physiol. 106, 984-987 (2009).
  16. De Vleeschauwer, S. pI., et al. Repeated invasive lung function measurements in intubated mice: an approach for longitudinal lung research. Lab. Anim. 45, 81-89 (2011).
  17. Zhao, X., et al. A technique for retrograde intubation in mice. Lab. Anim. 35, 39-42 (2006).
  18. Singer, T., et al. Left-sided mouse intubation: description and evaluation. Exp. Lung Res. 36, 25-30 (2010).

Tags

Geneeskunde longfysiologie intubatie laryngoscopie luchtwegweerstand intubatie techniek
Luchtpijpintubatie in Muizen<em&gt; Via</em&gt; Directe laryngoscopie behulp van een otoscoop
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Thomas, J. L., Dumouchel, J., Li,More

Thomas, J. L., Dumouchel, J., Li, J., Magat, J., Balitzer, D., Bigby, T. D. Endotracheal Intubation in Mice via Direct Laryngoscopy Using an Otoscope. J. Vis. Exp. (86), e50269, doi:10.3791/50269 (2014).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter