Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Medicine

نموذج الفأر الليزر التي يسببها ارتفاع ضغط الدم المزمن المقلة لتوصيف العيوب البصرية

doi: 10.3791/50440 Published: August 14, 2013

Summary

ويتسبب ارتفاع ضغط الدم المزمن العين باستخدام الليزر الضوئي من الشبكة التربيقية في عيون الماوس. هو ارتفاع ضغط العين (IOP) لعدة أشهر بعد العلاج بالليزر. ويتم رصد انخفاض حدة البصر وحساسية النقيض من حيوانات التجارب باستخدام اختبار optomotor.

Abstract

الزرق، ويرتبط في كثير من الأحيان مع ارتفاع ضغط العين (IOP)، هي واحدة من الأسباب الرئيسية للعمى. سعينا إلى إنشاء نموذج الفأر من فرط ضغط العين لتقليد الإنسان التوتر العالي الزرق. هنا يتم تطبيق إضاءة الليزر إلى حوف القرنية إلى photocoagulate تدفق مائي، الأمر الذي أدى إغلاق زاوية. ويتم رصد التغيرات في معهد جامعة هارفارد باستخدام مقياس توتر العين انتعاش قبل وبعد العلاج بالليزر. يتم استخدام اختبار السلوكية optomotor لقياس التغيرات المناظرة في القدرة البصرية. يظهر نتيجة ممثل من الماوس واحد التي وضعت حقت IOP الارتفاع بعد إضاءة الليزر. ويلاحظ وجود انخفاض حدة البصر وحساسية التباين في هذه العين الماوس ارتفاع ضغط الدم. معا، ويدخل دراستنا نظام نموذجا قيما للتحقيق تنكس الخلايا العصبية والآليات الجزيئية الكامنة في الفئران زرقي.

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

الإجراءات

تثار C57BL/6J الفئران (مختبر جاكسون، بار هاربور، ME) في منشأة رعاية الحيوان جامعة نورث وسترن. وتستخدم كل الحيوانات وفقا للبروتوكولات المعتمدة من جامعة نورث وسترن المؤسسي رعاية الحيوان واللجنة الاستخدام ومطابقة للمبادئ التوجيهية بشأن استخدام الحيوانات في البحوث العصبية من المعاهد الوطنية للصحة.

1. الليزر الضوئي

يتم تعديل هذا الإجراء من الليزر الضوئي من البروتوكولات نشرت سابقا 5-7.

  1. تخدير ماوس القديمة 40-60 يوم عن طريق الحقن داخل الصفاق الكيتامين (100 ملغ / كغ، بتلر شين صحة الحيوان، OH) وزيلازين (10 ملغم / كغم، لويد وشركة من ولاية ايوا، شيناندواه، IA).
  2. تمدد التلميذ من العين اليمنى للحيوانات التجارب عن طريق العلاج الموضعي مع واحد أو اثنين من قطرات الأتروبين 1٪ محلول كبريتات (ألكون مختبرات، وشركة، فورت وورث، تكساس).
  3. بعد توسيع حدقة العين، تتسطح علىغرفة nterior لتعزيز الاستقراء ليزر 6. إدراج micropipette الزجاج مع طرف حاد (عالم الآلات الدقيقة شركة، ساراسوتا، فلوريدا) في الفضاء الأمامي تحت المصباح الشقي (SL-3E، توبكون، أوكلاند، NJ) لتجفيف السوائل في الغرفة الأمامية.
  4. كبح الماوس في حامل مخروط من البلاستيك (برينتري الخيال العلمي وشركة، MA) وقيدوا على منصة محلية الصنع (انظر الشكل 1A). عقد الماوس مع كابح ويفضح العين اليمنى من الماوس لمصدر الضوء وراء المصباح الشقي. محاذاة العين اليمنى من الفأرة تخدير تحت المصباح الشقي.
  5. في حين الضغط على كابح الماوس بكلتا يديه، وتطبيق إضاءة الليزر إلى حوف القرنية باستخدام الليزر الأرجون (ألتيما 2000SE ومتماسكة، سانتا كلارا، كاليفورنيا). تسليم حوالي 80-100 اماكن ليزر (514 نانومتر، و 100 ميغاواط، 50 ميللي ثانية النبض، و 200 بقعة ميكرون) عموديا حول محيط الشبكة التربيقية. وC57BL / 6 الفئران ديك قزحية المصطبغة التي هي بمثابة حاجز لأي عالطاقة الضالة otential 7.
  6. غرس موضعي 0.5٪ موكسيفلوكساسين (ألكون مختبرات، وشركة، فورت وورث، تكساس) على سطح العين لتطهير المنطقة المعالجة بالليزر و 0.5٪ بروباراكايين (بوش ولومب، روتشستر، نيويورك) لتخفيف الألم.
  7. الحفاظ على الحيوان على وسادة التدفئة (شعاع الشمس المنتجات المؤتمر الوطني العراقي، بوكا راتون، فلوريدا) لاسترداد لمدة ساعة تقريبا حتى يصبح مستيقظا تماما.
  8. العين اليسرى هو غير المعالجة لتكون بمثابة السيطرة.

2. القياسات IOP

  1. ضع الماوس مستيقظا في أنبوب لتحميل في حامل مخروط من البلاستيك ومن ثم كبح جماح ذلك على منصة (انظر الشكل 2A).
  2. تسمح خمس إلى عشر دقائق للسماح للحصول على تكييفها الماوس إلى موقف حامل. نقترب من مقياس توتر العين انتعاش (TonoLab، المستعمرة التموين الطبي، فرانكونيا، NH) للعين الماوس حتى تلميح التحقيق هو 2-3 ملم بعيدا من سطح القرنية 14.
  3. اضغط على زر القياس لترك ضرب تلميح التحقيق سطح مركزمن القرنية بلطف. يتم الحصول على ثلاث مجموعات متتالية من ستة قياسات IOP من نفس العين وبلغ متوسط ​​كما IOP من العين. يتم قياس العين السيطرة غير المعالجة دائما في المقام الأول للحصول على قراءة خط الأساس للعين المعالجة بأشعة الليزر التي يتم قياسها المقبل.

3. اختبار Optomotor

ويتم اختبار حدة البصر وحساسية النقيض 14،15. يتم فحص عيون اثنين من الفئران على حدة عن طريق عكس اتجاه الانجراف صريف، أي يتم استخدام صريف الانجراف في اتجاه عقارب الساعة لتحديد وظيفة البصرية من العين اليسرى وصريف الانجراف عكس اتجاه عقارب الساعة لعينه اليمنى 16. كل اختبار يستغرق حوالي 15 دقيقة، ويتكرر من قبل اثنين من المراقبين بشكل مستقل.

  1. ضع الماوس والسماح الماوس على التحرك بحرية على منصة مرتفعة تحيط بها أربع شاشات الكمبيوتر (الشكل 3A-B).
  2. إعداد مراقبين حتى يتمكنوا العرض أفقيا الانجراف الجيبيةحواجز شبكية ومحفزات بصرية مع الإنارة متوسط ​​39 شمعة / م 2. يجب الاتجاه تتحرك من صريف بالتناوب على التوالي بين اتجاه عقارب الساعة وعكس.
  3. تحليل حركات الحيوان. وتعتبر حركات الحيوان في الحفل مع حواجز شبكية الانجراف "ايجابية" خلال 15 ثانية بعد التحفيز البصري على وثم تزداد تدريجيا. يتم تعريف أعلى استجابة انتزاع التحفيز البصرية وحدة البصر الحيوان 17.
  4. دراسة حساسية التباين في ثلاثة ترددات محددة مسبقا المكانية: 0.075، 0.16، و 0.3 دورة في درجة (CPD). يتم تعريف عتبة النقيض لكل عين وأقل النقيض الذي يتسبب الاستجابات البصرية في وتيرة ما قبل الثابتة. حساسية النقيض هو متبادلة من عتبة 17.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

كما هو موضح في الإجراءات، ويهدف إضاءة الليزر في الشبكة التربيقية في المنطقة الحوفي إلى photocoagulate تدفق مائي، الأمر الذي أدى إغلاق زاوية (الشكل 1). عيون معظم lasered عرضت قوع أضرار مادية كبيرة، مفرزة الصباغ أو عدوى، بما يتفق مع النتائج السابقة 6. عندما قامت مجموعة صغيرة من الفئران (أقل من 5٪ من جميع الحيوانات lasered) أظهرت علامات جسدية من أضرار جسيمة مثل كرات مفرغة من الهواء العين، وإعتام عدسة العين، انفصال الصباغ كبيرة الشديدة، أو نزيف، ونحن الموت الرحيم على الفور. وضعت حوالي 30٪ من عيون lasered ندبات القرنية طفيفة، ومعظمهم من تعافى في غضون 1-2 أسابيع بعد العلاج بالليزر.

وجدنا مرتفعة IOP تقريبا في كل عيون المعالجة بالليزر من أكثر من مائة الفئران. يتم رصد IOP من حيوانات التجارب باستخدام مقياس توتر العين انتعاش (الشكل 2). ويبين الشكل 2B مثال واحد من التغييرات من أناOP قبل وبعد العلاج بالليزر. قبل العلاج بالليزر، وأظهرت خطوط الأساس IOP اثنين من أعين الماوس لا فرق: 15.7 ملم زئبقي (يمين) مقابل 14.7 ملم زئبقي (يسار، اليوم 0، الشكل 2B). سبعة أيام بعد العلاج بالليزر، وIOP من المعالجة العين (يمين) زيادة ما يقرب من 2 أضعاف لتصل إلى 30.7 ملم زئبقي، بالمقارنة مع العين غير المعالجة (15.7 ملم زئبقي). وIOP من العين المعالجة بالليزر ظلت مرتفعة عند 26-28 ملم زئبقي لمدة 4 أشهر: في 4 أشهر بعد العلاج، كان متوسط ​​IOP من العين يعامل 26 ملم زئبقي، أعلى بكثير من العين اليسرى غير المعالجة (16.3 ملم زئبقي). وفي وقت لاحق، ومعهد جامعة هارفارد للعين المعالجة انخفضت ببطء وبلغت 18.7 ملم زئبقي في 6 أشهر (24 أسبوعا) بعد العلاج (العين دون علاج: 15.3 ملم زئبقي). إظهار البيانات المتوفرة لدينا أن الارتفاع المطرد IOP يتحقق لأكثر من 4 أشهر.

أكدنا القادم فقدان البصر باستخدام اختبار optomotor (الشكل 3). التدابير اختبار optomotor جوانب الرؤية المكانية عبر انعكاسية رئيس-TRacking الحركات. الشكل 3C يظهر انخفاض حدة البصر من الحيوان درست في الشكل 2B. قبل العلاج بالليزر، أظهرت كلتا العينين حدة العادي (من الزمن: 0.375 ثيقة البرنامج القطري؛ اليمين: 0.397 ثيقة البرنامج القطري؛ الشكل 3C). في اثنين من أشهر بعد العلاج بالليزر، انخفض حدة من العين اليمنى (مرتفعة IOP) بشكل كبير مقارنة مع العين سيطرة اليسار (يسار: 0.45 ثيقة البرنامج القطري؛ اليمين: 0.228 ثيقة البرنامج القطري؛ الشكل 3C). ظلت حدة من العين مع ارتفاع IOP منخفضة في 5-6 أشهر بعد العلاج بالليزر (من الزمن: 0.378 ثيقة البرنامج القطري؛ اليمين:. 0 258 وثيقة البرنامج القطري؛ الشكل 3C). وبالمثل، لوحظ وجود حساسية النقيض السفلي من العين اليمنى مع ارتفاع IOP (الشكل 3D). في اثنين من أشهر بعد العلاج بالليزر، غادر حساسية النقيض من السيطرة كان العين 6.13، في حين أن العين اليمنى 1.91 في 0.075 وثيقة البرنامج القطري. كانت حساسية النقيض من العين اليسرى السيطرة و5.53 2.67 0.16 و 0.3 في وثيقة البرنامج القطري، في حين أن العين اليمنى 4.28 و 1.45، على التوالي (الشكل 3D).

الشكل 1
الشكل 1. الضوئي ليزر من تدفق الخلط المائي في عيون الماوس. (A) معرض ألف من المصباح الشقي للعلاج بالليزر. المشغل يحمل الفأر مع كابح ثم محاذاة العين اليمنى من الفأرة إلى مصدر ضوء المصباح الشقي. (BC) تخطيطي الجانبية والأمامية مشاهدة عرض من العين. المشغل يحمل restrainers الماوس بكلتا يديه بينما يتم تطبيق 80-100 اماكن الليزر إلى المنطقة الواقعة بين الأوردة فوق الصلبة والتلميذ المتوسعة.

الشكل 2
الشكل 2. زيادة IOP بعد العلاج بالليزر. (أ) الإعداد لقياس IOP باستخدام مقياس توتر العين انتعاش. (B)التغييرات من IOP من الماوس التجريبية واحدة بعد العلاج بالليزر. كل نقطة هو متوسط ​​ثلاث مجموعات متتالية من ستة قياسات IOP.

الشكل (3)
الشكل (3). النقصان من حدة البصر وحساسية النقيض مع IOP الارتفاع. (A) الرسم التخطيطي لإعداد optomotor. (B) A الماوس على منصة المركز في الجهاز optomotor مع حواجز شبكية المعروضة على أربعة مراقبين المحيطة بها. (C) وحدة وحساسية التباين من الفأرة درست في الشكل 2B.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

نحن التقرير المذكور أن فرط ضغط العين المستمر يمكن أن يتسبب من خلال إضاءة الليزر في عيون الماوس. بالمقارنة مع نموذج الحقن بالمحلول الملحي 18 ونموذج الكي الوريد 11 وكلاهما تتطلب مهارات المجهرية واسعة، وإضاءة الليزر هو بسيط نسبيا وسهلة لتنفيذ. وعادة ما يمكن أن تؤدي إضاءة الليزر لمدة 4-6 الفئران في 2-3 ساعة. الخطوات الحاسمة لتحقيق استدامة IOP الارتفاع هي الغرفة الأمامية تسطيح قبل الليزر والمعلمات للإضاءة الليزر. نصريف السوائل في الغرفة الأمامية سهلت لاستهداف الليزر لمنطقة الشبكة التربيقية وتقليل إصابة الجسم الهدبي القريبة والأوعية الدموية 6. كما تم الإبلاغ عن أنواع مختلفة من الليزر، على سبيل المثال، تستخدم بعض الدراسات ليزر الصمام الثنائي مع الطول الموجي من 532 نانومتر 5،6 والبعض الآخر يستخدم 810 نانومتر الطاقة البقول 7 لاستهداف الشبكة التربيقية والأوردة فوق الصلبة في ريج الحوفيأيون. من أجل تحقيق أقصى قدر من الضرر زاوية، قمنا بزيادة عدد البقع بالليزر بالمقارنة مع النماذج الليزر ذكرت سابقا 5-7. مع الإعداد التجريبية لدينا، كان كل فأر المعالجة بالليزر تقريبا أكثر من 50٪ من الزيادة IOP بحلول الأسبوع الأول بعد العلاج بالليزر، من بينها حوالي 60٪ قد رفعت IOP لأكثر من 2 اشهر. على النقيض من ذلك، يمكن للمرء أن حقن داخل العين من بلي في عيني الماوس فتستحث ~ 30٪ ارتفاع في IOP لبضعة أسابيع 8 (واقترح دراسة أخرى على تأثير أطول من IOP الارتفاع 9،10)، وانسداد الأوردة الحوفي وفوق الصلبة في البيضاء CD-1 الفئران التي يسببها فقط على ارتفاع IOP الحادة لبضعة أيام 13.

القياس الدقيق لIOP مهم في تحديد تأثيرات الليزر على عيون الماوس. التخدير أحدث تغييرا كبيرا في قياس IOP والتدريب السلوكية من الفئران خفض IOP الاختلاف في الحيوانات مستيقظا 9،19. هنا، كانت حيوانات التجارب زاللاعب Iven بضع دقائق للراحة والتكيف مع موقف ضبط النفس قبل قياس من أجل الحصول على قراءات ثابت من معهد جامعة هارفارد. للتأكد من قياس IOP هو موثوق بها ولا تعتمد على الشخص الذي أجري الاختبار، تم فحص الحيوانات نفسها من قبل اثنين أو ثلاثة اختبار مختلفة وخلافاتهم القراءات IOP عادة في غضون 5-15٪.

بسبب التباين في مدة ودرجة IOP الارتفاع، وقد تم الإبلاغ عن فقدان مختلفة RGC في نماذج حيوانية مختلفة. على سبيل المثال، لوحظ فقدان 20٪ من المحاور في عيون الفأر مع بلي حقن 8. توفي حوالي 20٪ من RGCs في عيون الفئران في ستة أسابيع بعد إضاءة الليزر في الشبكة التربيقية، في حين أن حوالي 60٪ من RGCs توفي مع إضاءة ليزر في كل من الشبكة التربيقية والأوردة فوق الصلبة 5. أظهرت بيانات لدينا 20-30٪ من فقدان RGC في 2 أشهر بعد العلاج بالليزر في عيون الماوس. ومع ذلك، كل هذه نماذج حيوانية مختلفة من المزمن سارتفاع ضغط الدم cular دون التهابا حادا أو تلف أجزاء أخرى من عيون توفر لنا القدرة على قياس الآثار الطويلة الأجل لفرط ضغط العين على بنية شبكية العين وظيفة البصرية مع مرور الوقت.

الاستفادة من طبيعة غير الغازية للمقايسة السلوكية البصرية التي تتيح الاختبارات مسلسل بوصفها وظيفة من الظروف المتغيرة، والتغيرات في حدة البصر وحساسية النقيض يمكن رصدها لعدة أشهر بعد تحريض من فرط ضغط العين. يوفر اختبار optomotor تقييم سريع من وظيفة البصرية؛ وعلاوة على ذلك، يمكن اختبار عيون اثنين على حدة، مما يسهل كثيرا تجاربنا لأن عين واحدة من الفأرة الهدف هو المعاملة الليزر ويتم ترك الأخرى على حالها كما عنصر التحكم. في الوقت نفسه، لوحظ أن رد الفعل optomotor في بعض الأحيان من الصعب استخدام ويرجع ذلك إلى ارتفاع النشاط والاهتمام تجول من بعض الفئران 12.

جنبا إلى جنب مع السلطة من الماوس جينياCS، نموذجنا يوفر قراءات رائعة مع التي للتحقيق في الآليات المرضية في ارتفاع التوتر الزرق. على سبيل المثال، وذلك باستخدام خاصتك-1-YFP الفئران المعدلة وراثيا، والتي لديها عدد قليل من RGCs المسمى 10،20-22، ولا يمكن تصوير التغييرات الهيكلية شجيري من RGCs الفردية في العينين مع فرط ضغط العين المستمر. لقد أثبتنا أن تنكس شجيري من RGCs يعتمد على الموقع والأنواع الفرعية في عيون العين ارتفاع ضغط الدم 23. موت الخلايا المبرمج الخلية أو مسارات الإشارات اعصاب يمكن مزيد من التلاعب في الجسم الحي لتحديد الآليات الجزيئية الكامنة وراء انحطاط RGC والبقاء على قيد الحياة في الزرق.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

يعلن الكتاب أنه ليس لديهم مصالح مالية المتنافسة.

الكتاب والعاملين بدوام كامل من جامعة نورث وسترن.

تلقى الكتاب NO التمويل الذي تم توفيره من قبل الشركات التي تنتج الكواشف والأدوات المستخدمة في هذه المقالة.

Acknowledgments

وقد تم دعم العمل الواردة في هذه الورقة من قبل دوغلاس جائزة الدكتور H. جونسون لأبحاث الزرق من مؤسسة الصحة الأمريكية المساعدة (XL)، وجائزة الباحث غريف الخاص وليام وماري من البحوث للوقاية من العمى (XL)، في جمعية إلينوي للوقاية من العمى (HC) والمعاهد الوطنية للصحة منح R01EY019034 (XL).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Reagent
moxifloxacin Alcon Labs, Inc. NDC 0065-4013-03 0.5 %, Rx only
Proparacaine Hydrochloride Bausch Lomb NDC 24208-730-06 0.5 %, Rx only
Ophthalmic Solution USP Bausch Lomb NDC 24208-730-06 .5 %, Rx only
ketamine Butler Schein Animal Health NDC 11695-0550-1 100 mg / kg
xylazine LLOYD Inc. of Iowa NADA 139-236 10 mg / kg
atropine sulfate solution Alcon Labs, Inc. NDC 61314-303-02 1 %, Rx only
Equipment
Slit Lamp, TOPCON Visual Systems Inc SL-3E powered by PS-30A
OptoMotry 1.8.0 virtual CerebralMechanics Inc.
opto-kinetic testing system CerebralMechanics Inc.
Tonometer, TonoLab, for mice Colonial Medical Supply
Heating pad Sunbeam Products Inc 722-810
Argon laser Coherent Inc Ultima 2000SE
DECAPICONE Plastic cone holder Braintree Sci Inc. MDC-200 for mouse

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Gupta, N., Yucel, Y. H. Glaucoma as a neurodegenerative disease. Curr. Opin. Ophthalmol. 18, 110-114 (2007).
  2. Quigley, H. A. Neuronal death in glaucoma. Prog. Retin. Eye Res. 18, 39-57 (1999).
  3. McKinnon, S. J., Schlamp, C. L., Nickells, R. W. Mouse models of retinal ganglion cell death and glaucoma. Experimental Eye Research. 88, 816-824 (2009).
  4. Pang, I. H., Clark, A. F. Rodent models for glaucoma retinopathy and optic neuropathy. J. Glaucoma. 16, 483-505 (2007).
  5. Levkovitch-Verbin, H., et al. Translimbal laser photocoagulation to the trabecular meshwork as a model of glaucoma in rats. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 43, 402-410 (2002).
  6. Aihara, M., Lindsey, J. D., Weinreb, R. N. Experimental mouse ocular hypertension: establishment of the model. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 44, 4314-4320 (2003).
  7. Grozdanic, S. D. Laser-induced mouse model of chronic ocular hypertension. Investigative ophthalmology & visual science. 44, 4337-4346 (2003).
  8. Sappington, R. M., Carlson, B. J., Crish, S. D., Calkins, D. J. The microbead occlusion model: a paradigm for induced ocular hypertension in rats and mice. Investigative ophthalmology & visual science. 51, 207-216 (2010).
  9. Ding, C., Wang, P., Tian, N. Effect of general anesthetics on IOP in elevated IOP mouse model. Experimental Eye Research. 92, 512-520 (2011).
  10. Kalesnykas, G., et al. Retinal ganglion cell morphology after optic nerve crush and experimental glaucoma. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 53, 3847-3857 (2012).
  11. Shareef, S. R., Garcia-Valenzuela, E., Salierno, A., Walsh, J., Sharma, S. C. Chronic ocular hypertension following episcleral venous occlusion in rats. Experimental Eye Research. 61, 379-382 (1995).
  12. Chiu, K., Chang, R., So, K. F. Laser-induced chronic ocular hypertension model on SD rats. J. Vis. Exp. (10), e549 (2007).
  13. Fu, C. T., Sretavan, D. Laser-induced ocular hypertension in albino CD-1 mice. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 51, 980-990 (2010).
  14. Rangarajan, K. V. Detection of visual deficits in aging DBA/2J mice by two behavioral assays. Curr. Eye Res. 36, 481-491 (2011).
  15. Wang, L., et al. Direction-specific disruption of subcortical visual behavior and receptive fields in mice lacking the beta2 subunit of nicotinic acetylcholine receptor. J. Neurosci. 29, 12909-12918 (2009).
  16. Douglas, R. M., et al. Independent visual threshold measurements in the two eyes of freely moving rats and mice using a virtual-reality optokinetic system. Visual Neuroscience. 22, 677-684 (2005).
  17. Prusky, G. T., Alam, N. M., Beekman, S., Douglas, R. M. Rapid quantification of adult and developing mouse spatial vision using a virtual optomotor system. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 45, 4611-4616 (2004).
  18. Morrison, J. C., et al. A rat model of chronic pressure-induced optic nerve damage. Experimental Eye Research. 64, 85-96 (1997).
  19. Cone, F. E., et al. The effects of anesthesia, mouse strain and age on intraocular pressure and an improved murine model of experimental glaucoma. Experimental Eye Research. 99, 27-35 (2012).
  20. Liu, X., et al. Brain-derived neurotrophic factor and TrkB modulate visual experience-dependent refinement of neuronal pathways in retina. J. Neurosci. 27, 7256-7267 (2007).
  21. Liu, X., et al. Regulation of neonatal development of retinal ganglion cell dendrites by neurotrophin-3 overexpression. The Journal of Comparative Neurology. 514, 449-458 (2009).
  22. Sun, W., Li, N., He, S. Large-scale morphological survey of mouse retinal ganglion cells. The Journal of Comparative Neurology. 451, 115-126 (2002).
  23. Feng, L., et al. Sustained Ocular Hypertension Induces Dendritic Degeneration of Mouse Retinal Ganglion Cells that Depends on Cell-type and Location. Investigative Ophthalmology & Visual Science. (2013).
نموذج الفأر الليزر التي يسببها ارتفاع ضغط الدم المزمن المقلة لتوصيف العيوب البصرية
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Feng, L., Chen, H., Suyeoka, G., Liu, X. A Laser-induced Mouse Model of Chronic Ocular Hypertension to Characterize Visual Defects. J. Vis. Exp. (78), e50440, doi:10.3791/50440 (2013).More

Feng, L., Chen, H., Suyeoka, G., Liu, X. A Laser-induced Mouse Model of Chronic Ocular Hypertension to Characterize Visual Defects. J. Vis. Exp. (78), e50440, doi:10.3791/50440 (2013).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter