Summary
Здесь мы опишем технику микродиссекции последующим флуоресцентным красителем инъекции в акустическом ганглий рано куриных эмбрионов для селективного отслеживания слуховых волокон аксонов в нервной и заднего мозга.
Abstract
Эмбриональных птенец широко используется модель для изучения периферической и центральной проекции ганглиозных клеток. В слуховая система, избирательное маркировки слуховой аксонов в VIII в черепных нервов будет способствовать изучению центральной развитие цепи слуховых. Этот подход является сложной задачей, так как несколько органов чувств, внутреннего уха вклад в нерв VIII-1. Кроме того, маркеры, которые надежно различать слуховые по сравнению с вестибулярным группы аксонов в птичьем нерв VIII в до сих пор не определены. Слуховые и вестибулярные пути не могут быть выделены функционально ранних эмбрионов, как сенсорно-вызванных ответов нет до схемы формируются. Централизованное проектирование VIII в аксонов нерва были прослежены в некоторых исследованиях, но и слуховые аксона маркировки сопровождается маркировки с другими компонентами нерв VIII в 2,3. Здесь мы опишем метод трассировки антероградной от акустического ганглий выборочно Лабел слуховой аксонов в развивающихся VIII в нерв. Во-первых, после частичного рассечения передней головной область 8-дневного куриного эмбриона кислородом погружен в искусственную спинномозговой жидкости, канал улитки определяется анатомические ориентиры. Далее, тонкой стеклянной пипетки вытащил позиционируется придать небольшое количество родамина декстрана аминов в канал и прилегающие глубокие области, где акустические ганглиозных клеток находятся. В течение тридцати минут после инъекции, слуховые аксонов прослеживается централизованно в заднем мозге и в дальнейшем могут быть визуализированы после гистологического препарата. Этот метод представляет собой полезный инструмент для развития исследований периферию центрального формирования цепи слуховых.
Protocol
1. Подготовьте следующие инструменты Dissection и реагенты
- Искусственные цереброспинальной жидкости (ACSF, 130 мМ NaCl, 3 мМ KCl, 1,2 мМ KH 2 PO 4, 20 мМ NaHCO 3, 3 мМ HEPES, 10 мМ глюкозы, 2 мМ CaCl 2, 1,3 мМ MgSO 4) непрерывно переплетаются с 95% O 2/5% CO 2 при комнатной температуре. Для инфузий, заполнить на 2/3 500 мл с широким горлом Nalgene банку с отверстием в крышке. Танк будет прикреплен на трубы со стеклянным стволовых барботер, который проникает в ACSF через отверстие в крышке банки. Отрегулируйте давление для получения постоянного потока пузырьков, которые достигают около 1/3 жидкости, но не сильный достаточно, чтобы вызвать брызги через край. Погрузитесь 5 мл стеклянных флаконах (до 6) в банку Nalgene отделить отдельные образцы друг от друга и от турбулентности потока газа. ACSF должны быть кислородом в течение 20 мин до любой ткани инкубации.
- Малый блюдо рассечение силиконовые (35 мм х 10мм Петри покрытием использованием Sylgard Elastomere Kit) с двумя рассечение контакты помещаются в небольшой шестиугольный полистирола (47 мм внизу) весит лодка.
- Два прекрасных наконечником щипцы, один изогнутый кончик пинцетом, 50 мл стакан и контейнера для отходов тканей.
- Вытащил стекла микропипетки (1,2 OD / 0,9 ID) сломаны примерно 20-50 мкм открытие на кончике и наполнен родамина декстрана аминов (RDA, MW = 3000, Invitrogen) в 6,25% раствора с 0,4% Тритон Х-100 в PBS . Прикрепить тонкой трубки к picospritzer и стабилизации к микроманипулятора.
2. Micro-рассечение, чтобы Показать Базилярная РарШа на 4,5 E8
- С изогнутым пинцетом, вырезать E8 эмбрион чуть ниже ствола мозга, размещение голову прямо на силиконовым покрытием рассечение блюдо весом в лодку.
- Использование рассечение контакты, положение головы с брюшной стороны, так что ухо на стороне интересов слегка видно, голова слегка наклонена сверху и указывая 10-30 градусов от сеГюнтер (рис. 2A). Немедленно обеспечить головой с контактами. Если двусторонних трассировка желании центре головы в 0 градусов, или полный вид снизу так с обеих сторон могут быть доступны. Аналогично, для левостороннего инъекции, обеспечить головы при температуре от -10 до -30 градусов от центра, чтобы левая сторона доступна.
- С помощью 50 мл стакан, передавать 30 мл кислородом ACSF в блюдо, полностью погружаясь в ткани.
- Аккуратно понять и очистить вниз нижнюю челюсть с помощью тонкой наконечником щипцы, затем снимите нижнее веко на стороне интересов.
- Снимите ткань вышележащих сосудистых, в том числе оставшихся неба и глотки. Эти мягкие ткани должна отслаиваться выявления гладкой поверхности развивается хрящевой череп с отличительными позвоночных артерий на его поверхности. К этому моменту, характерные белые otoconial масса должна быть видна.
- Осторожно рассекают кожу вокруг внешнего слухового прохода, хрящей нижнечелюстного сустава, а также среднего уха, оставляя внер ухо нетронутыми. Используйте пинцет, чтобы аккуратно срезать этих хрящевых структур.
- Удалить позвоночных артерий и объединению крови с использованием нежного радикальные движения с тонкой советы щипцов. Кровь может заслонить вид и коагуляции может подключить открытие инъекции пипетки.
- Улитки с соседними сенсорного эпителия (базилярная сосочка) и акустической ганглий лежит прямо под хрящевой череп 6 и могут быть представлены в виде удлиненных пальцев, как проекция простирается от внутреннего уха снизу, с дистальной-самых наконечник (вершина) рядом с передней срединной линии 5. Там может быть небольшим скоплением крови (красные) от вскрытия и / или отолитовой кальцификаты (белый) на вершине улитки (рис. 2В), которые могут помочь в визуализации. На вершине находится лагенарной макулы, сенсорные патч считается вестибулярной функции 7,8.
3. Селективный маркировки CN VIII слуховые волокна
- Медленно опустите микропипетки на первый прокол черепа. Это ЧЕРЕПНАЯ тоньше, чем окружающие районы и требует меньше усилий, чтобы проникнуть. Микропипетки должны теперь находиться внутри канала улитки. Дополнительно: небольшая инъекция трассировки красителя может быть сделано здесь, чтобы помочь в визуализации базилярной сосочка.
- Без перестановки микропипетки, продолжать снижение, пока это только нарушение глубокой границы канала улитки (рис. 1). Выполнять инъекции здесь и повторять в различных регионах вдоль базилярной сосочков (рис. 2в, 2г), за исключением самого проксимального кончика, где вестибулярный лагены находится. С picospritzer установлен в пределах 10-30 фунтов на квадратный дюйм, несколько инъекции делаются. Объем вводимой жидкости красителя меняется, и зависит от степени желаемого маркировки. Каждая инъекция должна привести к флуоресцентным красителем-лабелед месте примерно в 200 - 400 мкм в диаметре (рис. 2D).
- После инъекции завершен, использование щипцов, чтобы секут пример выше ствола мозга и использовать передачу пипетки поместить хвостовой части в небольшую банку в контейнер ACSF постоянно перфузии с 95% O 2/5% CO 2.
- Для каждого эмбриона, позволяющие 20-30 мин для переноса красителя, в зависимости от расстояния Центральное справочное лучшего.
- Удалить ткани и подготовиться к гистологических срезов. В примере, показанном здесь, ткань погружают в 4% параформальдегида (в 1X PBS) в течение ночи, 30% сахарозы (в 1X PBS) в течение ночи.
4. Counterstaining и анализ
- Counterstaining полезно, чтобы помочь ориентироваться наблюдателя анатомического расположения, а также выявление конкретных регионах, представляющих интерес. Эффективное контрастирующая в этом препарате нейрофиламентов иммунного (рис. 1, 3B, 3E), которые сильно LАбельс аксонов и позволяет демаркации аксонов путей в ЦНС.
- Анализ должен быть выполнен во всем помечены региона, а прогнозы могут расширить несколько сотен микрон или более по rostrocaudal оси. Некоторые примеры основных анализов: таргетинга количество ошибок, сроков и / или изменения в проекции расхождения моделей. RDA-меченых аксонов визуализируются в периферической и центральной нервной системы с высоким разрешением (рис. 3А, 3D).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Компоненты нервов VIII-и анатомии нервной себя сложные и запутанные (рис. 1, 3). По выборочно отслеживания волокна, связанные с акустическими ганглиозных клеток, сегменты нервов VIII-, а также первичных афферентов слуховых в стволе головного мозга может быть чисто прослеживается и отличаются от своих коллег вестибулярного (рис. 2, 3). Кроме того, этот метод может быть использован для изучения периферической проекции акустических ганглиозных клеток (рис. 3G), или модифицированные для изучения прогнозов, вытекающих из отдельных вестибулярных органов. Потому что аксоны чисто прослеживается по всей их длине, точный количественный анализ может быть выполнен из отличительных слухового вестибулярного прогнозы в процессе разработки, в том числе точные сроки и модели начального иннервации, таргетинг процент ошибок и т.д. Кроме того, в отличие от предыдущего подхода слуховой маркировки волокна, такой подход является Perforмед на нефиксированным, живые ткани и, следовательно, может быть использована одновременно с другими экспериментов в пробирке.
Хотя эта техника подходит для эмбрионов E6-E9, лучшие результаты начнется в E8, когда слуховой аксоны иннервируют были их основным центральным цели 3. В отличие от вестибулярного прогнозы прибыли в стволе головного мозга ранних 9,10 и, следовательно, будет служить лучшей кандидатуры для отслеживания ранее, хотя технически сложным из-за небольшого размера и относительной незрелостью вестибулярного аппарата в этом возрасте. Гистологические срезы должны быть изучены, чтобы подтвердить расположение красителя инъекции, а апикальные-область базилярной сосочек содержит небольшую сенсорную патч считается вестибулярной функции, и если помечены потенциально могут загрязнять результаты.
Как только следователь, знакомый с анатомией, три наиболее часто встречающиеся проблемы заключаются в следующем:
- Кохлеарного дюКТ заполнена отслеживания красителя, но аксонов ганглиозных клеток не маркированы. Эта проблема, вероятно, указывает, что инъекция не была выполнена глубоко, чтобы канал улитки, где ганглиозных клеток и нервных волокон проживают. Эта проблема может быть исправлена путем обеспечения того, чтобы инъекция микропипетки первого прокола хрящевой череп, затем осторожно продвинулись настолько, чтобы просто прокол по другую сторону канала. Кроме того, введение пипетки, возможно, был правильно установлен, но поставляется недостаточное количество красителя. Увеличение давления впрыска и количество инъекций может также преодолеть эту проблему.
- Нерв случайно перерезана, как следствие чрезмерного вытягивания на хрящевую лабиринт во время вскрытия. Эту трудность можно избежать, используя тонкий методы вскрытия и ограниченные вскрытие среднего уха.
- Инъекцию слишком обширна и случайно называет других сенсорных клеток ганглия или волокна, вытекающих из других компонентов нерва. Thявляется проблема может быть сведена к минимуму за счет оптимизации инъекции протоколов, и может потребовать снижения давления впрыска или количество импульсов, или изменяющие положение инъекций.
Два примера потенциального анализа являются:
- Дивергенция проекции моделей: определяет степень меченых аксонов вдоль определенной оси, и как они могут быть затронуты следующие эксперименты. Rostrocaudal расхождение может быть описано как:
(Количество разделов, содержащих меченых аксонов) х (толщина каждой секции) Эта мера может быть скорректирована на степень красителя метка в виде доли от основной сосочек, или контрастно ткани, на долю VIII в нерв аксонов маркировку. Это полезный инструмент для анализа топографических проекций, так как меченые аксоны могут быть чисто проследить их терминал полей в мозге. Для измерения tonotopy, краситель инъекции должна быть ограничена областью интересов по барельефILAR сосочка.
- Таргетинг ошибки: определяет частоту mistargeted аксоны для каждой заданной области проанализированы ткани (может быть указано в разделе, в зародыше, и т.д.). Возмущения могут привести к аксонов после ненормального пути проекции или прекращения в нарушении региона. При количественной ошибки, цифры должны быть нормализованы для учета разницы в количестве инъекций между эмбрионами. Меньшие инъекций, скорее всего, приведет к возможности забить один аксонов. Основные ориентации анализ ошибок может быть описано как:
Рисунок 1. Корональные зрения E6 мозга для упрощения сдвусторонних ганглиев акустических нетронутыми. схематизированных пипетки красной иллюстрирует точной ориентации акустических ганглиозных клеток от дорсолатеральной точки входа. Разделы immunolabeled с анти-нейрофиламентов, чтобы выделить аксональной прогнозы. Вестибулярная органы ростральнее разделах показано на рисунке. Регион RDA инъекции для селективного волокна слухового трассировка показала иллюстрация с пипеткой красного цвета. VIII = vestibulocochlear нерва, AG = акустической ганглий, VG = вестибулярного ганглия. Спинной вверх. Шкала бар = 300 мкм.
Рисунок 2. Microdissection и введение целевого региона. (A) Соответствующее положение эмбриона на рассечение блюдо, вид снизу с наклонив голову сверху и слегка повернулся в сторону, чтобы позволить более широкий доступ к правой стороне. Право электроннойар показано и основные базилярной сосочка обозначается пунктирной линией. Arrowhead (А) и (Б) показывает начальное положение пипетки вставку (B) После вскрытия, белый otoconial массы видно, демаркации границы апикальной базилярной сосочка (стрелка). (C, D) Первая инъекция должна обеспечить наметить канала улитки. (D) Последующие инъекции должны быть сделаны только в глубину, чтобы канал улитки и основной сосочек в акустической области ганглия. RDA флуоресценции полезен в повышении восприятие глубины инъекции и каждого отдельного инъекции должны создать флуоресцентный краситель-меченных месте примерно в 200 - 400 мкм в диаметре как показано здесь. Шкала бар = 2 мм.
Фаigure 3. Представитель изображения селективного волокна слухового трассировки в E8 эмбриона. (AC) с низким энергопотреблением и (DG) высокой мощности 25 мкм корональных разделах собраны из того же эмбриона на разных плоскостях. (A) RDA меченых аксонов можно проследить от места инъекции (стрелки ), через черепно-мозговых нервов (стрелка) и каудально по отношению к первичной слуховой ядер мишени (двойные стрелки). (B) иммунного с анти-нейрофиламентов основные антитела все аксональной прогнозы и RDA-прослеживается волокна (A) находятся в слуховой проекции пути. Наложение отдельных (А) и (Б) каналы показали, как цвета сливаются в (С). (DF) Высокая мощность изображений одного и того же эмбриона на более хвостовых позиций демонстрирует (A) с высоким разрешением волокон в нерве точки входа ( стрелкой) и по центральной пути (двойная стрелка). (E) </ STRONG> нейрофиламентов пятно все аксоны позволяет демаркации ПНС-ЦНС, а также предполагаемые слуховые по сравнению с вестибулярным прогнозы. Ар и Vp указать соответствующий слуховой и вестибулярной компонентов периферии точки входа нерва, в то время как Ac и Vc указать соответствующий слуховой и вестибулярной проекции центральное точки входа нерва. Наложение отдельных (D) и (E) каналы показали, как цвета сливаются в (F). (G) Гистологическое исследование акустических ганглий показывает расположение меченых акустических ганглиозных клеток от отслеживания показано в (AF) и периферической проекции ( звездочка) прослеживаются ретроградно к базилярной сосочка. (H) Иллюстрация 700 мкм отслеживания пути ожидается со слуховыми конкретной маркировки VIII в E8. В месте инъекции (красный круг) является хвостовой нервных точки входа и центральной проекции путешествовать ростральной и каудально раз в заднем мозге. Vp = периферических жилетibular, Ap = периферических слуховых, Vc = центральные вестибулярные, Ac = центральные слуховые, AG = акустической ганглий, BP = базилярной сосочка, LM = лагенарной макулы, SVG = превосходной вестибулярного ганглия, IVG = уступают вестибулярного ганглия. Шкала бар = 300 мкм для переменного тока, 100 мкм для DF, 100 мкм, G и 500 мкм в H.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Исследования раннего развития нервной VIII-были ограничены в части из-за трудностей в определении эмбриональных аксонов, вытекающие из нескольких различных ганглиях. Несколько исследований исследовали молекулярные сигналы руководящих слуховой и вестибулярной сенсорных клеток и судьбы ганглиозных клеток на ранних стадиях развития, 5,11,12, но процессы, регулирующие центральной иннервации до сих пор не определена. Доклады акустических прогнозы ганглиозных клеток обычно описывают периферических процессов сенсорного эпителия 13-15, в то время как меньше известно о центральных процессов проектирования до первичных ядер. Исследования централизованного проектирования подразделений VIII во время эмбриогенеза часто электрофизиологические, таких как оптические записи в эмбриональном мозге Чик 16 или кальция изображений в млекопитающих кусочек ткани 17, но не может быть выполнена до завершения нейронных цепей. Использование иммунологических маркеров для маркировкислухового аксонов в нервной куриных VIII в настоящее время не представляется возможным. В то время как различные группы факторов транскрипции были выявлены, которые связаны со слуховыми по сравнению с вестибулярными нейронами 18-23, выражение этих факторов исключается из аксонов. У мышей, были обнаружены различия между ганглиями спирали и вестибулярного ганглиев в экспрессии генов, в том числе перспективных кандидатов, которые могли бы дифференцировать аксон роста среди условий 23. Дальнейшее изучение этих генных продуктов может дать важные инструменты для млекопитающих и птиц исследований. С методами, описанными здесь, слуховых волокон в живых эмбриональных тканей с интактной цепи слуховых могут быть выборочно проследить в их центральной цели.
Куриных эмбрионов является особенно полезной позвоночных система развития биологи и способен преодолеть некоторые ограничения найдены в системах млекопитающих. Регулирование внутренней раннего паттерна уха и морфогенеза вптицы показывает поразительное сходство с млекопитающими 1,12, в то время куриных эмбрионов крупнее и более доступной, чем грызуны эмбрионов на ранних стадиях, когда периферической слуховой системы формируется. Метод, представленный здесь для выборочной трассировки слуховых волокон способствует раннему экспериментов на центральной проекции развивается внутреннее ухо.
Мы разработали этот протокол в целях выявления дифференциально центральной проекции слухового нерва VIII-, но также она может быть изменена, чтобы выборочно маркировать волокна от других сенсорных органов внутреннего уха. В отличие от ранее описанных методов, эта процедура выполняется на живую ткань со всей цепи нетронутыми. Аналогичный метод выполняется был использован для описания сроки VIII слуховой афферентный иннервации во время птичьего эмбриогенеза, однако, вестибулярные волокна были также случайно помечены 3 Здесь мы предлагаем метод четко определить область или.igin и прекращения, а также высокое разрешение одного слоя выберите централизованного проектирования слухового афферентов во время эмбриогенеза позвоночных.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Нет конфликта интересов объявлены.
Acknowledgments
Авторы хотели бы поблагодарить д-р Се Candace для предложений и помощи методов визуализации и д-р Дорис Wu для экспертизы на куриных внутренней анатомии уха во время раннего эмбриогенеза. Эта работа была поддержана NSF IOS-0642346, NIH T32-DC010775, NIH T32-GM008620, NIH R01-DC010796, и DOE GAANN P200A120165.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Polystyrene Weigh Dish | Fisher Scientific | 02-202-101 | |
| Petri Dish, 35 X 10 mm | Fisher Scientific | 50820644 | Use to make silicone dissection dish |
| Sylgard Silicone Elastomer Kit | World Precision Instruments | SYLG184 | Coat Petri to make dissection dish |
| Dissection Pins | Various | Holds embryo in place during dissection | |
| NaCL | Various | part of aCSF recipe | |
| KCl | Various | part of aCSF recipe | |
| KH2PO4 | Various | part of aCSF recipe | |
| NaHCO3 | Various | part of aCSF recipe | |
| Glucose | Various | part of aCSF recipe | |
| CaCl2 | Various | part of aCSF recipe | |
| MgSO4 | Various | part of aCSF recipe | |
| Container for aCSF. Suggest translucent wide-mouth Nalgene jar, 500 ml (16 oz) with lid. | CPLabSafety | QP-PLC-03717 | Drill hole opening in top of lid for glass bubling stem to penetrate liquid |
| Empty 5 ml glass vial or comparable transparent vial | American Pharmaceutical Partners, Inc | 6332300105 | Use during aCSF incubation to keep samples separate from each other and from the bubbling stream |
| Tank of carbogen (95%O2 / 5%CO2) connected by tubing to bubbler | Various | Attach by tubing to glass stem bubbler for infusion into aCSF | |
| Glass stem bubbler | Various | To infuse carbogen into aCSF | |
| Curved-tip forceps | World Precision Instruments | 501008 | To remove embryo head from egg |
| Two fine-tip forceps | World Precision Instruments | 501985 | For micro-dissection |
| 50 ml Beaker | various | ||
| Rhodamine Dextran Amine (RDA) | Invitrogen | various | Fluorescent axon tracer |
| Triton X-100 | ICN Biomedicals | ||
| Phosphate Buffered Saline, (1X PBS) | Various | Standard lab reagent | |
| Thin Wall Glass Capillaries, 1.2 OD, .9 ID 4" (100 mm) length | World Precision Instruments | TW120F-4 | Load with RDA. Each capillary makes two glass micropipettes |
| Needle / Pipette puller | David Kopf Instruments | Model 720 | Settings used: Heat 16.4, Solenoid 2.2 |
| Picospritzer | Parker Instrumentation | various | Attach by fine tubing to glass micropipette |
| Micromanipulator | Narishige | various | |
| Dissection microscope with fluorescence | Various | ||
| 4% Paraformaldehyde | Various | Standard lab reagent | |
| anti-Neurofilament antibody, optional | Millipore | AB1991 | Follow histological protocol recommended by manufacturer |
| Cryostat and associated materials for sectioning | Leica | various | |
| Epifluorescent microscope for imaging | Zeiss, various |
References
- Groves, A. K., Fekete, D. M. Shaping sound in space: the regulation of inner ear patterning. Development. 139, 245-257 (2012).
- Pflieger, J. F., Cabana, T. The vestibular primary afferents and the vestibulospinal projections in the developing and adult opossum, Monodelphis domestica. Anatomy and Embryology. 194, 75-88 (1996).
- Molea, D., Rubel, E. W. Timing and topography of nucleus magnocellularis innervation by the cochlear ganglion. The Journal of Comparative Neurology. 466, 577-591 (2003).
- Bissonnette, J. P., Fekete, D. M. Standard atlas of the gross anatomy of the developing inner ear of the chicken. The Journal of Comparative Neurology. 368, 620-630 (1996).
- Brigande, J. V., Kiernan, A. E., Gao, X., Iten, L. E., Fekete, D. M. Molecular genetics of pattern formation in the inner ear: do compartment boundaries play a role. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 97, 11700-11706 (1073).
- Bellairs, R., Osmond, M. The atlas of chick development. , 2nd Edn, Elsevier. (2005).
- Manley, G. A., Haeseler, C., Brix, J. Innervation patterns and spontaneous activity of afferent fibres to the lagenar macula and apical basilar papilla of the chick's cochlea. Hearing Research. 56, 211-226 (1991).
- Code, R. A. Efferent neurons to the macular lagena in the embryonic chick. Hearing Research. 82, 26-30 (1995).
- Maklad, A., Fritzsch, B. Development of vestibular afferent projections into the hindbrain and their central targets. Brain Research Bulletin. 60, 497-510 (2003).
- Rubel, E. W., Fritzsch, B. Auditory system development: primary auditory neurons and their targets. Annual Review of Neuroscience. 25, 51-101 (2002).
- Satoh, T., Fekete, D. M. Lineage analysis of inner ear cells using genomic tags for clonal identification. Methods Mol. Biol. 493, 47-63 (2009).
- Bok, J., Chang, W., Wu, D. K. Patterning and morphogenesis of the vertebrate inner ear. The International Journal of Developmental Biology. 51, 521-533 (2007).
- Appler, J. M., Goodrich, L. V. Connecting the ear to the brain: Molecular mechanisms of auditory circuit assembly. Progress in Neurobiology. 93, 488-508 (2011).
- Bulankina, A. V., Moser, T. Neural circuit development in the mammalian cochlea. Physiology (Bethesda). 27, 100-112 (2012).
- Fekete, D. M., Campero, A. M. Axon guidance in the inner ear. The International Journal of Developmental Biology. 51, 549-556 (2007).
- Momose-Sato, Y., Glover, J. C., Sato, K. Development of functional synaptic connections in the auditory system visualized with optical recording: afferent-evoked activity is present from early stages. Journal of Neurophysiology. 96, 1949-1962 (2006).
- Marrs, G. S., Spirou, G. A. Embryonic assembly of auditory circuits: spiral ganglion and brainstem. The Journal of Physiology. 590, 2391-2408 (2012).
- Milo, M., et al. Genomic analysis of the function of the transcription factor gata3 during development of the mammalian inner ear. PloS One. 4, e7144 (2009).
- Fritzsch, B., Eberl, D. F., Beisel, K. W. The role of bHLH genes in ear development and evolution: revisiting a 10-year-old hypothesis. Cellular and Molecular Life Sciences : CMLS. 67, 3089-3099 (2010).
- Jahan, I., Kersigo, J., Pan, N., Fritzsch, B. Neurod1 regulates survival and formation of connections in mouse ear and brain. Cell and Tissue Research. 341, 95-110 (2010).
- Huang, E. J., et al. Brn3a is a transcriptional regulator of soma size, target field innervation and axon pathfinding of inner ear sensory neurons. Development. 128, 2421-2432 (2001).
- Jones, J. M., Warchol, M. E. Expression of the Gata3 transcription factor in the acoustic ganglion of the developing avian inner ear. The Journal of Comparative Neurology. 516, 507-518 (2009).
- Lu, C. C., Appler, J. M., Houseman, E. A., Goodrich, L. V. Developmental profiling of spiral ganglion neurons reveals insights into auditory circuit assembly. The Journal of Neuroscience: The Official Journal of the Society for Neuroscience. 31, 10903-10918 (2011).
