Summary
Este artigo vídeo ilustra os set-up, os procedimentos para consertar os corpos celulares e como implementar as gravações braçadeira dinâmicas a partir de células ganglionares em todo o monte do mouse retina. Esta técnica permite a investigação da contribuição precisa de inputs sinápticos excitatórios e inibitórios, e sua magnitude relativa e tempo para spiking neuronal.
Abstract
As células são os neurónios do gânglio da retina de saída e da sua actividade reflecte a integração de múltiplas entradas sinápticas neuronais decorrentes de circuitos específicos. Técnicas de patch clamp, na braçadeira de tensão e configurações de fixação atuais, são comumente usados para estudar as propriedades fisiológicas dos neurônios e caracterizar suas entradas sinápticas. Embora a aplicação destas técnicas é altamente informativos, que representam várias limitações. Por exemplo, é difícil de quantificar a forma como as interacções precisas das entradas excitatórios e inibitórios determinar saída de resposta. Para resolver esse problema, usamos uma técnica de modificação actual braçadeira, braçadeira de dinâmica, também chamada de condutância braçadeira 1, 2, 3 e examinou o impacto dos insumos sinápticos excitatórios e inibitórios na excitabilidade neuronal. Esta técnica requer a injecção de corrente para dentro da célula e é dependente da realimentação em tempo real o seu potencial de membrana em que o tempo. O INJECTEd atual é calculado a partir predeterminados condutâncias sinápticos excitatórios e inibitórios, suas potencialidades e potencial reversão instantânea membrana da célula. Os detalhes sobre os procedimentos experimentais, as células de fixação adesivo para conseguir uma configuração de célula inteira e emprego da técnica de fixação dinâmico são ilustradas neste artigo de vídeo. Aqui, mostramos as respostas das células ganglionares da retina de rato a várias formas de onda de condutância obtidos a partir de experiências de controlo em condições fisiológicas, ou na presença de fármacos. Além disso, mostram o uso de condutâncias excitatórios e inibitórios artificiais gerados usando funções alfa para investigar as respostas das células.
Introduction
A retina é um tecido neural quase transparente que reveste a parte de trás do olho. Muitos estudos utilizam a retina como modelo para investigar os primeiros passos de processamento visual e os mecanismos de sinalização sinápticos. Uma vez que a rede de retina na preparação de toda a montagem permanece intacta após a dissecação,, representa um sistema ideal para estudar interacções sinápticas como as suas respostas fisiológicas são muito semelhantes à condições in vivo. Assim, usando uma retina isolado as propriedades de seus neurônios pode ser estudado usando técnicas de patch clamp (por comentários sobre a técnica, ver 6,9,13). Identificação da contribuição exacta dos circuitos e de neurotransmissores na resposta a células ganglionares específicos, no entanto, é geralmente dificultado actuar como agentes farmacológicos em vários sites.
Respostas fisiológicas de neurônios da retina à luz, a estímulos naturais, podem ser gravados com pipetas de vidro preenchidos com fluido intracelular. Usando cl remendotécnicas ampères, respostas neuronais à estimulação de luz pode ser registrado como flutuações potenciais de membrana (pinça de corrente) ou como correntes (braçadeira de tensão). Ao manter o potencial de membrana a voltagens diferentes e execução de uma análise de condutância a posteriori, é possível isolar entradas sinápticos excitatórios e inibitórios 5,12. Este tipo de experiências pode ser levada a cabo em meio de banho normal e na presença de diferentes agentes farmacológicos para isolar a contribuição de diferentes neurotransmissores e receptores para respostas neuronais. A riqueza de estudos de muitos laboratórios caracteriza a dependência da cravação de saída e entradas excitatórios e inibitórios em propriedades de estímulo, como o tamanho, o contraste, frequências espaciais e temporais, direção, orientação e outras variáveis de estímulo. Embora essas abordagens experimentais fornecem informações sobre a relação entre a saída de pico e entradas sinápticas em função das propriedades de estímulo,interpretação da contribuição de tipos específicos de células e suas entradas sinápticas a excitabilidade das células não é simples. Isto é devido ao facto de as entradas geralmente estimulantes e inibidores variar com as propriedades de estímulo e, assim, não é possível avaliar com precisão o impacto que as alterações em qualquer destas entradas tem sobre spiking neuronal.
Uma abordagem alternativa para contornar essas limitações é realizar gravações braçadeira dinâmicos, que permitem uma avaliação crítica da contribuição de entradas sinápticas individuais para cravação de saída. A técnica de fixação dinâmica permite que a injecção directa de corrente para dentro da célula e a quantidade de corrente injectada num dado tempo depende do potencial da membrana registado naquele momento 1,2,3 (para revisão, ver 7,14). É uma pinça de corrente modificado set-up onde um tempo real, a interacção entre o retorno rápido de células sob o equipamento de gravação e que compreende hardware especializado, softwaree um computador é alcançado. A quantidade de corrente injectada para dentro da célula é calculado de acordo. Assim, a vantagem deste método é que a célula pode ser estimulada com diferentes combinações de formas de onda de condutância, e da sua resposta vai imitar a activação dos receptores que medeiam as entradas sinápticas. Por exemplo, a comparação da resposta à injecção de condutâncias excitatórios e inibitórios para um pequeno ponto com a resposta à injecção de condutância excitatória para uma pequena mancha apenas fornece informação sobre os efeitos da inibição da resposta celular. Da mesma forma, outras combinações de condutâncias fisiologicamente gravados podem ser co-injetado para revelar como as mudanças nas condutâncias excitatórios e / ou inibitórios estímulo-dependente afeta a saída de pico.
No nosso estudo, a técnica de fixação dinâmico é usado para demonstrar o impacto da amplitude relativa e de sincronização de entradas sinápticas nas propriedades de queima de células ganglionares da retina. Vários condutânciasobtidas a partir de experiências de controlo, em condições fisiológicas, ou na presença de agentes farmacológicos foram utilizados como entradas. Além disso, as condutâncias artificiais baseados em funções alfa também foram utilizados para investigar a forma como entradas sinápticas são integrados pelos neurónios. Assim, esta é uma técnica versátil, que permite que os vários tipos de condutância gerado ou fisiologicamente ou farmacologicamente computacionalmente para ser injectado na mesma célula ganglionar, para comparação de respostas a estas entradas podem ser feitas.
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Protocol
1. Geral Configuração e Preparação Tissue
- Mantenha o mouse na escuridão por 30 min (visam reduzir o seu nível de stress). Enquanto espera, se preparar uma solução de L extracelular. Primeiro dissolver 1,9 g de bicarbonato de sódio em meio litro de água Milli-Q. O seu pH é mantido a 7,4 por borbulhamento com 95% de O2 e 5% de CO 2. Cinco minutos mais tarde, dissolver 8,8 g de Ames Médio em 100 ml de água Milli-Q, adicionar à solução de bicarbonato de sódio, superior até 1 I com água Milli-Q e misturar bem. Manter esta solução carboxygenated para o resto da experiência.
- Tome 250 ml da carboxygenated Ames Médio e configurar o sistema de reperfusão líquido no eletrofisiológico set-up. Manter a solução carboxygenated.
- Uniformemente esfregaço de uma fina camada de gordura de vácuo na parte inferior da câmara de perfusão. Selá-lo com uma lamínula e verifique se ele é hermético. Pegue uma pequena quantidade de graxa (~ 2 mm de diâmetro) e coloque-o na parte superior eextremidades inferiores da câmara. Estas bolas realizará a grade (armação de platina amarrados com fio dental) no lugar e impedi-lo pressionando muito difícil na retina. Fixe a câmara para a plataforma e alinhar as duas aberturas.
- O animal é primeiro anestesiados com isoflurano durante 2 min, e depois sacrificados por deslocamento cervical. Remover rapidamente os olhos com um par de pequenas tesouras (lâminas curvas), lave com líquido extracelular carboxygenated em um pequeno recipiente e coloque em um prato de Petri cheia de líquido extracelular carboxygenated.
- Sob um microscópio de dissecação, fazer um furo de inserção na córnea (~ 2 mm a partir da borda) utilizando uma agulha de calibre 19. Repetir para o outro olho. Este importante passo deve ser rápido para permitir a oxigenação da retina tanto. Remover uma córnea com um pequeno par de tesouras iris cortando paralelamente à sua borda. Em seguida, remova a íris e lente com um par de pinças finas. Repetir para o outro olho. Transferir um copo de olho em um copo contendocarboxygenated solução extracelular.
- Com uma lâmina de bisturi, cortar um copo ocular para metade, para poder nivelar o conjunto de montagem e para obter duas montagens por inteiro retina. Separe cuidadosamente a retina do epitélio pigmentar, utilizando uma sonda de dissecação sem corte ou puxando-a suavemente. Uma vez separado, a retina é bastante transparente. Observe a superfície convexa é o lado do fotorreceptores. A superfície côncava é de células do gânglio lateral e pode colar-se a si mesmo devido à presença de humor vítreo pegajoso.
- Com um par de uma pinça fina, segure a borda do tecido isolada perto da retina a ora serrata e agarrar ora serrata com outro par de uma pinça fina, puxe-o para o centro da retina. Este é um processo delicado e pode demorar algumas tentativas. Se for bem sucedido, ora serrata, corpo ciliar e humor vítreo são removidas por este processo, e a curvatura da retina é reduzida (isto é, mais planas).
- Apare as bordas e, em seguida, transferi-lo para o percâmara de fusão com as células ganglionares para cima. Segurar o tecido no seu lugar por colocação da grelha para as esferas de gordura. Colocar o tecido restante com a outra taça dos olhos para uso posterior. Procedimentos semelhantes para dissecção da retina são descritos em Middleton e Protti 16 e Pottek et al. 17.
- Monte a câmara de gravação sob um microscópio vertical. Configurar imediatamente a perfusão contínua da retina com uma solução extracelular carboxygenated (35,5 ° C) a uma taxa de 3-5 ml / min. Certifique-se o eletrodo de aterramento está no lugar.
- Ligado ao microscópio é uma câmara digital, permitindo a visualização do tecido. O conjunto se senta por cima de uma mesa de ar (absorção de choque) e dentro de uma gaiola Faraday (blocos de campos elétricos estáticos e não-estáticos externos).
- Ligue a fonte de luz (infravermelha,> 850 nm) e com uma objectiva de 40x, trazer o seu foco para os corpos celulares de células ganglionares. Encontre a área central do conjunto de montagem para recording.
- Descongelar um frasco congelado de K + solução baseada intracelular (300 ul, pH = 7,4) contendo (em mM) de K-gluconato: 140, HEPES ácido: 10, MgCl 2: 4,6, ATP-Na +: 4, GTP-Na + : 0,4 e EGTA: 10. Todos os reagentes adquiridos da Sigma-Aldrich.
2. Corpos celulares patching de células ganglionares da retina
- Primeiro fogo polir as extremidades dos tubos de vidro de borosilicato capilar, em seguida, retirá-los com um puxador de microeletrodos de vidro com duas etapas de aquecimento (resistência: 5-8 mohms).
- Adiciona-se 3 ul de Amarelo Lúcifer (concentração final de 0,2%) para a solução intracelular, misturar bem e centrifugar. Ainda, a transferência da parte superior de 85% da solução numa seringa de 1 ml, ligá-lo a uma unidade mM ilter f 0,22, em seguida, para uma agulha hipodérmica L reutilizável 30. Leve à geladeira.
- Fixe a pipeta de vidro, de tamanho semelhante ponta como aqueles usados para as gravações, no seu suporte e movê-lo ao microscópio utilizando um micromanipulator. Abaixo de uma objectiva de 40x, diminuir lentamente a pipeta até que ela faça uma covinha na superfície da membrana limitante interna. Avançar cuidadosamente a pipeta para a frente até que ele apanha uma pequena quantidade de tecido, e em seguida movê-lo para cima e / ou lateralmente para rasgar de um pequeno orifício para expor os corpos celulares das células ganglionares. Quanto menor o furo, maior o grau de integridade da rede da retina é mantida. Se desejado, sulforrodamina 101 (SR101, 0,5-1 uM) podem ser adicionados ao meio extracelular para rotular os neurónios danificados por meio de microscopia de fluorescência 15.
- Encha uma pipeta limpa com 8-10 ml de solução intracelular. Inseri-lo no suporte ligado ao palco cabeça do amplificador e certifique-se o eletrodo de cloreto de prata clorada está submerso. Descartar se a sujeira e / ou bolhas de ar é / está presente.
- Ligue todos os equipamentos. Usamos um EPC 8 remendo amplificador braçadeira controlado por PatchMaster para conseguir gravações de célula inteira em con braçadeira de tensãofiguração. Note-se que outros amplificadores que permitem gravações de aperto actuais no modo rápido também podem ser usados. Aplicar e manter uma pressão positiva na solução da pipeta. Seleccionar uma célula com um corpo da célula grande, então o mais provável é uma célula de um gânglio da célula em vez de amacrina deslocada ou uma célula da glia. Lentamente, abaixe a ponta da pipeta de modo a fazer-se uma pequena ondulação na superfície da membrana, parar e libertar a pressão. Reduzir imediatamente o potencial de realização de - 60 mV. Uma vez que um gigaseal (GÊ) é atingido entre eles, sugar delicadamente para romper a membrana para obter uma configuração de fixação de membranas de células inteiras. Este procedimento é um passo delicado, se demasiada pressão negativa é aplicada, em seguida, a ligação torna-se frágil, se for demasiado pequeno, a membrana continua intacta.
- Ao longo do tempo, Lucifer Yellow vai encher a célula, permitindo a visualização da morfologia das células. Se estável, este set-up deve durar 30 minutos ou mais.
3. Gravações das células ganglionares Usando Dynamic braçadeira
- Em primeiro lugar, a um teste de corrente e tensão (a partir de - 75 a + 35 mV cada 10 mV) é executado utilizando PatchMaster. Proceder a exames posteriores somente se uma grande corrente de Na + (> 1 nA) está presente. Observe que, em uma rara ocasião em que uma célula amacrine deslocados é remendado, nesse caso, não vai responder com trens de potenciais de ação para injeções atuais subseqüentes.
- Abra o LabVIEW e executar o programa personalizado Neuroakuma escrito, em seguida, coloque a condutância várias formas de onda. Definir o número de repetição a 8 (6-8 para fins estatísticos). Definir potencial de reversão de condutâncias excitatórios e inibitórios em 0 e - 75 mV, respectivamente. Selecione um par correspondente de condutâncias excitatórios e inibitórios para o teste. Traço condutância excitatório (em verde) e trace condutância inibitória (em vermelho) aparecerá na parte inferior do painel.
- Volte para PatchMaster, selecione o modo de fixação atual e mudar imediatamente o amplificador para o modo pinça de corrente 'CC + Comm FAST'. Este modo permite a accurately acompanhar as rápidas mudanças no potencial da membrana. Se uma boa vedação entre a membrana ea pipeta é mantida, pouco / não é necessária uma compensação, caso contrário, a gravação não vai durar muito. Em Neuroakuma, pressione o botão "record". A resposta celular (geralmente com uma explosão fásica de potenciais de acção, a Figura 1A) aparece no painel superior. Injectar corrente para dentro da célula com baixa escala de condutâncias em primeiro lugar, se pouca / nenhuma resposta é observada, aumentar em pequenos incrementos até que se produza uma resposta forte. Injecção de excesso de corrente pode matar a célula. Uma vez que os testes forem concluídos, selecione um novo par de condutância formas de onda, repita o procedimento acima para todos os pares de condutâncias fisiológicas e artificial. As correntes fisiológicas (I) injectados em tempo real são baseadas em:
I (t) = L exc (t) x (V m (t) - V iva) + L inh (t) x (V m (t) - V INH)
Condutância (G IN NS) poderia ser synaptic ou artificial. Excitatórios e inibitórios condutância sináptica formas de onda foram coletados a partir de experiências anteriores realizadas por Protti, Di Marco, Huang, Vonhoff, Nguyen e Salomão (resultados não publicados), em resposta a diferentes estímulos visuais em condições de controle e na presença de tetrodotoxina (TTX, um M) . Condutância onda artificial foram modelados usando uma função alfa. V m (em mV) é o potencial da membrana registado. Exc G e L inh representar condutâncias excitatórios e inibitórios, respectivamente, enquanto exc V e V inh representam os potenciais de inversão de condutâncias excitatórios e inibitórios, respectivamente. Horário t em ms. Taxa de amostragem é de 40 kHz.
I I 0 = s (t / α) e-aT
A equação acima é uma função alfa (I 0 = corrente máxima, 1 / α = tempo de pico (seg -1) de corrente). O tempo de subida e tempo de decaimento do sinápticaatual é ditada por α 4. A condutância permaneceu inalterada, enquanto excitatório a latência da condutância inibitória foi modificado, reduzindo o seu atraso em relação ao início da excitação (Figura 2D).
- Após a gravação, retirar cuidadosamente a pipeta de modo que o corpo da célula permanece intacta. Imediatamente fixar o tecido em paraformaldeído a 4% durante 30 minutos, seguido por três lavagens de 10 min com 0,1 M de tampão de fosfato. Refrigerar e realizar a coloração de anticorpos no dia seguinte, ou no prazo de uma semana.
4. Coloração de anticorpos contra Lúcifer amarelo enchido células ganglionares da retina
- Coloração de anticorpos contra células ganglionares Lucifer Yellow cheias à temperatura ambiente (o anticorpo primário anti-IgG de coelho Amarelo Lúcifer (= diluição de 1:10.000) durante cinco dias, no sexto dia, a coloração durante a noite com secundário de cabra anti-IgG de coelho (diluição 1:500 = )). Molhe montar a retina em fluorescentes mídia Preservando. Cubra escorregar e selar com prego polish.
- Tome imagens confocais da morfologia celular utilizando um Spec II microscópio confocal Leica (Figura 1B). A presença de um axónio permite a confirmação das células ganglionares.
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Representative Results
A contribuição das diferentes fontes de entradas inibitórias para as respostas das células ganglionares é demonstrado através da aplicação de vários condutância formas de onda. Estas formas de onda foram obtidos com estímulos de luminância diferente, em condições normais e na presença de TTX, um bloqueador por voltagem canal de Na + que bloqueia acção potencial de geração de apenas um subconjunto dos interneurónios inibitórios da retina. Figura 2A mostra uma resposta representativa para injecção de excitatórios e inibitórios condutância onda gravado em resposta à estimulação com uma pequena mancha negra sobre um fundo cinzento em condições normais. Quando as curvas de condutância obtido com uma mancha negra de tamanho diferente, na presença de TTX foram injectadas na mesma célula, foi observada apenas uma resposta fraca (Figura 2B).
A Figura 2C ilustra as respostas das células ganglionares para outra injecção de vários pares decondutância formas de onda em que a relação entre o controlo de condutância de excitação e de inibição foi manipulada (G exc: rácios L inh: 01:00 - 01:02). É claro que a resposta da célula diminuiu à medida que o nível de inibição foi aumentada. Portanto, a manipulação do equilíbrio entre a excitação e a inibição permite a quantificação do seu impacto sobre a produção neuronal.
Também testámos o efeito de alterar a temporização relativa entre a excitação e a inibição das respostas neuronais. Tal como ilustrado na figura 2D, as respostas de células ganglionares diferente foram reduzidos como a latência da condutância inibidora foi reduzida, demonstrando que a força da resposta depende da periodicidade das suas entradas sinápticas.
Figura 1. (A) Experimental set-up de forma esquemática. Uma câmera digital é usado para visualizar os corpos celulares das células ganglionares, a fim de corrigir prenda-os (monitor esquerda). As respostas de cada célula para várias injecções correntes foram registadas primeiro, amplificado e depois exibida no monitor direita. Note-se que um ciclo de realimentação também é estabelecida entre o computador e a célula de tal modo que o potencial de membrana (V) da célula de uma dada ocorrência é usado para calcular a corrente (I), a ser injectada. (B) A morfologia de células ganglionares visualizados sob uma Leica Spec II microscópio confocal após a gravação e a coloração imunocitoquímica. Imagem final foi produzido usando ImageJ após o desmoronamento de uma pilha de imagens. Clique aqui para ver a figura maior .
Figura 2. As respostas de células ganglionares da injecção de vestígios excitatórios (verdes) e inibidoras (traços vermelhos) condutância formas de onda obtidas a partir de experiências efectuadas em condições de controlo (A) e após a aplicação do banho de tetrodotoxina (TTX, B). (C) Respostas de outra célula ganglionar para vários pares de formas de onda. Condutância As proporções entre condutância excitatório (L iva) e condutância inibitória (L inh) foram alteradas 01:00 - 01:02. À medida que o grau de inibição aumentou, a resposta da célula foi diminuída. (D) As respostas de células ganglionares para o mesmo nível de excitação em que o início da inibição foi variada. Dt representa a diferença de tempo entre o início da condutância excitatórios e inibitórios. À medida que o atraso de inibição foi reduzida, a resposta de tele célula tornou-se mais fraca. Clique aqui para ver a figura maior
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Discussion
Aqui demonstramos a utilização de uma pinça dinâmico para avaliar a influência da proporção e temporização relativa de excitação e de inibição sobre a produção de células ganglionares da retina. Braçadeira dinâmica faz uso de simulações de computador para introduzir condutâncias sinápticas fisiologicamente gravados ou artificial em neurônios vivos. Esta metodologia proporciona uma ferramenta interactiva através da qual pode ser modificado condutâncias e injectado neurónios para se calcular a sua influência sobre as respostas neuronais. Condutância formas de onda podem ser obtidas a partir de experiências nas quais os estímulos visuais são usados para activar os fotorreceptores em condições de controlo e na presença de agentes farmacológicos para isolar a contribuição de células ou circuitos específicos. A injeção de diferentes combinações destes condutância onda revela a sua contribuição para cravação de saída. O uso de gravações de fixação dinâmica também permite a manipulação dos níveis de ruído de fundo, que pode ocorrer em diferentes conditio luz adaptação ns. Além disso, as formas de onda da condutância também pode ser gerado a partir de modelos de entradas sinápticas, tais como funções alfa, e também para as entradas sinápticas com dependência de tensão (isto é, os receptores NMDA), bem como para os canais de iões dependentes da voltagem ou células acopladas electricamente. Assim, as comparações feitas entre várias condições de abrir enormes possibilidades para compreender a contribuição de diferentes mecanismos de sinápticos para respostas neuronais e processamento de sinais em redes neurais. É importante notar que mesmo quando os diferentes tipos de células ganglionares expressar distintamente diferentes tipos e densidades de canais dependentes da voltagem, verificou-se que os resultados da integração das condutâncias sinápticas foram consistentes em todos os tipos de células. Assim, a alteração da relação de temporização e de condutâncias excitatórios e inibitórios foram reflectido de forma semelhante nas respostas de frequência de pico, embora os intervalos inter-pico e as propriedades de adaptação variou consoante o tipo de célula (dados não mostrados).
ove_content "> Embora braçadeira dinâmico oferece muitas vantagens, há algumas limitações inerentes à técnica (para revisão, ver 7). Uma das mais importantes é que a injecção de condutância no soma não pode representar exactamente entradas sinápticas mediadas por receptores e canais que estão especificamente distribuídas ao longo da membrana de processos dendríticos, e quaisquer interacções não-lineares que podem ocorrer nos dendritos. Assim, condutâncias distais ao local de injecção pode ser simulada apenas aproximadamente. Embora braçadeira dinâmico foi aplicado com sucesso em células piramidais dendritos fazendo todo o quádruplo gravações de células 8, a complexidade dos processos dendríticos morfológica de células ganglionares se opõe a uma simulação realista da distribuição espacial das sinapses fazendo gravações dendríticas. A abordagem aqui apresentada utiliza condutância onda computada somáticas experiências de tensão de fixação que também dependem de um eléctrodo de fonte pontual e assume interações lineares entre excitinputs Atory e inibitórios, de um pressuposto amplamente aceito na comunidade. Assim, esses estudos fornecem informações importantes sobre os efeitos das mudanças nas condutâncias sinápticas sobre a integração neuronal ao nível da soma e do axônio outeiro.Nossas experiências não replicar respostas fisiológicas que também recrutar condutâncias voltagem-dependentes em dendritos das células ganglionares. Isto, no entanto, poderia também ser conseguida por modificação de equações do modelo de modo que a corrente injectada incluem condutâncias dendríticas e os efeitos a cabo com base num modelo de compartimentos múltiplos (tal como descrito no ponto 7).
Outra limitação é que as alterações dependentes de atividade que modificam a resposta neuronal, isto é, alterações no cálcio intracelular ou mensageiros secundários provocados pela activação de canais de membrana ou receptores não são reproduzidos nestes gravações braçadeira dinâmicas. Embora o nosso modelo não lidar com esse nível de complexidade que pode ser sESPECÍFICAS para alguns tipos de células, as simulações envolvendo um pool de cálcio e influxo de cálcio para este conjunto em tempo real com base nas flutuações de voltagem do neurônio gravado foram implementadas com sucesso 10.
Mesmo que uma taxa de amostragem de 10 kHz seria seguir com precisão a evolução no tempo do potencial de acção, as nossas gravações em vez disso utilizada uma taxa de amostragem de 40 kHz. Esta taxa de amostragem mais elevada é necessária para manter a estabilidade do sistema e para permitir a gravação realistas e altamente precisos (para revisão, ver 11).
A abordagem experimental aqui descrito não necessita manter a retina de adaptação ao escuro. A condutância de onda obtidas a partir de retina de adaptação ao escuro, em condições fisiológicas, foram usadas para calcular a corrente a ser injectada para dentro da célula, desta forma a corrente injectada mimetizado estimulação fisiológica com a luz. No entanto, ainda seria possível manter o tecido de adaptação ao escuro e, assim, ser capaz de compare as respostas para aqueles com injecção condutância à estimulação luminosa. Neste caso, as propriedades fisiológicas das células ganglionares (polaridade de resposta, ou seja, ON, OFF ou ON-OFF, sensibilidade freqüência espacial e temporal, a seletividade de direção, etc) podem ser classificados antes da aplicação de várias formas de onda de condutância para avaliar se deve ou não injeção de condutâncias de um tipo particular de célula tem efeitos diferentes, dependendo do tipo de célula que está aplicado.
Em geral, considera-se que fixação dinâmica é uma técnica muito poderosa para ajudar a revelar as interações entre inputs sinápticos excitatórios e inibitórios que geram saída neuronal, para investigar o papel de condutâncias dependentes de voltagem diferentes no disparo neuronal, bem como para testar hipóteses sobre os mecanismos de sinápticos . A aplicação desta técnica na retina é particularmente útil, como as entradas sinápticas em vários tipos de células ganglionares foram completamente caracterizard em função do estímulo fisiológico. Do mesmo modo, esta abordagem pode fornecer informações sobre a função dos circuitos neuronais em outras áreas do sistema nervoso central.
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Disclosures
Todos os procedimentos foram aprovados pela primeira vez pelo Comitê de Ética do Cuidado Animal da Universidade de Sydney, e depois executadas de acordo com as diretrizes do Código brasileiro de Prática para o Cuidado e Uso de Animais para Fins Científicos (National Health and Medical Research Council da Austrália ).
Acknowledgments
Este trabalho é apoiado pelo Conselho Australiano de Pesquisa (ARC DP0988227) eo Biomedical Science Research Initiative Grant da Disciplina de Ciências Biomédicas, da Universidade de Sydney. O Amplificador de patch clamp equipamento EPC 8 foi financiado pelo Fundo de inicialização a partir da Disciplina de Ciências Biomédicas, da Universidade de Sydney. O equipamento Instrutech LIH 8 8 Sistema de Aquisição de Dados foi comprado com os fundos de Rebecca L. Cooper Foundation e do Fundo de inicialização a partir da Disciplina de Ciências Biomédicas, da Universidade de Sydney. Gostaríamos de agradecer aos revisores anônimos por suas sugestões e comentários perspicazes.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Reagent | |||
| Isoflurane Inhalation Anaesthetic | Pharmachem | ||
| Ames Medium with L-Glutamate (Powder) | Sigma-Aldrich | ||
| Potassium Gluconate, Anhydrous | Sigma-Aldrich | ||
| HEPES Sodium salt | Sigma-Aldrich | ||
| Magnesium chloride solution (4.9 mol/l) | Sigma-Aldrich | ||
| Adenosine 5'-triphosphate (ATP) disodium salt hydrate | Sigma-Aldrich | ||
| Guanosine 5'-triphosphate sodium salt hydrate | Sigma-Aldrich | ||
| Ethylene glycol-bis(2-amin–thylether)-N,N,N',N'-tetraacetic acid | Sigma-Aldrich | ||
| Paraformaldehyde Powder, 95% | Sigma-Aldrich | ||
| Anti-Lucifer Yellow, Rabbit IgG Fraction (3 mg/ml) | Invitrogen | ||
| Alexa Fluor 594 Goat Anti-Rabbit IgG (H+L) 2 mg/ml | Invitrogen | ||
| Fluorescent Preserving Media | BioFX Laboratories Inc. | ||
| Equipment | |||
| Capillary Glass Tubing with flame polished ends (OD = 1.50 mm, ID = 0.86 mm, Length = 15 cm) | Warner Instruments | 64-0794 | |
| Single Stage Glass Micr–lectrode Puller | Narishinge Japan | Model PP-830 | |
| Minipuls 2 | Gilson | ||
| Millex-GV 0.22 μm Filter Unit | Millipore Corporation | SLGV004SL | |
| Luer Lock Reusable Hypodermic Needle: 30 G | Smith Nephew (Australia) | ||
| Single Inline Solution Heater | Warner Instruments | Model SH-27B | |
| Dual Automatic Temperature Controller | Warner Instruments | TC-344B | |
| Olympus Stereomicroscope SZ61 | Olympus Corporation | ||
| Olympus Microscope BX50WI: with 40X objective | Olympus Corporation | ||
| 0-30 V 2.5 A DC Power Supply | Dick Smith Electronics | Q1770 | |
| Digital Microscopic Camera ProgResMF cool | Jenoptik | ||
| Micromanipulator MP-225 | Sutter Instrument Company | ||
| Patch Clamp Amplifier EPC 8 | HEKA Elektronik | ||
| InstruTECH LIH 8+8 Data Acquisition System | HEKA Elektronik | ||
| Computer: DELL | Dell Corporation | ||
References
- Robinson, H. P. C., Kawai, N. Injection of digitally synthesized synaptic conductance transients to measure the integrative properties of neurons. Journal of Neuroscience Methods. 49, 157-165 (1993).
- Sharp, A. A., O'Neil, M. B., Abbott, L. F., Marder, E. The dynamic clamp: artificial conductances in biological neurons. Trends in Neuroscience. 16, 389-394 (1993).
- Sharp, A. A., O'Neil, M. B., Abbott, L. F., Marder, E. Dynamic clamp: computer-generated conductances in real neurons. Journal of Neurophysiology. 69, 992-995 (1993).
- Johnson, D., Wu, S. M. -S. Foundations of cellular neurophysiology. , The MIT Press. London. (1995).
- Taylor, W. R., Vaney, D. I. Diverse synaptic mechanisms generate direction selectivity in the rabbit retina. Journal of Neuroscience. 22 (17), 7712-7720 (2002).
- Jurkat-Rott, K., Lehmann-Horn, F. The patch clamp technique in ion channel research. Current Pharmaceutical Biotechnology. 4, 221-238 (2003).
- Prinz, A. A., Abbott, L. F., Marder, E. The dynamic clamp comes of age. Trends in Neuroscience. 27, 218-224 (2004).
- Williams, S. R. Spatial compartmentalization and functional impact of conductance in pyramidal neurons. Nature Neuroscience. 7 (9), 961-967 (2004).
- Perkins, K. L. Cell-attached voltage-clamp and current-clamp recording and stimulation techniques in brain slices. Journal of Neuroscience Methods. 154 (1-2), 1-18 (2006).
- Feng, S. S., Jaeger, D. The role of SK calcium-dependent potassium currents in regulating the activity of deep cerebellar nucleus neurons: a dynamic clamp study. Cerebellum. 7 (4), 542-546 (2008).
- Butera, R., Lin, R. Key factors for improving dynamic clamp performance. In: Dynamic-Clamp From Principles to Applications Series. Dynamic-Clamp From Principles to Applications Series: Springer Series in Computational Neuroscience. Destexhe, A., Bal, T. 1, Springer. (2009).
- Marco, S. D. i, Nguyen, V. A., Bisti, S., Protti, D. A. Permanent functional reorganization of retinal circuits induced by early long-term visual deprivation. The Journal of Neuroscience. 29 (43), 13691-13701 (2009).
- Zhao, Y., Inayat, S., Dikin, D. A., Singer, J. H., Ruoff, R. S., Troy, J. B. Patch clamp technique: review of the current state of the art and potential contributions from nanoengineering. Proceedings of the Institution of Mechanical Engineers, Part N: Journal of Nanoengineering and Nanosystems. 222 (1), 1-11 (2009).
- Lobb, C. J., Paladini, C. A. Application of a NMDA receptor conductance in rat midbrain dopaminergic neurons using the dynamic clamp technique. J. Vis. Exp. (46), e2275 (2010).
- Briggman, K. L., Euler, T. Bulk electroporation and population calcium imaging in the adult mammalian retina. Journal of Neurophysiology. 105 (5), 2601-2609 (2011).
- Middleton, T. P., Protti, D. A. Cannabinoids modulate spontaneous synaptic activity in retinal ganglion cells. Visual Neuroscience. 28 (5), 393-402 (2011).
- Pottek, M., Knop, G. C., Weiler, R., Dedek, K. Electrophysiological characterization of GFP-expressing cell populations in the intact retina. J. Vis. Exp. (57), e3457 (2011).
