Summary
Анализ вестибулярной функции волосковых клеток осложняется их расположения в глубине трудная часть черепа, височной кости височной кости. Большинство функциональных исследований волосковых клеток использовали остро изолированных клеток волос. Здесь мы опишем полу-нетронутыми подготовку вестибулярного эпителия мыши для электрофизиологических и двухфотонного микроскопических исследований.
Abstract
Понимание вестибулярных волосковых клеток функционировать в нормальных условиях, или как травмы, болезни и старение нарушить эту функцию является жизненно важным шагом в развитии профилактических подходов и / или новых терапевтических стратегий. Тем не менее, большинство исследований, глядя на ненормального вестибулярной функции не были на клеточном уровне, но сосредоточены главным образом на анализе поведенческих вестибулярной дисфункции, такие как исследования походки и вестибулоокулярный рефлекс производительности. Хотя эта работа дала ценные данные о том, что происходит, когда что-то идет не так, мало информации о почерпнуть основные причины дисфункции. Из исследований, которые сосредоточены на клеточных и субклеточных процессов, лежащих в основе функционирования вестибулярного аппарата, большинство из них полагаются на остро изолированы волосковые клетки, лишенные своих синаптических связей и поддержки клеточного окружения. Таким образом, основной технической проблемой был доступ к чрезвычайно чувствительны вестибулярных волосковых клеток в подготовительнуютовка, в наименьшей степени нарушен, физиологически. Здесь мы показываем, полу-нетронутыми подготовке мыши вестибулярного сенсорного эпителия, который сохраняет местных микро-среды, включая клетки волос / первичных афферентных комплексов.
Introduction
Несмотря на значительный вклад вестибулярной системы в нашей повседневной жизни, четкое понимание процессов, ответственных за наблюдаемое снижение вестибулярной функции с возрастом остаются неизвестными. Одна из причин этого отсутствие знаний является то, что снижение вестибулярной функции почти исключительно были изучать с помощью поведенческого анализа, в том числе вестибулоокулярный рефлекс (VOR), точным индикатором внешней вестибулярной функции, но предоставляет ограниченную способность проникновения в суть изменений собственных компонентов . Это является основным препятствием для нашего понимания вестибулярной функции волосковых клеток в области здравоохранения, болезни, или старения.
В то время было много исследований индивидуальных вестибулярных волосковых клеток, одним из основных недостатков была опора на острые волосы клеточных препаратов, где волосковые клетки и даже чашечки афферентных терминалов удаляются из своей нормальной среде с помощью механических и / или ферментативной обработки. Такие подходы неизбежностиБлай нарушить тонкое микроархитектуры между волосковых клеток и чашечки, и волосковых клеток и поддерживающих клетки. С развитием полу-нетронутыми препараты 1-5 и изолированном препарате лабиринт мыши 6, в настоящее время возможность изучить различные формы синаптические связи в условиях, которые больше напоминают те, в естественных условиях. Действительно, Лим и др.. (2011) показали заметные различия в целом токи ячейки записывается с остро изолированный типа я вестибулярных волосковых клеток по сравнению с теми, что остались встроенные в нейроэпителии. В частности, калий, как полагают, накапливаются в межклеточном пространстве между волосковых клеток и чашечки афферентных и значительно изменить волосы клеточный ответ 7. Этот тип информации было бы невозможно получить без полу-нетронутыми подготовку вестибулярного сенсорного эпителия описаны здесь. Мы демонстрируем полу-нетронутыми подготовке мыши Криста 3, И показать представитель результаты, полученные из целых клеток патч электрофизиологии и двухфотонного Кальций изображений.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. Животные
- Мыши были получены из Австралийского центра грызунов (ARC, Перт, Австралия) и выдерживают при Университете Сиднея фонда животных Bosch на обычной 12-часовой цикл свет / темнота с экологическими обогащения. Все эксперименты, описанные были одобрены Университета Сиднея животных Комитета по этике.
- Самцов и самок мышей (C57/BL6) были использованы для всех экспериментов с этим штаммом обычно используются в качестве фона для генетических манипуляций, и может рассматриваться как эквивалент дикого типа 8-9.
2. Приготовление тканей
- Подготовка 300 мл основе глицерина искусственной цереброспинальной жидкости (ACSF), состоящей из (в мМ): 26 NaHCO 3, 11 глюкозы, 250 глицерин, 2,5 KCl, 1,2 NaH 2 PO 4, 1,2 MgCl2 и 2,5 CaCl 2. Перед добавлением CaCl 2, газ раствора с карбогеном (95% O 2 и 5% CO 2), чтобы установить арН 7.4 и избежать осаждения кальция (облачность). Замораживание раствора в -80 ° С в морозильнике в течение 45 мин, так что лед образуется суспензия.
- Глубокую анестезию мышей кетамином (100 мг / кг) (Парнелл, Alexandria, Австралия) с помощью интраперитонеальной инъекции.
- Как только задних конечностей рефлексы отсутствуют щепотку мышей обезглавить острыми ножницы из нержавеющей стали и сделать сагиттального разреза кожи с помощью лезвия бритвы (округленно № 22), чтобы выставить черепа. В этот момент и на протяжении шаги 2.3-2.8 свода черепа, головного мозга и основные вестибулярного аппарата должны быть по возможности в холодном регулярным применением ледяной ACSF на ткани.
- С помощью заостренного руку стандартных ножниц шаблон (ФСТ, Северный Ванкувер, Канада) сделайте небольшой надрез в черепе на Лямбда и разрезать вдоль стреловидного шва. Убедитесь, что мозг не "вытащили" от сдвига лезвия во время этого этапа.
- Аккуратно снимите теменных костей в боковом направлении и затылочной кости posterioRLY использованием мелкой изгиб Rongeurs Пирсон (ФСТ).
- Небольшое шпателя из нержавеющей стали затем используется для осторожно поднимите мозга с поверхности средней и задней черепной ямки и подвергается vestibulocochlea нерва (CNVIII) разрезать на полпути между внутренним ухом и ствола мозга с парой тонких ножниц радужной оболочки. Резка этого нерва уменьшает чрезмерное натяжение аксонов первичных афферентов и их связи с волосковых клеток.
- После рассечение CN VIII мозг удаляют в целом.
- Вестибулярного лабиринта теперь хорошо видны в средней черепной ямки, с улиткой указывая anteromedially. Rongeur обе стороны от вестибулярного лабиринта, прежде чем осторожно иссечения, взявшись за переднюю полукруглых каналов и потянув в стороны.
- Погрузите вырезали лабиринты (рис. 1) в рассекает блюдо содержащего ледяную, непрерывно газом ACSF описано в разделе 2.1. Под стереомикроскопом, держите лабиринт, чтобыоснование блюдо, взявшись улитки. Используйте тонкий пинцет, чтобы поцарапать далеко в кости покрывающей переднюю полукруглую ампула канала. После небольшой отверстие в кости достигается начинают Флик кости от ампулы. Следует проявлять осторожность, чтобы не нажать щипцами через кость, так как это может привести к повреждению основного перепончатого лабиринта и сенсорного эпителия. Продолжайте эту процедуру, пока обе передние и соседних горизонтальных полукруглые мембранных каналов и ампулы не подвергаются (рис. 2).
Рисунок 1. Изолированные мышка вестибулярного лабиринта. А. Левая панель) Схематическое представление изолированных мышь вестибулярного лабиринта. Важные ориентиры для доступа к вестибулярной сенсорного эпителия, улитки, передней и горизонтальные полукружные каналы лабораторииELED. Звездочки указывают полукруглых канала ампулы содержащие вестибулярного сенсорного эпителия. B. Правая панель) микрофотография изолированного вестибулярного лабиринта от 1-месячной мыши.
Рисунок 2. Воздействие на мембранные вестибулярного лабиринта. Вышележащих кости передних и горизонтального канала полукруглого ампулы были поцарапаны, обнажая черные / коричневые шляпки мембранных ампулы и связанные с ними нервы ампулярной (CNVIII). Схема на нижней панели представляет структур в выделенной области микрофотографии и показывает отношение полукруглых каналах канал в ампулы и CNVIII.
- Использование тонких щипцов, осторожно поднимите ампулы и связанных с ним сумочка от костного лабиринта, гарантируя, что центральная область ампулы (Containing сенсорного эпителия) не повреждена. В некоторых случаях проксимальной части полукруглого мембранного канала, возможно, придется вырезать ножницами Iris выпустить ампулами из кости.
- Передача триады, содержащие два ампулы и сумочки в чашку Петри с L-15 Лейбовиц культуральной среде (Sigma-Aldrich, Сент-Луис, штат Миссури). Использование волоконно-оптических к «Подсветка» ткани. Это позволяет четкой визуализации Криста содержащие сенсорного эпителия в ампулах.
- Обязательно сделайте разрез в пятнистых «крышей» мешочке с тонкими ножницами диафрагмы. Продолжить этот разрез через крышу передней и затем горизонтальной ампулы. Сделайте разрез как можно ближе к краю сенсорного эпителия насколько это возможно без контактирования (рис. 3А). Убедитесь, что нет никаких частей мембраны вышележащих сенсорного эпителия (рис. 3В)
- Передача изолированной полу нетронутыми подготовка к небольшой стекляннойс дном записи камеры, заполненной L-15 средств массовой информации. Отягощать подготовки с использованием сетки из тонких волокон нейлона, прикрепленный к плоский П-образной платиновой проволоки (рис. 3В). В идеальном случае волокон сетки не должны перекрывать сенсорного эпителия, однако в некоторых случаях, когда больше стабильности требуется, одно волокно, пересекающих сенсорный эпителий может быть предпочтительным.
Рисунок 3. Изолированной полу-нетронутыми подготовку вестибулярного сенсорного эпителия. А. Схематическое изображение полу-нетронутыми подготовки и конфигурации электродов. Ампула вышележащих Криста была "де крышей", чтобы разоблачить поверхности сенсорного эпителия (зеленый). B. микрофотография полу-нетронутыми подготовки 'Триада' показывает переднюю (AC) и горизонтальные (HC) Криста (маточки быть закрытзадние переменного тока). Обратите внимание на нейлоновых волокон, используемых для крепления подготовке к основанию записи камеры. Шкала бар:. 100 мкм C. записи электрода расположены на отдельных вестибулярных волосковых клеток. Шкала бар: 15 мкм.
3. Электрофизиологии
- Заливать полу-нетронутыми препарата с кислородом непрерывно L-15 среде. Носитель содержит индикатор рН (фенол красный) и цвет среды следует контролировать в течение записи. РН с кислородом должно быть 7,3-7,4 и соответствует красный цвет.
- Подготовьте записи пипетки от 1,5 мм (1,19 мм ID) боросиликатного стекла с использованием двухступенчатой протокол (тепло шаг 1: 72, и тепло шаг 2: 50) на микропипетки съемник (Narishige, Япония, модель PP-830), чтобы достичь Окончательный сопротивление 3-4 МОм.
- Заполните хвостовик пипетки с 3-4 мм калия на основе фторида внутренний раствор, содержащий (в мм) 110 KF, 12 KCl, 27 KOH, один NaCl, 10 HEPES, 10 EGTA, 1,8 MgCl2,3 D-глюкозы и 2 Na-АТФ, рН 7,4 с помощью КОН.
- Обертка хвостовик пипеткой 2-3 раза и как далеко вниз к кончику это возможно, с тонкой полоской парафином, чтобы изолировать электродом и уменьшить пипетку емкостью.
- Поместите пипетку над сенсорного эпителия при низком увеличении (5x) на прямой микроскоп (Olympus BX51). Переключить на высокой мощности (40X) и визуализировать отдельные вестибулярные волосковые клетки с прикрепленной камерой CCD.
- Позиция пипетки на мембране клетки визуализировали волос (фиг.3С) с использованием микроманипулятор (Sutter Instruments, штат Калифорния, США). После того, как печать гигаом достигается, разрыв клеточной мембраны с небольшим количеством отрицательного давления, приложенного через всасывающее отверстие на держатель пипетки.
- Сделать цельноклеточная напряжения зажим записи с использованием стандартных методов 8-9.
4. Два-фотонной микроскопии
- Подготовьте 0,9% солевой раствор, содержащий 5 мМ Орегон Зеленый488 BAPTA-1 (OGB-1; hexapotassium соль; Invitrogen, Германия).
- Хотя до сих пор под водой, поместить "де крышей" полу-нетронутыми триады подготовки на небольшой кусочек фильтровальной бумаги (4х4 мм, 0,8 мкм; Millipore, Германия) обеспечение того, чувствующего эпителия беспрепятственный сверху.
- Передача фильтровальную бумагу и подготовки на солевой покрытым электродом базы платины (7 мкл) электропораторе состоящий из комбинации генератор импульсов и широкополосный усилитель, а крышка с еще 5 мкл 5 мМ раствора синтетического кальция индикаторный краситель Орегон Зеленый 488 BAPTA-1 (рис. 4).
Рисунок 4. Массовая электропорации. А. схематическое поперечное сечение электропорации конфигурации. Полу-нетронутыми препарата (*) помещают на лист фильтровальной бумаги, погруженный в кальция дые (Орегон Зеленый 488 BAPTA-1) и тока, приложенного между платиновыми электродами 2. Взято из Бриггмэн и Эйлер, 2011 10.
- Принесите верхней параллельной платиновый электрод с базовым электродом на расстоянии примерно 2 мм, соблюдая осторожность, чтобы не нарушить ориентацию подготовки когда контакт с Орегон Зеленый 488 BAPTA-1 раствор доводят.
- Передайте краткого импульса тока через препарат (параметры текущего; +13 В, 10 мс длительность импульса, частотой 1 Гц, 10 прямоугольных импульсов) 10-11.
- В нижней части со стеклянным дном камеры записи заполнен L-15 среда, место небольшое прикосновение силиконовое масло и положение полу-нетронутыми препарат на него, снова обеспечение того, чтобы сенсорный эпителий беспрепятственный сверху. Для обеспечения стабильности во изображений, заменить нейлон сетку на препарат, как описано выше (см. пункт 2.13).
- Использование двухфотонного микроскопа сделать оптической записи спонтанногоспонтанной активности кальция в сенсорном эпителии (рис. 7) с использованием стандартных протоколов изображений 10-11.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Электрофизиологических свойств вестибулярных волосковых клетках зависят от комплекса микроархитектуру, в которой они встроены 7. 5 показано, что полу-нетронутыми вестибулярной подготовки эпителия могут быть использованы для различать тип я волосковые клетки (рис. 5А), тип II клетки волос (фиг.5В) и чашечки первичных афферентных (5С) на основе характерных целом проводимости клетки. Эти характеристики включают выраженный "прогиб" во время деполяризации и большой "выпадение" хвост токов в типа I волосковых клеток, а также наличие переходных внутренние токи натрия, представляющий потенциалов действия в чашечки первичных афферентных (стрелка на рисунке 5С).
Препарат может быть также использована для количественной оценки влияния старения на отдельные вестибулярный типов клеток волос. Рисунок 6 сравнивает проводимость (Figure 6А) и инактивации характеристиками (рис. 6В) типа II вестибулярных волосковых клеток в ответ на шаг деполяризации от отрицательного потенциала покоя у молодых и старых мышей. Для типа II клетки волос - наименее чувствительным подтипа существенных различий не наблюдалось в любой из параметров (см. обсуждение).
В дополнение к анализу целой клетки свойствами, полу-нетронутыми подготовке также поддается крупномасштабного анализа субклеточных механизмов, лежащих функции волосковых клеток. Рисунке 7 показана дифференциальная локализация кальция в клетки я типа волос и чашечки первичные афферентов, а также субклеточных организации кальция в этих клетках. Фиг.7А показывает изменение флуоресценции кальция в отдельных типов I волосковых клеток добавлением 100 мМ KCl. Временной ход этих изменений представлена на рис 7В. Важно отметить, что preparatиона позволяет для исследования активности клеток волос на субклеточном резолюцию, в несколько ячеек одновременно, и в "почти нормальной" Окружающая среда (рис. 7С) - особенность, невозможно при использовании изолированных клеток волос и одного электрофизиологии клетки.
Рисунок 5. Всего токи ячейки записаны от волосковых клеток у мышей вестибулярного сенсорного эпителия. А. Всего токи ячейки записанные с типом я вестибулярных волосковых клеток характеризуется большими "рушится" хвост тока (стрелка). B. Всего токи ячейки записаны от типа II вестибулярные волосковых клеток. Обратите внимание на отсутствие хвоста токов. C. Запись всего клетки из чашечки первичных афферентных характеризуется переходным натрий-опосредованной токов (стрелка) следующие деполяризации от отрицательного потенциала покоя (-120 мВ). Все клетки Wпрежде чем состоялся при -60 мВ.
Рисунок 6. Сравнение чувствительности и инактивации II типа волосковых клеток от молодых и старых мышей. А. I / V для отношений типа II клетки волос записал от молодых (1 месяц) и старше (9 месяцев) мышей в ответ на увеличение длительности деполяризации. B. Среднее отношение проводимости и инактивации клеток типа II волос у молодых и старых мышей на основе 100 мс I / V кривых.
Рисунок 7. Двухфотонные Кальций изображений полу-нетронутыми вестибулярной сенсорной мыши подготовки эпителия. А. Верхняя левая панель) Двухфотонные микрофотографии показывает BAPTA-1 Орегон Зеленый активации кальция в ответ на нормальные L-15 перфузат(Вверху) или L-15, содержащего 100 мМ KCl (внизу). Стрелки указывают отдельной клетки волос до и после добавления KCl. B. Верхняя правая панель) профиль Кальций флуоресценции ячейки выделены. C. Нижняя панель) Двухфотонные микрофотография сенсорного эпителия показывает Орегон Зеленый 488-1 BAPTA загрузки для отдельных волосковых клеток Нижняя панель Вставка:. Внутриклеточной локализации кальция с типом волос я цитоплазме клетки (стрелки) или чашечка первичных афферентных окружающих типа Я волосковых клеток (двойные стрелки).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Механизмы, лежащие в основе нашего чувства равновесия получили мало внимания по сравнению с другими сенсорными системами, например, зрительной и слуховой систем. Из исследований, изучавших изменения в вестибулярной или баланса белого, большинство из них сосредоточено на поведенческие меры, включая вестибулоокулярный рефлекс, с неполным знанием фундаментальных строительных блоков баланса вестибулярных волосковых клеток себя. Те исследования, которые сосредоточены на волосковые клетки почти всегда делается это с помощью остро изолированных волосковых клеток удалены из их родной среде. В этой статье мы опишем, полу-нетронутыми подготовке мыши вестибулярного сенсорного эпителия, что расширяет эти исследования фундамента.
В то время как вестибулярные волосковые клетки являются относительно надежными, полезность полу-нетронутыми подготовки в решающей степени зависит от скорости удаления. Как правило, препарат будет оставаться жизнеспособными на кенгурум температуре в течение примерно 2-5 ч после иссечения. Таким образом, сводя к минимуму время, необходимое от когда животное эвтаназии к записи имеет первостепенное значение. Иссечение может быть относительно легким и быстрым для 3-недельного старая мышь (5-7 Всего мин), но становится все более трудным в старших животных (до 25 минут в 9-месячной мыши). В этих старых животных, рассечение температура является решающим определителем - на обеспечение того, чтобы препарат постоянно купались в ледяной кислородом ACSF нормальной катаболические процессы блокируются.
Как описано в разделе 3.1 препарат постоянно озарен кислородом среде Лейбовиц, L-15, а целых клеток записи фиксации потенциала были сделаны с использованием стекла микроэлектродах наполнены внутренним решением KF 12. Это сочетание внешней и внутренней среды было показано, что обеспечивает более стабильную и более продолжительность записи, чем другие калийных внутренних органов и / или РингераРешения на основе внеклеточных 13-14. Эта стабильность имеет решающее значение для длинных протоколов, необходимых для изучения электрофизиологических свойств и кальция динамику волос клеток с использованием патч-зажим и двухфотонного методов соответственно.
Основной целью полу-нетронутыми подготовки является создание модели для изучения вестибулярных волосковых клеток нарушается, что как можно меньше. В то время как препарат обеспечивает очевидные преимущества над остро изолированные клетки волос - например, полный динамики целом токи клеток только показало использованием полу-нетронутыми подготовка 3, 7 - сбоев не может быть предотвращено. Во-первых, трудно оценить влияние удаления «крышей» ампулы (и, предположительно, прилагаемой Купула) на спонтанную сигнализации волосковых клеток. В нормальных физиологических условиях, волосы клетки реагируют на изгиб купула / волос расслоение комплекса. Без этого комплекса можно предположить, что спонтанное чел волосамиL сигнализации не может быть представителем в естественных условиях. Во-вторых, электрофизиологических записей в полуфинале нетронутыми подготовки, главным образом ограничиваются измерения спонтанной активности или ответов на моделируемых природных деятельности (т.е. постоянный ток инъекции в клетку волос или механической изгиб волосы пучками). Поэтому не представляется возможным изучить основные свойства волосковых клеток в ответ на реальные активации (т.е. движений головы). Тем не менее, полу-нетронутыми Препарат представляет собой новый инструмент, чтобы помочь нам понять функции волосковых клеток, и открывает ряд возможностей для будущих исследований.
Одно из главных преимуществ, что полу-нетронутыми подготовка обеспечивает более остро изолированных препаратов волосковых клеток является то, что она позволяет одновременных записей из нескольких ячеек волос и / или связанных с ними первичных афферентов. Использование двойного или нескольких ячеек патч зажим методы записи Эта функция предоставляет средство оценкинепосредственно волосковых клеток / первичных афферентных сигналов, то, что не может быть достигнута с традиционными изолированных препаратах. Кроме того, с помощью двух-фотонной микроскопии, полу-нетронутыми препарата позволяет для одновременного измерения субклеточном через функцию в полной мере чувствительного эпителия. Это означает, что информация, касающаяся кальция сигнализации и клеточный метаболизм может быть быстро и начисленные в контексте. Наконец, используя мышей позволяет целевых генетических манипуляций (например, зеленый флуоресцентный белок привязаны к кальретинин выражения в качестве маркера для типа я волосковых клеток и первичных афферентов чашечки). Полу-нетронутыми препарат обеспечивает способ изучения деятельности волосковых клеток и первичных афферентных дифференциально, и одновременно. Это само по себе, обеспечило бы богатство новой информации о том, как вестибулярных волосковых клеток и первичных афферентов взаимодействуют, чтобы обнаружить, а затем кодировать информацию для передачи в мозг в отношении головы и положение тела.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Авторы заявляют, что у них нет конкурирующих финансовых интересов.
Acknowledgments
Финансирование этой работы была предоставлена Гарнетт Passe и Родни Уильямс Мемориальный фонд грантового проекта Р. Лим и AJ лагерь.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| REAGENTS | |||
| Leibovitz medium L-15 | Sigma Aldrich | L4386-10X1L | |
| BAPTA-1-oregon green | Invitrogen | O6806 | |
| EQUIPMENT | |||
| Stereo microscope | Leica Microsystems | A60S | |
| Upright microscope | Olympus | BX51WI | |
| Two-photon microscope | Olympus/La Vision | BX51WI/ TriMScope II | |
| Dumont #5 SF Forceps | FST | 11252-00 | |
| Friedman-Pearson Rongeurs | FST | 16221-14 | |
| Standard Pattern Scissors | FST | 14001-12 | |
| InstraTECH A-D converter | HEKA | ITC-18 | |
| Sutter Micromanipulator | Sutter | MP-225/M | |
| multiclamp amplifier | Axon Instruments | 700B | |
| Data acquisition software (electrophysiology) | Axograph | N/A | |
| Imspector Data acquisition software (two-photon) | Max Planck innovation | N/A | |
References
- Dulon, D., Safieddine, S., Jones, S. M., Petit, C. Otoferlin is critical for a highly sensitive and linear calcium-dependent exocytosis at vestibular hair cell ribbon synapses. J. Neurosci. 29, 10474-10487 (2009).
- Simultaneous pre- and post-synaptic recording from the peripheral vestibular calyx and its included type I hair cell. Highstein, S., Art, J., Holstein, G., Rabbitt, R. 32nd Mid Winter Research Meeting: Association for Research in Otolaryngology, Baltimore, MD, , (2009).
- Voltage dependent currents in type I and II hair cell and calyx terminals of primary afferents in an intact in vitro mouse vestibular crista preparation. Kindig, A. E., Lim, R., Callister, R. J., Brichta, A. M. 32nd Mid Winter Research Meeting: Association for Research in Otolaryngology, Baltimore, MD, , (2009).
- Chatlani, S., Goldberg, J. M. Whole-cell recordings from calyx endings in the turtle posterior crista. 33rd Mid Winter Research Meeting: Association for Research in Otolaryngology, Anaheim, , (2010).
- Songer, J. E., Eatock, R. A. Transduction in the mammalian saccule. 33rd Mid Winter Research Meeting: Association for Research in Otolaryngology, Anaheim, , (2010).
- Lee, H. Y., Camp, A. J., Callister, R. J., Brichta, A. M. Vestibular primary afferent activity in an in vitro preparation of the mouse inner ear. J. Neurosci. Methods. 145, 73-87 (2005).
- Lim, R., Kindig, A. E., Donne, S. W., Callister, R. J., Brichta, A. M. Potassium accumulation between type I hair cells and calyx terminals in mouse crista. Exp. Brain Res. 210, 607-621 (2011).
- Camp, A. J., Callister, R. J., Brichta, A. M. Inhibitory synaptic transmission differs in mouse type A and B medial vestibular nucleus neurons in vitro. J. Neurophysiol. 95, 3208-3218 (2006).
- Camp, A. J., et al. Attenuated glycine receptor function reduces excitability of mouse medial vestibular nucleus neurons. Neuroscience. 170, 348-360 (2010).
- Briggman, K. L., Euler, T. Bulk electroporation and population calcium imaging in the adult mammalian retina. J. Neurophysiol. 105, 2601-2609 (2011).
- Briggman, K. L., Helmstaedter, M., Denk, W. Wiring specificity in the direction-selectivity circuit of the retina. Nature. 471, 183-188 (2011).
- Rennie, K. J., Streeter, M. A. Voltage-dependent currents in isolated vestibular afferent calyx terminals. J. Neurophysiol. 95, 26-32 (2006).
- Hudspeth, A. J., Lewis, R. S. Kinetic analysis of voltage- and ion-dependent conductances in saccular hair cells of the bull-frog, Rana catesbeiana. J. Physiol. 400, 237-274 (1988).
- Rennie, K. J., Ashmore, J. F. Ionic currents in isolated vestibular hair cells from the guinea-pig crista ampullaris. Hear. Res. 51, 279-291 (1991).
