Summary
Her beskriver vi en mikrodisseksjon teknikk etterfulgt av fluorescerende fargestoff injeksjon i den akustiske ganglion av tidlige kyllingembryo for selektiv sporing av auditiv axon fibre i nerve og hindbrain.
Abstract
Embryonale dama er en mye brukt modell for studier av perifere og sentrale ganglion celle anslag. I hørselssystemet, ville selektiv merking av auditiv axoner innenfor VIIIth cranial nerve forbedre studie av sentrale auditive krets utvikling. Denne tilnærmingen er utfordrende fordi flere sanseorganer i det indre øret bidra til VIIIth nerve en. Videre markører som pålitelig skille auditiv versus vestibulære grupper av axoner innenfor luftfarten VIIIth nerve er ennå ikke identifisert. Auditive og vestibular trasé ikke kan skilles funksjonelt i tidlige embryoer, som sensoriske-evoked responser ikke er til stede før kretser er dannet. Sentralt prosjektering VIIIth nerveaxoner har blitt sporet i enkelte studier, men hørbar axon merking ble ledsaget av merking fra andre VIIIth nerve komponenter 2,3. Her beskriver vi en fremgangsmåte for anterograd sporingen fra den akustiske ganglion til selektivt Label auditiv axons innenfor utvikling VIIIth nerve. Først, etter delvis disseksjon av fremre cephalica regionen av en 8-dagers kylling embryo nedsenket i oksygenert kunstig cerebrospinalvæske, er cochlea duct identifisert av anatomiske landemerker. Deretter ble et fint trakk glass mikropipette posisjonert å injisere en liten mengde rhodamin dekstran amin inn i kanalen og tilstøtende dype regionen hvor de akustiske ganglion celler er plassert. Innen tretti minutter etter injeksjonen, er hørbar axons spores sentralt i hindbrain og kan senere bli visualisert etter histologisk forberedelse. Denne metoden gir et nyttig verktøy for utviklingsstudier av perifer til sentrale auditive krets formasjon.
Protocol
1. Forbered følgende Disseksjonsverktøyer og reagenser
- Kunstig cerebrospinalvæsken (aCSF; 130 mM NaCl, 3 mM KCl, 1,2 mM KH 2 4 PO, 20 mM NaHCO 3, 3 mM HEPES, 10 mM glukose, 2 mM CaCl 2, 1,3 mM MgSo4) kontinuerlig tilført 95% O 2/5% CO 2 ved romtemperatur. Infusjonsvæske, fyll til 2/3 en 500 ml wide-munn Nalgene krukke med et hull boret i lokket. Tank vil være festet med slange til et glass stammen bobleren, som trenger inn i aCSF gjennom hullet i krukke lokket. Juster trykk for å oppnå en konstant strøm av bobler som når omtrent 1/3 av væsken, men er ikke kraftige nok til å forårsake spruting over felgen. Dykk 5 ml hetteglass (opp til 6) inn i Nalgene jar å skille individuelle prøver fra hverandre og fra gasstrømmen turbulens. ACSF bør oksygenert minst 20 min før noen vev inkubering.
- Liten silikon disseksjon parabolen (35 mm x 10mm Petri belagt med Sylgard elastomer Kit) med to disseksjon pins plassert i små sekskantede polystyren (47 mm nederst) veie båt.
- To fine tips tang, en buet spiss tang, en 50 ml begerglass, og en beholder for vev avfall.
- Trakk glass mikropipette (1,2 OD / 0,9 ID) brutt til ca 20-50 um åpning på tuppen og fylt med rhodamin dekstran amin (RDA, MW = 3000, Invitrogen) i en 6,25% løsning med 0,4% Triton X-100 i PBS . Fest med fin slangen til picospritzer og stabilisere til micromanipulator.
2. Micro-disseksjon å avdekke basilaris papilla på E8 4,5
- Med buede tang, kuttet E8 embryo like under hjernestammen, plassere hodet direkte på silikon-belagt disseksjon parabolen innen veie båt.
- Bruke disseksjon pins, plassere hodet med en ventral visning slik øret på siden av interesse er litt synlig, vippet hodet litt dorsally og peker 10-30 grader unna center (Figur 2A). Umiddelbart sikre hodet med pinner. Dersom bilateral sporing er ønskelig, senter hodet ved 0 grader, eller en full ventral visning slik at begge sider kan nås. Tilsvarende for en venstre-sidig injeksjon, sikre hodet ved -10 til -30 grader fra sentrum slik at venstre side er tilgjengelig.
- Bruke 50 ml begerglass, overføre 30 ml av oksygenrikt aCSF i formen, fullt submerging vevet.
- Ta forsiktig tak og skrelle ned underkjeven med fine tips tang, så fjern den nedre øyelokk på siden av interesse.
- Fjern overliggende vaskulære vev, inkludert eventuelle gjenværende gane og svelg. Disse myke vev bør skrelle bort avsløre den glatte overflaten for å utvikle chondrocranium med den karakteristiske vertebrale arteriene på overflaten. Ved dette punktet bør det karakteristiske hvite otoconial massen være synlig.
- Nøye dissekere huden rundt den eksterne meatus, brusk i kjeven felles, og mellomøret og samtidig la iner øre intakt. Bruk pinsett til å forsiktig skjære bort disse cartilaginous strukturer.
- Fjern vertebrale arteriene og samle blod ved hjelp av en mild feiende bevegelse med de fine tang tips. Blod kan skjule visning og koagulasjon kan koble injeksjon pipette åpningen.
- Cochlea kanal med tilstøtende sensorisk epitel (basilaris papilla) og akustisk ganglion ligger rett under chondrocranium 6 og kan visualiseres som et langstrakt finger-lignende fremspring som strekker seg fra det indre øret ventrally, med den distale-mest tip (apex) nær fremre midtlinjen 5. Det kan være en liten blodansamling (rød) fra disseksjon og / eller otolithic forkalkninger (hvit) på toppen av cochlea duct (figur 2B) som kan hjelpe i visualisering. På toppen er den lagenar makula, tenkte en sensorisk patch å være av vestibularfunksjonen 7,8.
3. Selektiv Merking av CN VIII Auditiv Fibers
- Senk micropipette til første punktering kraniet. Dette skallen er tynnere enn omkringliggende områder og krever mindre kraft til å trenge. Den micropipette skal nå være inne i sneglehuset kanalen. Valgfritt: en liten injeksjon av tracing fargestoff kan gjøres her for å hjelpe visualisere basilaris papilla.
- Uten å reposisjonere micropipette, fortsetter senke inntil det bare brudd den dype grensen av cochlea duct (figur 1). Utfør en injeksjon her og gjenta i flere regioner langs lengden av basilaris papilla (Tall 2C, 2D), eksklusiv den mest proksimale spissen der vestibular lagena ligger. Med picospritzer satt mellom 10-30 psi, flere injeksjoner gjort. Volumet av injisert fargestoff fluidum varierer, og avhenger av omfanget av merking ønsket. Hver injeksjon bør resultere i et fluorescerende fargestoff-laBeled flekk på ca 200-400 mikrometer diameter (Figur 2D).
- Når injeksjonen er ferdig, bruker pinsett til tversgående eksempelet ovenfor hjernestammen og bruke en overføringspipetten å plassere Caudal delen i en liten krukke i beholderen av aCSF stadig perfused med 95% O 2/5% CO 2.
- For hver embryo, la 20-30 min for fargestoff overføring, avhengig av avstanden fra sentrum tracing ønsket.
- Fjerne vev og forberede for histologisk snitting. I eksemplet som vises her, er vev nedsenket i 4% paraformaldehyd (i 1X PBS) over natten, 30% sukrose (i 1X PBS) over natten.
4. Kontrafarging og analyse
- Kontrafarging er nyttig til å orientere observatøren til anatomiske plassering, samt identifisere spesielle områder av interesse. En effektiv counterstain i dette preparatet er neurofilament immunolabeling (figurene 1, 3B, 3E), noe som sterkt lAbels axoner og gir mulighet for avgrensning av aksonal traktater i CNS.
- Bør utføres i hele merket regionen, som fremspringene kan utvide flere hundre mikron eller mer langs rostrocaudal aksen. Noen eksempler på grunnleggende analyser er: målretting feilrater, timing og / eller endringer i uenighet projeksjon mønstre. RDA-merket axons er visualisert i det perifere og sentrale nervesystemet med høy oppløsning (Tall 3A, 3D).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Komponentene i VIIIth nerve og anatomi av nerve selv er komplekse og innviklede (figurene 1, 3). Ved selektivt tracing fibre oppstår fra akustiske ganglion celler, kan segmenter av VIIIth nerve så vel som primære auditive afferenter innenfor hjernestammen bli rent spores og skjelnes fra deres vestibular motstykker (figurene 2, 3). Likeledes kan denne teknikken kan brukes til å studere perifere projeksjoner av de akustiske ganglion celler (figur 3G), eller modifiseres for å studere anslag på grunn av individuell vestibulære organer. Fordi axons er ren spores langs hele sin lengde, kan nøyaktige kvantitative analyser utføres skille auditive fra vestibulære anslag under utvikling, inkludert presis timing og mønstre av første innervasjon, rettet feil priser, etc. I tillegg, i motsetning til tidligere tilnærming av auditiv fiber merking, denne tilnærmingen er prestamed på ikke-fast, levende vev og således kan anvendes samtidig med andre in vitro eksperimentering.
Selv denne teknikken er egnet for embryoer fra E6-E9, best resultat starte på E8 når auditive axons har innerverte deres primære sentrale mål 3. I kontrast, vestibulære anslag kommer i hjernestammen tidligere 9,10 og dermed ville tjene som bedre kandidater for tidligere sporing, men teknisk utfordrende på grunn av den lille størrelsen og relativ umodenhet av det vestibulære apparat i denne alderen. Histologiske seksjoner bør undersøkes for å bekrefte plasseringen av fargestoff injeksjon, som den apikale-mest regionen av basilaris papilla inneholder en liten sensorisk patch antatt å være av vestibularfunksjonen og hvis merket potensielt forurense resultatene.
Når utprøver kjenner anatomien, tre av de mest vanlige problem er som følger:
- Cochlea duct er fylt med sporing fargestoff, men ganglion celle axons er ikke merket. Dette problemet indikerer sannsynlig at injeksjonen ikke ble utført dypt til cochlea kanal der ganglion celler og nerve fiber bor. Dette problemet kan løses ved å sørge for at injeksjonen mikropipette første punctures chondrocranium, deretter blir forsiktig avansert slik bare punktere gjennom den andre siden av kanalen. Alternativt kan injeksjonen pipetten er riktig posisjonert men leverte utilstrekkelige mengder fargestoff. Økende injeksjon press eller antall injeksjoner kan også overvinne dette problemet.
- Nerve utilsiktet transektert som en konsekvens av overdreven trekke på Brusk labyrinten under disseksjonen. Dette problemet kan unngås ved å bruke gode disseksjon teknikker og begrenset disseksjon av mellomøret.
- Injeksjonen er for omfattende og utilsiktet merker andre sensoriske ganglion celler eller fiber som kommer fra andre nerve komponenter. Ther problemet kan bli minimalisert ved å optimalisere injeksjon protokoller, og kan kreve redusere injeksjonstrykk eller antall pulser, eller skiftende plasseringen av injeksjoner.
To eksempler på potensielle analyser er:
- Divergens projeksjon mønstre: bestemmer omfanget av merket axoner langs en bestemt akse og hvordan de kan påvirkes følgende eksperimentering. Rostrocaudal divergens kan beskrives som:
(Nummer seksjoner inneholdende merket axoner) x (Tykkelse av hver seksjon) Dette tiltaket kan korrigeres for omfanget av fargestoff etikett som en andel av basilaris papilla, eller i kontrafarget vev, for andel VIIIth nerveaxoner merket. Dette er et nyttig verktøy for å analysere topografiske anslag, som de merkede axons kan rent spores tilbake til sine terminal felt i hindbrain. For målinger av tonotopy, bør fargestoff injeksjoner være begrenset til regionen av interesse langs basIlar papilla.
- Målretting feil: bestemmer frekvensen av mistargeted axoner for hver forhåndsbestemt område av analysert vev (kan være per seksjon, per embryo, osv.). Perturbasjoner kan føre axoner etter en unormal projeksjon banen eller ender i en upassende region. Når kvantifisere feil, bør tallene være normalisert å ta hensyn til forskjellen i injeksjon beløp mellom embryoer. Mindre injeksjoner er mer sannsynlig å resultere i muligheten til å score enkle axons. En grunnleggende målretting feilanalyse kan beskrives som:
Figur 1. Koronale visning av E6 hjernestammen for forenkling medbilateral akustisk ganglia intakt. skjematisert rød pipette illustrerer nøyaktig målretting av akustiske ganglion celler fra en dorsolaterale inngangspunkt. Seksjonene er immunolabeled med anti-neurofilament å markere aksonal anslag. Vestibulære organer er rostral § vist. Regionen RDA injeksjon for selektiv hørsel fiber sporing demonstrert med rød pipette illustrasjon. VIII = vestibulocochlear nerve, AG = akustisk ganglion, VG = vestibulære ganglion. Dorsal er opp. Skala bar = 300 mikrometer.
Figur 2. Mikrodisseksjon og injeksjon av målområdet. (A) Riktig plassering av embryo på disseksjon parabolen, ventral view med hodet på skrå dorsally og slått litt til siden for å gi bedre tilgang til riktig side. Høyre ear vises og underliggende basilaris papilla angis med en stiplet linje. Pilspiss i (A) og (B) illustrerer Startposisjonen pipette innsetting (B) Etter disseksjon, er en hvit masse otoconial synlig, demarcating den apikale grensen av basilaris papilla (pil). (C, D) bør første injeksjon gir en omrisset av sneglehuset duct. (D) Etterfølgende injeksjoner bør gjøres bare dypt til cochlea kanal og basilaris papilla inn den akustiske ganglion regionen. RDA fluorescens er nyttig i å forbedre injeksjon dybdesyn og hver enkelt injeksjon bør opprette et fluorescerende fargestoff-merket flekk på ca 200-400 mikrometer diameter som her. Målestokk = 2 mm.
Figur 3. Representative bilder av selektiv hørsel fiber sporing i en E8 embryo. (AC) Lav effekt og (DG) høy effekt 25 mikrometer koronale seksjoner samlet fra samme embryo på ulike plan. (A) RDA merket axoner kan spores fra injeksjonsstedet (pilspiss ), gjennom cranial nerve (pil) og caudally mot de primære auditive kjerner mål (doble pilspissen). (B) Immunolabeling med anti-neurofilament antistoff høydepunkter alle aksonal anslag og RDA-spores fibre fra (A) er innenfor den auditive projeksjon veien. Overlapping av separat (A) og (B) kanaler vist som en farge flette i (C). (DF) høy effekt bilde av det samme embryoet på en mer kaudale stilling demonstrerer (A) med høy oppløsning av fibre ved nerve inngangspunkt ( pil) og langs den sentrale bane (dobbel pilspiss). (E) </ Strong> Neurofilament flekken av alle axons tillater avgrensning av PNS-CNS samt påståtte auditiv versus vestibulære anslag. Ap og Vp indikerer respektive auditive og vestibular komponenter perifere til nerven inngangspunkt, mens Ac og Vc indikerer respektive auditive og vestibular anslag er sentrale for nerve inngangspunkt. Overlapping av separat (D) og (E) kanaler vist som en farge flette i (F). (G) histologiske undersøkelse av akustiske ganglion avslører plassering av merket akustiske ganglion celler fra oppsporingen vist i (AF) og deres perifere fremspring ( asterisk) spores retrogradely til basilaris papilla. (H) Illustrasjon av en 700 mikrometer sporing veien forventet med auditiv-spesifikke VIII merking på E8. Injeksjonsstedet (rød sirkel) er Caudal til nerve inngangspunkt, og sentrale anslag reise rostral og caudally gang i hindbrain. Vp = perifer vestibular, Ap = perifer auditive, Vc = sentral vestibulær, Ac = sentrale auditive, AG = akustisk ganglion, BP = basilaris papilla, LM = lagenar makula, SVG = overlegen vestibulære ganglion, IVG = dårligere vestibular ganglion. Skala bar = 300 mikrometer for AC, 100 mikrometer for DF, 100 mikrometer i G og 500 mikrometer i H.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Studier av den tidlige utviklingen av VIIIth nerve har vært begrenset i delvis på grunn av vanskeligheter med å identifisere embryonale axoner oppstår fra multiple distinkte ganglier. Flere studier har utforsket de molekylære signaler guiding auditive og vestibulære sensoriske celle og ganglion celle skjebner under tidlig utvikling, 5,11,12, men prosessene som regulerer sentrale innervasjon er ennå ikke bestemt. Rapporter om akustiske ganglion celle anslag vanligvis beskrive perifere prosesser til sensorisk epitel 13-15, mens mindre er kjent om de sentrale prosessene som stikker til primær kjerner. Studier av sentralt prosjektering VIII underavdelinger under embryogenese er ofte elektrofysiologisk, for eksempel optiske opptak i embryonale dama hindbrain 16 eller kalsium bildebehandling i en pattedyrvev skive 17, men kan ikke utføres før gjennomføringen av nevrale kretser. Bruken av immunologiske markører til etikettauditiv axoner i chick VIIIth nerve er foreløpig ikke mulig. Mens forskjellige grupper av transkripsjonsfaktorer har blitt identifisert som korrelerer med auditiv versus vestibulære nevroner 18-23, er uttrykket av disse faktorene ekskludert fra axons. Hos mus har forskjellene blitt funnet mellom spiral ganglier og vestibular ganglier i genuttrykk, inkludert noen lovende kandidater som kan differensiere axon veksten blant modaliteter. 23 Videre studier av disse genprodukter kan gi viktige verktøy for både pattedyr og fugl studier. Med metodene beskrevet her, kan auditiv fiber i levende foster vev med en intakt auditiv krets være selektivt spores tilbake til sine sentrale mål.
Kylling embryo er en spesielt nyttig virveldyr system for utviklingsmessige biologer og er i stand til å overvinne noen av de begrensninger som finnes i pattedyr systemer. Regulering av tidlig indre øret mønster og morphogenesis ifugler viser slående likhet til pattedyr 1,12, mens kyllingembryo er større og lettere tilgjengelig enn gnagere embryoer på tidlige stadier når det perifere hørselssystemet blir dannet. Metoden som presenteres her for selektiv tracing av auditiv fibre muliggjør tidlig eksperimentering på de sentrale projeksjoner av å utvikle indre øret.
Vi utviklet denne protokollen i et forsøk på å differensielt identifisere sentrale auditive projeksjoner av VIIIth nerve, men på samme måte det kan endres til selektivt merke fibre fra andre sanseorganer i det indre øret. I motsetning til tidligere beskrevne metoder, er denne prosedyren utføres på levende vev med hele kretsen intakt. En lignende metode utført ble brukt til å beskrive timing av VIII auditive afferent innervasjon under avian embryogenese, men ble vestibulære fibre også utilsiktet merket 3 Her gir vi en metode for å identifisere regionen eller.igin og oppsigelse, samt høy enkelt fiber oppløsning av utvalgte sentralt projisere auditive afferenter under virveldyr embryogenese.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Ingen interessekonflikter erklært.
Acknowledgments
Forfatterne ønsker å takke dr. Candace Hsieh for forslag og hjelp med avbildningsteknikker og Dr. Doris Wu for kompetanse på chick indre øret anatomi under tidlig embryogenese. Dette arbeidet ble støttet av NSF IOS-0642346, NIH T32-DC010775, NIH T32-GM008620, NIH R01-DC010796, og DOE GAANN P200A120165.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Polystyrene Weigh Dish | Fisher Scientific | 02-202-101 | |
| Petri Dish, 35 X 10 mm | Fisher Scientific | 50820644 | Use to make silicone dissection dish |
| Sylgard Silicone Elastomer Kit | World Precision Instruments | SYLG184 | Coat Petri to make dissection dish |
| Dissection Pins | Various | Holds embryo in place during dissection | |
| NaCL | Various | part of aCSF recipe | |
| KCl | Various | part of aCSF recipe | |
| KH2PO4 | Various | part of aCSF recipe | |
| NaHCO3 | Various | part of aCSF recipe | |
| Glucose | Various | part of aCSF recipe | |
| CaCl2 | Various | part of aCSF recipe | |
| MgSO4 | Various | part of aCSF recipe | |
| Container for aCSF. Suggest translucent wide-mouth Nalgene jar, 500 ml (16 oz) with lid. | CPLabSafety | QP-PLC-03717 | Drill hole opening in top of lid for glass bubling stem to penetrate liquid |
| Empty 5 ml glass vial or comparable transparent vial | American Pharmaceutical Partners, Inc | 6332300105 | Use during aCSF incubation to keep samples separate from each other and from the bubbling stream |
| Tank of carbogen (95%O2 / 5%CO2) connected by tubing to bubbler | Various | Attach by tubing to glass stem bubbler for infusion into aCSF | |
| Glass stem bubbler | Various | To infuse carbogen into aCSF | |
| Curved-tip forceps | World Precision Instruments | 501008 | To remove embryo head from egg |
| Two fine-tip forceps | World Precision Instruments | 501985 | For micro-dissection |
| 50 ml Beaker | various | ||
| Rhodamine Dextran Amine (RDA) | Invitrogen | various | Fluorescent axon tracer |
| Triton X-100 | ICN Biomedicals | ||
| Phosphate Buffered Saline, (1X PBS) | Various | Standard lab reagent | |
| Thin Wall Glass Capillaries, 1.2 OD, .9 ID 4" (100 mm) length | World Precision Instruments | TW120F-4 | Load with RDA. Each capillary makes two glass micropipettes |
| Needle / Pipette puller | David Kopf Instruments | Model 720 | Settings used: Heat 16.4, Solenoid 2.2 |
| Picospritzer | Parker Instrumentation | various | Attach by fine tubing to glass micropipette |
| Micromanipulator | Narishige | various | |
| Dissection microscope with fluorescence | Various | ||
| 4% Paraformaldehyde | Various | Standard lab reagent | |
| anti-Neurofilament antibody, optional | Millipore | AB1991 | Follow histological protocol recommended by manufacturer |
| Cryostat and associated materials for sectioning | Leica | various | |
| Epifluorescent microscope for imaging | Zeiss, various |
References
- Groves, A. K., Fekete, D. M. Shaping sound in space: the regulation of inner ear patterning. Development. 139, 245-257 (2012).
- Pflieger, J. F., Cabana, T. The vestibular primary afferents and the vestibulospinal projections in the developing and adult opossum, Monodelphis domestica. Anatomy and Embryology. 194, 75-88 (1996).
- Molea, D., Rubel, E. W. Timing and topography of nucleus magnocellularis innervation by the cochlear ganglion. The Journal of Comparative Neurology. 466, 577-591 (2003).
- Bissonnette, J. P., Fekete, D. M. Standard atlas of the gross anatomy of the developing inner ear of the chicken. The Journal of Comparative Neurology. 368, 620-630 (1996).
- Brigande, J. V., Kiernan, A. E., Gao, X., Iten, L. E., Fekete, D. M. Molecular genetics of pattern formation in the inner ear: do compartment boundaries play a role. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 97, 11700-11706 (1073).
- Bellairs, R., Osmond, M. The atlas of chick development. , 2nd Edn, Elsevier. (2005).
- Manley, G. A., Haeseler, C., Brix, J. Innervation patterns and spontaneous activity of afferent fibres to the lagenar macula and apical basilar papilla of the chick's cochlea. Hearing Research. 56, 211-226 (1991).
- Code, R. A. Efferent neurons to the macular lagena in the embryonic chick. Hearing Research. 82, 26-30 (1995).
- Maklad, A., Fritzsch, B. Development of vestibular afferent projections into the hindbrain and their central targets. Brain Research Bulletin. 60, 497-510 (2003).
- Rubel, E. W., Fritzsch, B. Auditory system development: primary auditory neurons and their targets. Annual Review of Neuroscience. 25, 51-101 (2002).
- Satoh, T., Fekete, D. M. Lineage analysis of inner ear cells using genomic tags for clonal identification. Methods Mol. Biol. 493, 47-63 (2009).
- Bok, J., Chang, W., Wu, D. K. Patterning and morphogenesis of the vertebrate inner ear. The International Journal of Developmental Biology. 51, 521-533 (2007).
- Appler, J. M., Goodrich, L. V. Connecting the ear to the brain: Molecular mechanisms of auditory circuit assembly. Progress in Neurobiology. 93, 488-508 (2011).
- Bulankina, A. V., Moser, T. Neural circuit development in the mammalian cochlea. Physiology (Bethesda). 27, 100-112 (2012).
- Fekete, D. M., Campero, A. M. Axon guidance in the inner ear. The International Journal of Developmental Biology. 51, 549-556 (2007).
- Momose-Sato, Y., Glover, J. C., Sato, K. Development of functional synaptic connections in the auditory system visualized with optical recording: afferent-evoked activity is present from early stages. Journal of Neurophysiology. 96, 1949-1962 (2006).
- Marrs, G. S., Spirou, G. A. Embryonic assembly of auditory circuits: spiral ganglion and brainstem. The Journal of Physiology. 590, 2391-2408 (2012).
- Milo, M., et al. Genomic analysis of the function of the transcription factor gata3 during development of the mammalian inner ear. PloS One. 4, e7144 (2009).
- Fritzsch, B., Eberl, D. F., Beisel, K. W. The role of bHLH genes in ear development and evolution: revisiting a 10-year-old hypothesis. Cellular and Molecular Life Sciences : CMLS. 67, 3089-3099 (2010).
- Jahan, I., Kersigo, J., Pan, N., Fritzsch, B. Neurod1 regulates survival and formation of connections in mouse ear and brain. Cell and Tissue Research. 341, 95-110 (2010).
- Huang, E. J., et al. Brn3a is a transcriptional regulator of soma size, target field innervation and axon pathfinding of inner ear sensory neurons. Development. 128, 2421-2432 (2001).
- Jones, J. M., Warchol, M. E. Expression of the Gata3 transcription factor in the acoustic ganglion of the developing avian inner ear. The Journal of Comparative Neurology. 516, 507-518 (2009).
- Lu, C. C., Appler, J. M., Houseman, E. A., Goodrich, L. V. Developmental profiling of spiral ganglion neurons reveals insights into auditory circuit assembly. The Journal of Neuroscience: The Official Journal of the Society for Neuroscience. 31, 10903-10918 (2011).
