Summary
В данной статье описывается таракана брюшной нервной вскрытие и внеклеточных записи с церка нерва и связок. Вызванные ответы генерируются электрической стимуляции церка нерва или прямой механической стимуляции церков.
Abstract
Таракан вентральной подготовка нервный тяж является послушным система нейроэтологии экспериментов, нейросетевого моделирования и тестирования физиологические эффекты инсектицидов. В этой статье описывается сферу таракана сенсорных модальностей, которые можно использовать для анализа, как насекомое нервная система реагирует на экологические возмущений. Акцент здесь делается на поведении эвакуации при посредничестве церки до гигантских передачи волокна в Periplaneta Американа. Это, в подготовке месте требуется только умеренное рассекает мастерство и электрофизиологические опыт для создания воспроизводимых записи нейронной активности. Пептиды или другие химические реагенты затем могут быть применены непосредственно к нервной системе в растворе с физиологическим раствором. Инсектициды также можно вводить перед вскрытием и схема побег может служить в качестве посредника для возбудимого состояния центральной нервной системы. В этом контексте анализы, описанные здесь, также будет полезно Researchers заинтересованные в регенерации конечностей и эволюции развития нервной системы, для которых П. Американа является признанным модельный организм.
Introduction
Есть более чем 4000 видов тараканов, но только около 30 являются бытовые вредители. Возможно, самым известным является неверно названы американский таракан Periplaneta Американа которая возникла в Африке, и в настоящее время нашли почти везде на планете. В дополнение к своей быстрой скорости бега 1 и уклончивым поведением, в тропиках П. Американа способен полета 2,3.
Преобладающие характеристики таракана центральной нервной системы (ЦНС) являются его сегментированный характер и децентрализация управления обрабатывает 4,5. Мозг, грудной и брюшной ганглии соединены вместе парных interganglionic связок, чтобы сформировать брюшной нервной (VNC).
Ганглии на каждом сегменте интеграции центров. Они состоят из наружного, корковой области, содержащей клетки, ответственные за проницаемости гематоэнцефалического барьера просто под ними, и somata нейронов оригипеременном в этом ганглии. Эти somata может принадлежать интернейронов, модуляторных нейронов, или моторных нейронов. Они поставляют аксоны, которые остаются в ганглии происхождения (местные интернейронов), или аксоны, что проект между ганглиях ЦНС (interganglionic интернейронов) или, что прекращает свое периферийное мышечных клеток (моторные нейроны). Большинство somata расположены снизу или вбок в ганглионарной коры 5. Парные, interganglionic связки содержат только аксоны и никаких нервных клеточных тел.
Нейропиля ганглий содержит глиальные клетки (нейроглии), аксонов трактаты, пучки аксонов и дендритов (невриты) нейронов. Нейропиля лишена нейронных клеточных тел. Это регион, в ганглии, где прямые синаптические связи между нервными клетками и интеграции входов произойти.
Способность американского таракана P. Американа для обнаружения и вдруг реагируют на приближение хищника (ноги, Ханд, и т.д..) было обусловлено рефлекторной цепи, которая состоит из церки и гигантского системы волоконно 6,7. Церки, представляет собой пару роговой как, ветер чувствительных структур, расположенных на конце брюшка (рис. 1). В P. Американа брюшной поверхности каждой церка содержит около 200 нитевидные (Thread) волоски, которые организованы на 14 столбцов. Девять из этих столбцов могут быть последовательно определены в различных животных в соответствии со свойствами отклика соответствующего рецептора клетки и аксона. Каждый волос находится в гнездо, что позволяет ему сгибаться наиболее легко в одной плоскости, что является колонка конкретным. Движение волос в одном направлении вдоль своей плоскости индуцирует деполяризацию в рецепторной клетки и пакет потенциалов действия (APS) в сенсорного нейрона. Движение в противоположном направлении тормозит любые текущие спонтанные ТД 8. Предпочтительным плоскость отклонени и направленности реакции отличается в каждом столбце. Таким образом, filiforкомплексы м волосы рецепторов отвечают не только для обнаружения движение воздуха, но и для «кодирования», в виде точек доступа, том направлении, откуда воздушный поток исходит. Обработка этой информации ЦНС приводит к «соответствующего» побега ответ 6,7. Этот функционал, столбчатый специфика сенсорных волосков сохраняется от животного к животному.
Клеточного рецептора каждого волоса нитевидных отвечает за трансдуцирующих механическую отклонение волос в нейронной события (в результате в порыве или ингибирования точек доступа в аксона рецептора клетки 9. Точки доступа путешествовать к клеммной брюшной ганглий (A6) с помощью Cercal нерв XI, где они синапса с гигантскими аксонов брюшной нервной (VNC). Гигантские аксоны, как считается, отвечает за передачу и последующего возбуждения двигательных нейронов, что приводит к поведению побега 6,10,11.
Поведенческая задержки ое спасательной ответ Р. Американа является одним из самых коротких любого животного 7. Поведенческая задержка во времени между прибытием стимулом при механорецепторных и инициирования реакции побега. В экспериментах с использованием высокоскоростного кинематографии записать попытку уйти от атакующего жабы, таракан наблюдалось начать свою очередь от жабы примерно в 40 мс (время от начала расширения языка на тараканов движение 7,12. Использование контролируемых ветра затяжек , поведенческий задержки может быть снижена до 11 мс. Другие эксперименты показали, что минимальный ветер слоеного скорость 12 мм / мс (с ускорением 600 мм / мс 2) может вызвать в ответ побега, в то время еще более низкие скорости (3 мм / сек), вызванных медленно идет тараканов, чтобы остановить перемещение 12.
Сильная корреляция, что обычно существует между гигантских систем волокна и поведения побега была хорошо документирована 13,14. В инстрезонансы, где конкретная ячейка необходимо и достаточно, чтобы вызвать определенное поведение клеток, называется командной нейрона 15,16. Гигантские интернейроны (ГИС) в цепи ветер побега Р. Американа не являются необходимыми для рефлекса. Животные, которые экспериментально абляции ГУ-прежнему демонстрируют поведение побега поэтому эти солдаты не считаются командных нейронов 17,18. Разрыв шейки связки, которые ростральной к схеме сенсомоторной также влияет на поведение, что указывает на нисходящий входной сигнал от мозга оказывает влияние на направлении выхода 19. Эти аспекты точного управления и резервирования имеют огромное значение для выживания организма и дополняются нейрохимических модуляции с помощью биогенных аминов 20.
П. подготовка Американа нервный тяж был элегантная модель системы neuroethologists за последние многие десятилетия, начиная с пионерской работы Редера <вир> 21. Это позволяет студентам для записи, отображения и анализа первичных сенсорных активность и результирующие ответы гигантских интернейронов их ввода 22,23,24. В дополнение к передаче идеи, что идентифицируемые нейронные цепи лежат в основе поведенческих ответов на окружающую среду, эти упражнения должны приохотить к биологических взносов этой общей бытовой вредителя.
Protocol
1. Рассечение
Таракан солевой раствор, используемый в данном протоколе имеет следующий состав:
Таракан физиологический раствор 36: (грамм на 100 мл)
210 мм NaCl (1,227 г)
2.9 мМ КСl (0,0216 г)
1,8 мМ CaCl 2 (0,0265 г)
0,2 мМ NaH 2 PO 4 • 2H 2 O (0,0032 г)
1,8 мМ Na 2 HPO 4 • 7H 2 O (0,0483 г)
(РН 7,2. Регулировка рН с помощью 1 М NaOH или 1М HCl).
- Выберите мужской таракана от резервуар, который имеет надежную церки (рис. 1). Последние сегменты мужского узкие по сравнению с самкой, и не содержащая яичники и яичная масса, мужчины легче анализировать. Самцы P. Американа есть пара короткий щупов между церки. Эти щупы не наблюдается у самок.
- Отрежьте крылья, ноги и голову и пин-код в тело, брюшной стороной вверх, чтобы диш выложены силиконового эластомера.
- С щипцы подобрать брюшной тарелки и отрезать их с мелкими ножницами, начиная с заднего конца и работы впереди. Всегда держите внутренние органы влажной физиологическим раствором, пытаясь сохранить церки сухой. Можно использовать воск или куски резины расположить живот вверх, чтобы предотвратить физиологический раствор от смачивания церки. Если они промокают, высушить их с куском папиросной бумаги. Нажмите в сторону внутренние органы и белое вещество (жир тела). VNC находится в центре поля, проходит вдоль живота и должна быть видна между блестящей трахеи. Нерв шнур является прозрачным и может быть изначально трудно понять, пока освещение не правильно отрегулирован (рис. 2). НЕ прикасайтесь к VNC пинцетом или штифтов насекомых, вместо манипулировать им с помощью стеклянных зондов.
- Уберите систему трахей животного как можно лучше от нервной цепочки с пинцетом и с парой прекрасно стеклянной необходимостиле, очень тщательно разделить связки VNC в продольном направлении между A6 и A5 или A5 и A4 ганглиев (рис. 3). Колыбель церки и живот вверх из солевой ванне с укороченными булавки насекомых и воска или клином на силиконового эластомера, который может быть сокращены, чтобы соответствовать подготовку (4A и B). Будьте особенно осторожны в последнем сегменте брюшка не повредить Cercal нервы, которые выступают в ганглии (рис. 2D и 5).
2. Внеклеточной записи
- Расчлененный подготовка, микроскоп, и записывающее устройство должно быть установлено в клетке Фарадея, чтобы блокировать внешние, в частности переменного тока, электрических полей, которые могут переопределить сигналы от нейронов (рис. 6).
- Расположите микроскопа так, чтобы он с видом на столик микроскопа. После того, как препарат помещается на столик, отрегулировать положение высокой осветителя пучка интенсивностиза лучший визуализации ней.
- Подключите дифференциальный усилитель AC / DC к встроенным блоком записи данных (подробнее о конкретных настройках аппаратного и программного обеспечения были описаны ранее 25). Этап голова держит всасывания электрод должен быть подключен к усилителю. Серебро провод заземления, которая была покрыта Cl - вставлен в брюшную полость приводит к более стабильной записи. Причина в том, если решение в полости тела не находится в контакте с купания жидкости в чашке жидкости, связанного с регистрирующим электродом остается заземленным.
- Установите частоту записи до 4 кГц. Установите масштаб напряжения (ось у) до 500 мВ (это могут быть скорректированы для оптимизации визуализации следа). Запустите программное обеспечение для записи в непрерывном или осциллографа режиме записывать нейронной активности в ответ на раздражения.
- Отрежьте один из связок VNC, близких к A5 и поместите срез, прикрепленный к A6 в всасывающего электрода. Обязательно рУлла солевой во всасывающий электрода, чтобы покрыть серебряной проволоки внутри него, прежде чем сосать в нерве.
- С помощью сухой пипетки струю воздуха на к волосам, расположенных на каждой церка. Смотрите, если стимулирования волосы на церка ипсилатерального к записанному связки дает другой ответ, чем противоположной один. Принять к сведению амплитуды ответов и количество шипов в заданном интервале времени во время стимуляции.
- Перемещение всасывающий электрод к церка нерва для записи. Чтобы получить более нужным, переключиться на конце электрода с меньшим отверстием в случае необходимости.
- Разрежьте Cercal нерва близко к A6, а затем поглощать нерв, ведущий к церка. Там должно быть спонтанным стрельба из потенциалов действия. Теперь поток воздуха на церка и обратите внимание на ответы.
3. Электрические Стимулирование чувствительных нервов, чтобы определить Recruitment
- Измените программное обеспечение для записи в режим подметать, так что он записывает следы (100-500 мсьев.) каждый раз, когда стимул срабатывает.
- Подключение стимулирующий электрод с выходом стимулятора.
- Подключите стимулятор кабель с двумя мини-крючок приводит или клипов.
- Подключите выход триггера BNC от стимулятора на вход триггера на блоке записи.
- Следующие параметры стимуляции должны достучаться: Длительность: 0,3 сек; задержки: 10 мс, частота: 1 Гц Напряжение: корректировать по мере необходимости, чтобы получать сигнал в записи (чуть более порога и возможность получить максимальный ответ). Там нет причин, чтобы пойти в напряжениях, значительно превышающих максимальной порога для вербовки, как высокое напряжение может быть разрушительным к нерву.
- Разрежьте Cercal нерв как дистальной, насколько это возможно, так что длинный корень нерва может быть втянут в стимулирующей всасывания электрода (рис. 7, наконечник стрелки). Соединительная между A6 и A5 или иной сегмент более передним могут быть использованы.
- Установите всасывающий записи электрод, чтобы вы могли пубуду до вырез связку в электрод. Будьте уверены, чтобы вытащить некоторые физиологический раствор во всасывающие электродов для покрытия серебряной проволоки внутри него, прежде чем сосать в нервах. Убедитесь, что стимулирующий электрод также заземлены в бане раствором (в животе ближайшее A3 идеален).
- Поставьте серию одиночных стимулов увеличением напряжения, пока на экране не появится потенциал действия. Надо сделать запись минимального напряжения стимулирующего и продолжительности набирать ответ. Увеличение интенсивности, пока не наблюдается синаптической ответ в связок. Большой всплеск (внеклеточных АР) от гигантских аксонов впервые появляется, а затем другие более мелкие ТД также может наблюдаться.
Representative Results
Стимуляция волос на церки на облаке воздуха вызывает разряды первичных сенсорных нейронов, которые можно записать с помощью внеклеточных всасывающие электроды, прикрепленные либо связок между брюшной ганглиях или самой церка нерва (рис. 8). Спайк амплитуды, записанные с двумя регионами являются порядка нескольких микросекунд вольт до милливольт. Из-за сенсорной интеграции в ганглии количество шипов, наблюдаемых в потенциале соединение действий или в виде отдельных всплесков, зарегистрированных от церка нерва удивительно больше, чем наблюдается в записях из связок. Однако также отметить, что существует значительно меньше шум в записи в соединительной из-за плотной герметизации между электродом и нервной ткани.
По пыхтя воздух на церки большими шипами можно наблюдать в связок (рис. 8А). Используя этот метод стимулирующее, записи между A3 и A4 типичный лы показать большой шип характеристику гигантского интернейрона (ы). Запись с церка нерва в то время как физически потирая церки щипцами произвел сильное бюст деятельности (рис. 8B 1). В другом записи, 2 вдоха воздуха каждого произведенного оперативного реагирования перебора в церка нерва (рис. 8B 2). Когда электрически стимулировать Cercal нерв с всасывающим электродом и записи в соединительной между A3 и A4, можно наблюдать порог в стимуляции для вызывали реакции (рис. 8C 1). Электрическая стимуляция нерва церка четко вызывает ответ в связок, которые могут быть определены количественно для манипуляционных исследований с фармакологических агентов или местное окружающей окружает, таких как температура (Фигура 8C 2).
fig1.jpg "/>
Рисунок 1. Periplaneta Американа с неповрежденной церки.
Рисунок 2. Брюшной вид таракана нервной цепочки, как видно с брюшной кутикулы удаляются (А). Увеличенный вид сегмента, описанной стрелками видно на (B). (В) связки вылилось между А4 и А3 со стеклянной зонда. 6-й брюшной ганглий показано на (D) с двумя Cercal нервы не оставив при хвостового конца.
Рисунок 3. Принципиальная вентральной вид таракана нервной цепочки.
Рисунок 4. Cerci расположены вверх из солевой ванне. В открытые части живота может быть залита физиологическим раствором (А) с хвостового конца плотва быть повышен с небольшой клиновидной формы кусок силиконового эластомера, с тем чтобы сохранить Cerci из ванны (B).
Рисунок 5. 6-й брюшной ганглий с церка нерва (изложенной стрелками).
Рисунок 6. Оборудование настроить. Щелкните здесь для просмотра LARгер фигура.
Рисунок 7. Стимулирование и запись электрод настроить.
Рисунок 8. Нервные записи связок и церка нерва с различными процедурами стимуляции. Запись с всасывающим электродом из связок между A3 и A4 в то время как пыхтя воздуха при церки (А). Запись от первичных Cercal нейронов с всасывающим электродом в то время как ни физически, потирая (B 1) или предоставление воздушных затяжек (B 2) приводит к быстрому всплесками активности в церка нерва. Электрически стимулируя Cercal нерв производит ответов в связок (
Discussion
Одной из причин для экспонирования методы для этого классического подготовки является то, что система церки был и остается активной областью исследований в решение вопросов развития нервной схемы, а также вопросы, касающиеся ремонта синаптической и регенерации 26-31. Любой способ вызывая активность в таракана брюшной нервной могут быть использованы для изучения влияния фармакологических средств или инсектицидов на функции нервной системы. Эти эксперименты сделано простым растворением нейроактивные химических веществ в растворе. Обменявшись это решение с нормальным купания среде, изменения в вызванной или спонтанной активности может наблюдаться во время записи от связок или двигательного нерва, чтобы дать последовательную считывание эффекта химического вещества на функцию ЦНС.
Как и во всех нейрофизиологических экспериментов распространенной проблемой является электрический шум. Вероятно, самый важный фактор в качестве сигнала для этих препаратов яс всасывающий электрод печать на ткани нерва. Уплотнение, которое не полностью привлечь в церка нерва или связки идеально. Записи могут также быть сделаны с двумя электродами крюка, помещенных под нерва мозга и изоляции VNC смесью минерального масла и вазелина. Смесь может быть загружен в шприц и исключен вокруг нервной цепочки 32. Также осторожны рассечение так же важно, здесь, как и в любой подготовки ЦНС. Некоторые могут легче получить доступ к ЦНС рассечением спинной кутикулы. В то время как это уменьшает возможность повреждения брюшной нервной он может быть более трудно удалить все внутренние органы с помощью этого подхода.
Это не описано здесь, но этот препарат поддается внутриклеточной регистрации в гигантских интернейронов 32,33. Весь нервный тяж также могут быть удалены для размещения нескольких записи и стимулирующие электроды одновременно. На самом деле исследования антенной доле, грибной боду, и другие передние структуры ЦНС продолжается 34-35. В то время как таракан ЦНС продолжает проливать свет на современном нейробиологических исследований именно этот препарат является достаточно простым для использования в студенческих академических лабораториях.
Disclosures
Авторы заявляют, что нет никаких конфликтов интересов.
Acknowledgments
Мы благодарим Hyewon Купер для иллюстраций.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Reagent | |||
| Sylgard | Dow Corning | 182 silicone kit | 182 silicone elastomer kit |
| NaCl | Sigma-Aldrich | S7653 | |
| KCl | Sigma-Aldrich | P9333 | |
| CaCl2 | Sigma-Aldrich | C5670 | |
| NaH2PO4•2H2O | Sigma-Aldrich | 71505 | |
| Na2HPO4•7H2O | Sigma-Aldrich | S9390 | |
| NaOH | Sigma-Aldrich | 221465 | To adjust pH |
| HCl | Sigma-Aldrich | H1758 | To adjust pH |
| Material Name | |||
| Dissecting tools | World Precision Instruments | assortment | |
| Insect Pins | Fine Science Tools, Inc | 26001-60 | |
| Dissecting microscope | World Precision Instruments | PZMIII-BS | |
| Glass electrodes | Sigma-Aldrich | CLS7095B5X | Box of 200, suction electrodes |
| Micromanipulator | World Precision Instruments | MD4-M3-R | Can fix for base or on a metal rod |
| Silver wire (10/1,000 inch) | A-M Systems | 782500 | |
| Computer | any company | ||
| AC/DC differential amplifier | A-M Systems | Model 3000 | |
| PowerLab 26T |  AD Instruments |
27T | |
| Head stage | AD Instruments |
Comes with AC/DC amplifier | |
| LabChart7 | AD Instruments |
||
| Electrical leads | any company | ||
| Glass tools | make yourself | For manipulating nerves | |
| Cable and connectors | any company | ||
| Pipettes with bulbs | Fisher Scientific | 13-711-7 | Box of 500 |
| Beakers | any company | ||
| Wax or modeling clay | any company or local stores | ||
| Stimulator | Grass Instruments | SD9 or S88 | |
| Plastic tip for suction electrode | local hardware store (Watt's brand) | ¼ inch OD x 0.170 inch ID | Cut in small pieces. Pull out over a flame and cut back the tip to the correct size. |
References
- Full, R. J., Tu, M. S. Mechanics of a rapid running insect: two-, four- and six-legged locomotion. J. Exp. Biol. 156, 215-231 (1991).
- Ritzmann, R. E., Tobias, M. L., Fourtner, C. R. Flight activity initiated via giant interneurons of the cockroach: Evidence for bifunctional trigger interneurons. Science. 210, 443-445 (1980).
- Libersat, F., Camhi, J. M. Control of cercal position during flight in the cockroach: a mechanism for regulating sensory feedback. J. Exp. Biol. 136, 483-488 (1988).
- Ganihar, D., Libersat, F., Wendler, G., Cambi, J. M. Wind-evoked evasive responses in flying cockroaches. Journal of Comparative Physiology. A, Sensory, Neural, and Behavioral Physiology. 175, 49-65 (1994).
- Pipa, R. aD., F, The American Cockroach. , Chapman and Hall. 175-216 (1981).
- Westin, J., Langberg, J. J., Camhi, J. M. Responses of giant interneurons of the cockroach; Periplaneta americana to wind puffs of different directions and velocities. Journal of Comparative Physiology A: Neuroethology, Sensory, Neural, and Behavioral Physiology. 121, 307-324 (1977).
- Camhi, J. M., Tom, W., Volman, S. The escape behavior of the cockroach Periplaneta americana. J. Comp. Physiol. A Neuroethol. Sens. Neural Physiol. 128, 203-212 (1978).
- Nicklaus, R. Die Erregung einzelner Fadenhaare von Periplaneta americana in Abhängigkeit von der Grösse und Richtung der Auslenkung. Z. Vgl. Physiol. 50, 331-362 (1965).
- Westin, J. Responses to wind recorded from the cercal nerve of the cockroach Periplaneta americana. J. Comp. Physiol. A Neuroethol. Sens. Neural Physiol. 133, 97-102 (1979).
- Ritzmann, R. E. Neural Mechanisms of Startle Behavior. , Plenum Press. 93-131 (1984).
- Ritzmann, R. E., Pollack, A. J. Identification of thoracic interneurons that mediate giant interneuron-to-motor pathways in the cockroach. J. Comp. Physiol. A Neuroethol. Sens. Neural Physiol. 159, 639-654 (1986).
- Plummer, M. R., Camhi, J. M. Discrimination of sensory signals from noise in the escape system of the cockroach - the role of wind acceleration. J. Comp. Physiol. 142, 347-357 (1981).
- Bullock, T. H. Neural Mechanisms of Startle Behavior. , Plenum Press. 1-14 (1984).
- Pollack, A. J., Ritzmann, R. E., Watson, J. T. Dual pathways for tactile sensory information to thoracic interneurons in the cockroach. J. Neurobiol. 26, 33-46 (1995).
- Atwood, H. L., Wiersma, C. A. Command interneurons in the crayfish central nervous system. J. Exp. Biol. 46, 249-261 (1967).
- Olson, G. C., Krasne, F. B. The crayfish lateral giants as command neurons for escape behavior. Brain Res. 214, 89-100 (1981).
- Comer, C. M. Analyzing cockroach escape behavior with lesions of individual giant interneurons. Brain Res. 335, 342-346 (1985).
- Comer, C. M., Dowd, J. P., Stubblefield, G. T. Escape responses following elimination of the giant interneuron pathway in the cockroach, Periplaneta americana. Brain Res. 445, 370-375 (1988).
- Keegan, A. P., Comer, C. M. The wind-elicited escape response of cockroaches (Periplaneta americana) is influenced by lesions rostral to the escape circuit. Brain Res. 620, 310-316 (1993).
- Casagrand, J. L., Ritzmann, R. E. Biogenic amines modulate synaptic transmission between identified giant interneurons and thoracic interneurons in the escape system of the cockroach. J. Neurobiol. 23, 644-655 (1992).
- Roeder, K. D. Organization of the ascending giant fiber system in the cockroach, Periplaneta americana. J. Exp. Zool. 108, 243-261 (1948).
- Ramos, R. L., Moiseff, A., Brumberg, J. C. Utility and versatility of extracellular recordings from the cockroach for neurophysiological instruction and demonstration. J. Undergrad. Neurosci. Educ. 5, (2007).
- Oakley, B., Schafer, R. Experimental neurobiology. , University of Michigan Press. Ann Arbor. (1978).
- Welsh, J. H., Smith, R. I., Kammer, A. E. Laboratory exercises in invertebrate physiology. , Burgess Publishing Company. Minneapolis. (1968).
- Leksrisawat, B., Cooper, A. S., Gilberts, A. B., Cooper, R. L. Muscle receptor organs in the crayfish abdomen: a student laboratory exercise in proprioception. J. Vis. Exp. (45), e2323 (2010).
- Bacon, J. P., Blagburn, J. M. Ectopic sensory neurons in mutant cockroaches compete with normal cells for central targets. Development. 115, 773-784 (1992).
- Blagburn, J. M. Co-factors and co-repressors of Engrailed: expression in the central nervous system and cerci of the cockroach, Periplaneta americana. Cell Tiss. Res. 327, 177-187 (2007).
- Blagburn, J. M., Gibbon, C. R., Bacon, J. P. Expression of engrailed in an array of identified sensory neurons: comparison with position, axonal arborization, and synaptic connectivity. J. Neurobiol. 28, 493-505 (1995).
- Booth, D., Marie, B., Domenici, P., Blagburn, J. M., Bacon, J. P. Transcriptional control of behavior: engrailed knock-out changes cockroach escape trajectories. J. Neurosci. 29, 7181-7190 (2009).
- Schrader, S., Horseman, G., Cokl, A. Directional sensitivity of wind-sensitive giant interneurons in the cave cricket Troglophilus neglectus. J. Exp. Zool. 292, 73-81 (2002).
- Libersat, F., Goldstein, R. S., Camhi, J. M. Nonsynaptic regulation of sensory activity during movement in cockroaches. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 84, 8150-8154 (1987).
- Stern, M., Ediger, V. L., Gibbon, C. R., Blagburn, J. M., Bacon, J. P. Regeneration of cercal filiform hair sensory neurons in the first-instar cockroach restores escape behavior. J. Neurobiol. 33, 439-458 (1997).
- Blagburn, J. M. Synaptic specificity in the first instar cockroach: patterns of monosynaptic input from filiform hair afferents to giant interneurons. J. Comp. Physiol A. 166, 133-142 (1989).
- Watanabe, H., Ai, H., Yokohari, F. Spatio-temporal activity patterns of odor-induced synchronized potentials revealed by voltage-sensitive dye imaging and intracellular recording in the antennal lobe of the cockroach. Front. Sys. Neurosci. (6), 55 (2012).
- Nishino, H., et al. Visual and olfactory input segregation in the mushroom body calyces in a basal neopteran, the American cockroach. Arthropod Struct. Dev. 41, 3-16 (2012).
- Elia, A. J., Gardner, D. R. Long-term effects of DDT on the behavior and central nervous system activity in Periplaneta americana. Pestic. Biochem. Physiol. 21, 326-335 (1984).
