Summary
Samarbejde mellem en aktiveret onkogen ligesom RAS V12 og mutationer i celle polaritet gener som skreb medføre tumorvækst i Drosophila hvor tumorceller også vise invasive adfærd. Her er en simpel protokol til fremkaldelse og observation af benigne og invasive tumorer, præsenteres.
Abstract
Drosophila har belyst vores forståelse af det genetiske grundlag for en normal udvikling og sygdom i de sidste mange årtier, og i dag fortsat bidrager enormt til vores forståelse af komplekse sygdomme 1-7. Progression af tumorer fra en godartet til en metastatisk tilstand er en kompleks begivenhed 8 og er modelleret i Drosophila for at hjælpe os til bedre at forstå det genetiske grundlag for denne sygdom 9. Her vil jeg præsentere en simpel protokol til genetisk fremkalde, observere og derefter analysere udviklingen af tumorer i Drosophila larver. Tumor induktion Teknikken er baseret på MARCM systemet 10 og udnytter samarbejdet mellem et aktiveret onkogen, Ras V12 og tab af celle polaritet gener (intim, skiver store og dødbringende giant larver) til at generere invasive tumorer 9. Jeg viser, hvordan disse tumorer kan visualiseres i intakte larver også hvordan disse kan dissekeres ud til yderligere analyse. Den forenklede protokol præsenteres her bør gøre det muligt for denne teknik til at blive udnyttet af efterforskere interesseret i at forstå den rolle, som et gen i tumor invasion.
Introduction
Progression af tumorer fra en godartet til en metastatisk tilstand er en trinvis proces, der er kendetegnet ved unddragelse af beskyttende mekanismer til stede i kroppen 8. For eksempel tumorceller i kroppen skal være i stand til at unddrage sig apoptose og immunsystemet, gennembrud de specialiserede ekstracellulære matrix (ECM) kaldet basalmembran, og overvinde eventuelle sociale kontrol, der pålægges af de omkringliggende celler 8. Det er gennem et skridt klog progression at kræftcellerne erhverve evnen til at migrere og kolonisere fjerne steder i en proces, der kaldes metastaser. Vores forståelse af, hvordan tumorceller overvinder de hindringer, der følger af kroppen er stadig i sin vorden, men det spirende billedet fra forskning udført således langt point til en gentagen brug af normale udviklingsmæssige processer og signalveje, som kræftcellerne 11-13.
Frugtfluen Drosophila melanogaster har bidraget enormt til vores understanding af normal udvikling og sygdom ved brug af avancerede genetiske teknikker udviklet i løbet af de sidste mange årtier 14-17. Brug mutagenese og overekspression redskaber, vi er ankommet til en bedre forståelse af forskellige onkogener og tumorsuppressorgener 18-22. Men tumormetastaser er et resultat af et samarbejde mellem flere genetiske læsioner, har primært været undersøgt i cellekulturmodeller 23,24 samt forskellige xenograftmodeller 25-27. Disse modeller selvom magtfulde har deres begrænsninger, da de ikke fuldstændig efterligne betingelserne findes i en levende organisme. Desuden transgene modeller til rådighed i mus er besværlige og ikke befordrende for genetisk analyse af invasiv adfærd 28,29. Adskillige undersøgelser har forsøgt at forstå invasion af tumorceller i Drosophila 30,31. Disse teknikker primært udnytter transplantation af primære tumorer til værter og så stole på at spore transplanted tumorer for invasion af tilstødende væv 32,33. En kraftfuld teknik kaldet MARCM 10 blev tilpasset af Pagliarini og Xu at modellere tumor invasion i Drosophila 9.. Denne elegante genetisk modellering af tumor invasion udnyttet samarbejdet mellem en aktiveret onkogen og tab af celle polaritet. Effekten af denne modellering ligger i det faktum, at de invasive tumorer, er skabt i en intakt organisme derved omgå behovet for transplantation af væv. For at kunne gennemføre onkogene samarbejde, er et aktiveret onkogen som Ras V12 udtrykkes i kloner af celler i larvestadiet eye-antennal disk. Som et resultat af MARCM teknik disse kloner også er markeret med grønt fluorescerende protein (GFP) til nem visualisering og gøres homozygote for cellepolaritet mutanter som dødelig giant larver, intim og skiver store. Resultatet er GFP tagged invasive tumorer i cephalic kompleks. I denne rapport Idemonstrere, hvordan at fremkalde, og visualisere disse invasive tumorer, både i forbindelse med en intakt larver og dissekeret ud cephalic kompleks. Den tumorinduktion præsenteres her udnytter reagenser på det andet kromosom Drosophila. I tabel 2, jeg giver en liste over bestande på X og 3. kromosomer, der kan udnyttes til samme formål. Jeg tror, at denne forenklede protokol vil gøre denne teknik let tilgængelige for forskere interesseret i at forstå det molekylære grundlag for tumorprogression.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1.. Af godartede Ikke-invasive tumorer
- Brug aktier noteret i tabel 2 for forekomst af godartede tumorer.
- Forbered en starterkultur til "tester" bestand af følgende genotype: y, w, ey-FLP1, Tub-Gal80, FRT40A, Act5C> y +> Gal4, UAS-GFP
- Forbered en starterkultur til "afprøvet" bestand af følgende genotype: w; FRT40A, UAS-Ras V12 / CYO
- Saml ti kvindelige jomfruer fra "tester" lager og ti mænd fra "afprøvet" lager.
- Kryds hanner og hunner fra "tester" og "afprøvet" lager ved at placere dem begge i et hætteglas med flue mad.
- Placer kryds i en 25 ° C inkubator og lade hanner og hunner at parre sig og lægge æg i 24-48 timer.
- Kontroller hætteglassene i tilstrækkelig æg deposition og for tilstedeværelsen af første stadie larver at sikre, at kulturen ikke er ved at tørre ud.
- Tilføj et par dråber af autoklaveretdestilleret vand til kulturen for at holde den fugtig (hvis kulturen udtørring).
- Fortsætte med at overvåge den kultur og gentag trin 1.7.1 efter behov.
- Overhold vandrer tredje stadie larver under et fluorescens stereomikroskop, som beskrevet i § 3. Stk.
2. Induktion af invasive tumorer,
- Brug aktier noteret i tabel 2 for induktion af invasive tumorer.
- Brug syrevækkeren fra trin 1.2 ovenfor af følgende genotype: y, w, ey-FLP1, Tub-Gal80, FRT40A, Act5C> y +> Gal4, UAS-GFP
- Forbered en starterkultur til "afprøvet" bestand af følgende genotype: w; LGL 4 FRT40A, UAS-Ras V12 / CYO
- Saml ti kvindelige jomfruer fra "tester" lager og ti mænd fra "afprøvet" lager.
- Kryds hanner og hunner fra "tester" og "afprøvet" lager ved at placere dem begge i et hætteglas med flue fOOD.
- Placer kryds i en 25 ° C inkubator og lade hanner og hunner at parre sig og lægge æg i 24-48 timer.
- Kontroller hætteglassene i tilstrækkelig æg deposition og for tilstedeværelsen af første stadie larver at sikre, at kulturen ikke er ved at tørre ud.
- Tilføj et par dråber autoklaveret destilleret vand til kulturen for at holde den fugtig (hvis kultur er ved at tørre ud).
- Fortsat overvåge kultur for tørhed og gentag trin 2.7.1 efter behov.
- Overhold tredje stadie larver under et fluorescens stereomikroskop, som beskrevet i § 3. Stk.
3. Observation af godartede og invasive tumorer,
- Brug tredje stadie larver for godartet svulst isolation og visualisering.
- Væd en malerpensel i destilleret vand, og ved hjælp af denne malerpensel skrabe et par tredje stadie larver fra væggen af hætteglasset kultur.
- Placer larver i en depression slide med 1X PBS og derefter bruge en våd pensel skrote off enhver fødevare materiale fra larve epidermis.
- Placer larver i en petriskål og henstår ved -20 ° C fryser i 30 min for at immobilisere larve.
- Alternativ metode til at immobilisere larver hjælp FLYNAP.
- Placer en FLYNAP tryllestav dyppet i FLYNAP til hætteglasset fra 3.1.3.2 og efter at sætte hætteglasset lad sluttet hætteglas med larver stå i 30 til 40 min.
- Placer immobiliserede larve på en glasplade, tilsæt en dråbe let halogencarbon olie, dække med et dækglas og observere under et fluorescens stereomikroskop med evnen til at visualisere Green Fluorescent Protein (GFP).
- Godartet tumorbærende larver fluorescerer grønt i den forreste region, hvor cephalic kompleks er til stede.
- Vælg dag 10 larver (efter induktion) fra kulturen indstillet i trin 2 ovenfor til observation af invasive tumorer. Dag 10 larver er valgt, fordi invasiv tumorbærende larver har en udvidet lArval scene og generelt undlader at pupariate.
- Følg trin 3.1.1 til 3.1.4 undtagen i stedet for tredje stadie larver brug dag 10 larver.
- Dagen 10 invasiv tumorbærende larver fluorescerer grønt i den forreste region, hvor cephalic kompleks er til stede.
- Hvis fluorescerende mikroskop er udstyret med et digitalt kamera, så tage billeder af fluorescerende godartede og invasiv tumorbærende larver.
4.. Dissektion af Cephalic Complex og yderligere observation af godartede og invasive tumorer,
Gennemskinnelige epidermis larve gør det vanskeligt at observere graden af invasion af tumorer. Således omfanget af invasion er bedre visualiseres ved at dissekere cephalica kompleks ud af larve. Følgende trin bør udnyttes til at dissekere cephalica kompleks.
- Ved hjælp af en våd pensel vælge tredje stadie larver (for godartede tumorer) og dag 10 larver (for invasive tumorer) fra de respektive kultur hætteglas.
- Placer larver i en brønd på en dissektion skål indeholdende kold 1X PBS. Brug pensel til at skrabe eventuelle madrester fra larve epidermis.
- Overfør ren larver til en frisk godt af dissektion skål indeholdende kold 1X PBS.
- Check for tilstedeværelse af GFP-fluorescens under anvendelse af et stereomikroskop stand til at detektere fluorescens. Kassér ikke-GFP-bærende larver.
- Tilføj 1,0 ml kold 1X PBS til en frisk godt på dissektion fad og bruge en pincet overføre en larve der bærer enten godartede eller invasive tumorer (dissektion protokollen forbliver den samme for disse to typer af tumorer).
- Hold larve ned ved hjælp af en tang omkring 2/3rds fra den forreste ende.
- Brug det andet par pincet og fornuftigt at adskille den bageste 1/3rd af larve og kassér den.
- Slip det forreste 2/3rds af larve. Når trykket inde i larve frigives indholdet aflarve vil sive ud af kroppen hulrum.
- Anvend en pincet til at fjerne tarmen, fedt kroppen og andre indvendige indhold af larve, der sivede ud af kroppen hulrum.
- Brug en pincet til at holde munden krog af larve og skub det ind i larve epidermis og bruge den anden tang invertere larve helt.
- Brug pincet til forsigtigt og fjern forsigtigt fedt kroppen, spytkirtler, tarmen, den komplekse fløj disk og luftrør rør. Cephalic kompleks skulle nu være synlig fastgjort til mundingen krog inverterede larve. De hjernehalvdele og ventrale nerve ledning (VNC) vil stadig være forbundet til larvernes epidermis gennem nerverne stammer fra VNC.
- Brug en pincet til forsigtigt at bryde forbindelserne mellem cephalica nerver og larve epidermis.
- Som nerve forbindelser mellem VNC og larve epidermis er brudt og overskydende fedt kroppen og andet væv fjernes, cephalica complex ville blive klart synlige og vil blive knyttet til larve epidermis kun ved mundingen krogene.
- Cephalica kompleks kan efterlades fastgjort til larvernes epidermis hvis komplekset skal fastsættes for downstream applikationer som antistoffarvning eller til senere visualisering.
- Hvis yderligere efterfølgende anvendelser vil blive udført så cephalic komplekset kan adskilles fra larve epidermis og anbragt i en dråbe af en glycerolbaseret monterings medier til yderligere observation og analyse. Brug Vectashield som monteringsmedium.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Som et resultat af den protokol, der præsenteres her vil brugeren være i stand til at inducere godartede tumorer med overekspression af et aktiveret onkogen i larvestadiet øjet antennal imaginal disc. Brugeren vil også være i stand til at inducere invasive tumorer i øjet antennal disk ved overekspression et aktiveret onkogen i kloner af celler også mutant til cellepolaritet gen. Tumorerne let kunne visualiseres ved hjælp af en fluorescerende stereomikroskop som "grønt fluorescerende" væv i hele larver eller cefale komplekser, der er dissekeret ud af larvestadiet legemshulrum (figur 1). De godartede tumorer vil blive lokaliseret til øjet antennal skive kompleks som kloner af GFP-positive celler mens de invasive tumorer, vil resultere i massiv overvækst af tumorer og efterfølgende migration af GFP-positive invasive tumorer til VNC og andre tilstødende organer. I> 10 dage gamle larver (afledt af den invasive tumor genotype) GFP-positive og fritliggende sekundære tumorer floaTing i larvestadiet kroppen hulrum kan også observeres. Desuden mens larverne bærer godartede tumorer pupariate på tid, dem, der bærer de invasive tumorer, har en udvidet larve periode, og undlader at pupariate. Disse invasive tumor bærende larver let kunne iagttages som "giant larver" med et væskefyldt krop hulrum.
Figur 1. . Godartede og invasive tumorer i Drosophila AB venstre panel: Grøn fluorescerende larve med benigne og invasive tumorer henholdsvis AB højre panel:. Dissekerede cefale komplekser fra larver bærer enten godartede eller invasive tumorer henholdsvis A) Godartede tumorer er lokaliseret til eye-antennal. disken, hvor de er induceret. Bemærk, at GFP mærkede væv ikke har migreret til tilstødende organer somden ventrale nerve ledning (VNC). Sammenlign dette med B. B) Cephalic komplekse bærende invasive tumorer fra en dag 10 larve. Læg mærke til tilgroning af tumorvæv (grøn) og også invasion af tilstødende organer som VNC og mund kroge fra tumorvæv (angivet med en rød pil). Invasionen af de sammenhængende organer ved den invasive tumor væv er indikeret med en pil. Klik her for at se større figur .
Figur 2. En klassifikation ordning for invasive tumorer, der er baseret på omfanget af migration over VNC. Den skematiske af VNC er vist med omfanget af tumor migration afbildet med grøn farve fyld. Nummeret er forbundet medsværhedsgraden af migration er givet over hver skematiske.
| Kromosom # | Teststammen genotype | Testet stamme genotype | Henvisning | |
| Godartede tumorer | Invasive tumorer | |||
| 1 | w, Tub-Gal80, FRT19A, ey-FLP5, Act5C> y +> Gal4, UAS-GFP | w, FRT19A, UAS-Ras V12 | DLG M52 FRT19A/FM7C, UAS-Ras V12 | Pagliarini og Xu, 2003 |
| 2 | y, w, ey-FLP1, Tub-Gal80, FRT40A, Act5C> y +> Gal4, UAS-GFP | w; FRT40A, UAS-Ras V12 / CYO | w; LGL 4 FRT40A, UAS-Ras V12 / CYO | Pagliarini og Xu, 2003 |
| 3 | y, w, ey-FLP1; Act5C> y +> Gal4, UAS-GFP;FRT82B, Tub-Gal80 | w; UAS-Ras V12; FRT82B | w; UAS-Ras V12, FRT82B, scrib 1 / TM6Tb | Pagliarini og Xu, 2003 |
Tabel 2. Den genotype af bestande, der er nødvendige for at fremkalde de benigne og invasive tumorer. Alle lagre er blevet beskrevet i referencen angivet. Lagrene skal rekvireres fra laboratoriet af Tian Xu.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Kræft er en kompleks sygdom med en meget bedre forståelse i dag end tidligere. Men har brug for stadig meget, der skal læres og forklares, før vi har et fuldstændigt billede af de underliggende mekanismer. Den enkle protokol præsenteres her gør det muligt at genetisk inducere benigne og invasive tumorer i en hel organisme, og derefter studere biologien forbundet med progression af tumorer i denne model. De fleste af de eksisterende teknikker i Drosophila og andre organismer enten anvende en cellekultur baseret system til at forstå tumorgenese & metastase, eller et system, der beskæftiger transplantation af primære tumorvæv til voksne værter 23-27. Både cellebaserede og transplantation af teknikker har deres begrænsninger. For eksempel transplantation teknik er besværlig og tidskrævende og kan resultere i transplantation af ikke-tumorvæv i værten. Dette kan resultere i produktion af eksperimentelle artefakter. Endvidere celle cultUre baserede systemer er kun tilnærmelser i den virkelige miljø, der findes i en hel organisme. Denne begrænsning gør det svært at efterligne den meget vigtige tumor og interaktion mikro-miljø, der spiller en afgørende rolle i tumor progression og metastasering 34.. Teknikken præsenteres her har været anvendt med succes af flere forskergrupper at undersøge genetiske og molekylære grundlag for tumorprogression hos Drosophila. For eksempel udnytter denne teknik er det blevet påvist, at JNK både opreguleret i invasive tumorer, og er også nødvendig for udviklingen af tumorer 35,36. I en anden undersøgelse blev påvist rolle matrixmetalprotease i tumor progression i denne genetiske model 12,37.
De kritiske skridt i forbindelse med den protokol, der præsenteres her begynder med den korrekte genotype af lagre, der anvendes til induktion af benigne og invasive tumorer. Der bør udvises omhu for at sikre, at disselagrene er ikke "bryder ned". Bestandene kan regelmæssigt kontrolleres for tilstedeværelse af gule (y -) fluer som ville være tegn på en bestand sammenbrud. Dette tyder på, at FLP-Out kassette i MARCM testeren lager spontant har spejlvendt ud og dermed ville blive udtrykke Gal4 konstitutivt. Dette kan forebygges ved at holde dublerede lagre i hætteglas og ved 18 ° C. Også, som tumorerne induceres, den dag, hvor larverne skal kontrolleres for benigne og invasive tumorer, er også kritisk. Mens godartet tumor bærende larver følge en udviklingsmæssig tidslinje, der er nært ligner vildtype larver, historien med larver bærende invasive tumorer er anderledes. Invasive tumorbærende larver display forlænget larvestadiet og nogle ikke pupariate. Faktisk denne egenskab af pupariation versus mislykkedes pupariation er blevet udnyttet som et mål for invasive tumor undertrykkelse af Menut et al. 38. På grund af den udvidede larvestadietetape i invasive tumor bærende larver er det vigtigt at observere invasive tumorer omkring dag 8-10 efter induktion for de bedste resultater. På dag 8-10 nok tumor migration er sket på VNC, så det er lettere at iagttage under et stereo mikroskop. Beyond dag 10, mens tumor kan observeres, begynder det at helt opsluge VNC gør det vanskeligt at orientere cephalic kompleks i dissekerede prøver. Et andet afgørende skridt i forbindelse med visualisering af tumorer i hele larver er evnen til at immobilisere larver. Både FlyNap og reducerede temperaturer kan anvendes til at immobilisere larver som skitseret i den detaljerede protokol. Endelig, hvis de dissekerede cefale komplekser skal farves med et antistof, så dissektioner bør udføres på is og komplekser, bør fastsættes inden for tredive minutter.
Teknikken præsenteres her kan anvendes af forskere til at forstå bidrag af gener, der mistænkes for at spille en rolle i tumorudvikling.Ved hjælp af denne genetiske model et gens opregulering kan studeres in situ ved antistoffarvning-teknikker eller ved hjælp af RT-PCR. Man kan også forsøge at forstå, om et gen er nødvendigt for tumorudvikling ved anvendelse af denne model i kombination med mutationer for det pågældende gen eller RNAi reagenser. For eksempel kan en RNAi reagens i et gen, der skal testes for tumorsuppression være til stede på 3. kromosomet. I dette tilfælde testeren og testet lager kombination til kromosom 2 kan anvendes (tabel 2) efter RNAi pejling 3. kromosom er blevet krydset ind i testet lager. Når dette er opnået, så testeren og afprøvet materiel til kromosom 2 kan krydses og undertrykkelse af invasive tumorer analyseres. En undertrykkelse af invasive tumor fænotype vil foreslå et gen engagement i den invasive proces. Dog kan undertrykkelsen af den invasive fænotype ikke være helt penetrant, og det er grunden til, at jegfremlægge en klassificering ordning for invasive tumorer, der er baseret på omfanget af migrationen af tumorer over VNC (Figur 2). Udnytte denne klassifikation ordning kan man nemt sammenligne invasive tumorer til invasive tumorer, hvor et gen der mistænkes for at være involveret i invasion er blevet slået ned. Analyse af flere cefale komplekser kan give et bedre indblik i omfanget af invasive adfærd undertrykkelse.
Mens protokollen fremlagt her, kan anvendes i kombination med knockdown af én eller to gener at studere gener effekt på tumorprogression ville samtidige knockdowns mere end to gener være teknisk vanskeligt at opnå. Endelig blev en modifikation af denne teknik anvendes af Wu et al. 39 at forstå virkningerne af sammenstiller aktiveret onkogen-udtrykkende celler mod celler, der var mutant for celle polaritet gener. Teknikken af Wu var en modifikation på niveau med genetiske reagenser T et al.owever eksperimentet udnyttede dissektion af cefale komplekser til visualisering af tumorer. Således metode til at dissekere cefale komplekser præsenteret her kan være nyttige for forskere, der forsøger at udnytte den modificerede teknik præsenteret af Wu et al. Samt.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Jeg har intet at afsløre.
Acknowledgments
Forskning i mit laboratorium er støttet af wku Biologisk Institut opstart midler, wku Research Foundation RCAP-Jeg giver # 11-8032 og et KBRIN-OMRÅDE tilskud finansieres via en forælder bevilling fra National Institute of General Medical Sciences i National Institutes Sundhedsstyrelsen under tildeling nummer 5P20GM103436-13. Jeg vil også gerne anerkende Dr. Tian Xu, i hvis laboratorium Jeg blev introduceret til denne teknik, og Dr. Raymond Pagliarini der først etableret denne teknik i Xu laboratoriet.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 10X PBS (phosphate buffered saline) pH 7.2 stock solution | Invitrogen, Sigma Aldrich | ||
| Chilled 1X PBS pH7.2 working solution | Invitrogen, Sigma Aldrich | Make fresh and refrigerate, can be used up to a week | |
| Flynap | Carolina Biologicals | Fly anesthesia needed to anesthetize larvae | |
| Fixative | 0.1M PIPES, pH 7.2, 4% Paraformaldehyde | Needed to fix the dissected cephalic complex | |
| Ice Bucket | Several | Maintain solutions on ice. Also, dissect cephalic complex in chilled 1X PBS and then place on ice in an Eppendorf tube | |
| 1.7ml Eppendorf tube | Various | ||
| Glass slides, cover glass | Fisher Scientific | ||
| Vectashield Mounting Media or any other mounting media | Vector Laboratories | ||
| Halocarbon 200 or 700 Oil | Polysciences Inc. or Halocarbon.com | Halocarbon 200 is used to mount the larvae for visualization on a fluorescence stereoscope | |
| Sally Hansen "Hard as Nails" nail polish | Can be found at any general merchandise store | Needed to seal the edges of Coverslip | |
| A Leica MZ16.5 fluorescence stereomicroscope or any other fluorescence stereomicroscope | Leica and others | Needed to observe the GFP fluorescence in larvae | |
| Dumont #5 forceps | Fine Science Tools | ||
| Pyrex 9 well spot plate or any other dissection dish | Sigma Aldrich | ||
| Paint Brush | Can be found at any general merchandise store | ||
| Table 1. Materials needed to perform the experimental protocol presented in this article. | |||
References
- Bale, A. E. Hedgehog signaling and human disease. Annu Rev Genomics Hum Genet. 3, 47-65 (2002).
- Bier, E., Bodmer, R. Drosophila, an emerging model for cardiac disease. Gene. 342, 1-11 (2004).
- Coombs, G. S., Covey, T. M., Virshup, D. M. Wnt signaling in development, disease and translational medicine. Curr Drug Targets. 9, 513-531 (2008).
- Gistelinck, M., Lambert, J. C., Callaerts, P., Dermaut, B., Dourlen, P. Drosophila models of tauopathies: what have we learned. Int J Alzheimers Dis. 2012, 970980 (2012).
- Marsh, J. L., Thompson, L. M. Drosophila in the study of neurodegenerative disease. Neuron. 52, 169-178 (2006).
- Reiter, L. T., Bier, E. Using Drosophila melanogaster to uncover human disease gene function and potential drug target proteins. Expert Opin Ther Targets. 6, 387-399 (2002).
- Valenta, T., Hausmann, G., Basler, K. The many faces and functions of beta-catenin. EMBO J. 31, 2714-2736 (2012).
- Hanahan, D., Weinberg, R. A. Hallmarks of cancer: the next generation. Cell. 144, 646-674 (2011).
- Pagliarini, R. A., Xu, T. A genetic screen in Drosophila for metastatic behavior. Science. 302, 1227-1231 (2003).
- Wu, J. S., Luo, L. A protocol for mosaic analysis with a repressible cell marker (MARCM) in Drosophila. Nat Protoc. 1, 2583-2589 (2006).
- Boccaccio, C., Comoglio, P. M. Invasive growth: a MET-driven genetic programme for cancer and stem cells. Nat Rev Cancer. 6, 637-645 (2006).
- Srivastava, A., Pastor-Pareja, J. C., Igaki, T., Pagliarini, R., Xu, T. Basement membrane remodeling is essential for Drosophila disc eversion and tumor invasion. Proc Natl Acad Sci U S A. 104, 2721-2726 (2007).
- Wang, W., Eddy, R., Condeelis, J. The cofilin pathway in breast cancer invasion and metastasis. Nat Rev Cancer. 7, 429-440 (2007).
- Brand, A. GFP as a cell and developmental marker in the Drosophila nervous system. Methods Cell Biol. 58, 165-181 (1999).
- Brand, A. H., Dormand, E. L. The GAL4 system as a tool for unravelling the mysteries of the Drosophila nervous system. Curr Opin Neurobiol. 5, 572-578 (1995).
- Vidal, M., Cagan, R. L. Drosophila models for cancer research. Curr Opin Genet Dev. 16, 10-16 (2006).
- Parks, A. L., et al. Systematic generation of high-resolution deletion coverage of the Drosophila melanogaster genome. Nat Genet. 36, 288-292 (2004).
- Blair, S. S. Genetic mosaic techniques for studying Drosophila development. Development. 130, 5065-5072 (2003).
- Xu, T., Rubin, G. M. Analysis of genetic mosaics in developing and adult Drosophila tissues. Development. 117, 1223-1237 (1993).
- Xu, T., Wang, W., Zhang, S., Stewart, R. A., Yu, W. Identifying tumor suppressors in genetic mosaics: the Drosophila lats gene encodes a putative protein kinase. Development. 121, 1053-1063 (1995).
- Rebay, I., et al. A genetic screen for novel components of the Ras/Mitogen-activated protein kinase signaling pathway that interact with the yan gene of Drosophila identifies split ends, a new RNA recognition motif-containing protein. Genetics. 154, 695-712 (2000).
- Therrien, M., Morrison, D. K., Wong, A. M., Rubin, G. M. A genetic screen for modifiers of a kinase suppressor of Ras-dependent rough eye phenotype in Drosophila. Genetics. 156, 1231-1242 (2000).
- Albini, A., et al. A rapid in vitro assay for quantitating the invasive potential of tumor cells. Cancer Res. 47, 3239-3245 (1987).
- Zicha, D., Dunn, G. A., Brown, A. F. A new direct-viewing chemotaxis chamber. J Cell Sci. 99 (Pt 4), 769-775 (1991).
- Fidler, I. J. New developments in in vivo models of neoplasia. Cancer Metastasis Rev. 10, 191-192 (1991).
- Mueller, B. M., Romerdahl, C. A., Trent, J. M., Reisfeld, R. A. Suppression of spontaneous melanoma metastasis in scid mice with an antibody to the epidermal growth factor receptor. Cancer Res. 51, 2193-2198 (1991).
- Konantz, M., et al. Zebrafish xenografts as a tool for in vivo studies on human cancer. Ann N Y Acad Sci. 1266, 124-137 (2012).
- McIntyre, R. E., vander Weyden, L., Adams, D. J. Cancer gene discovery in the mouse. Curr Opin Genet Dev. 22, 14-20 (2012).
- Mattison, J., vander Weyden, L., Hubbard, T., Adams, D. J. Cancer gene discovery in mouse and man. Biochim Biophys Acta. 1796, 140-161 (2009).
- Miles, W. O., Dyson, N. J., Walker, J. A. Modeling tumor invasion and metastasis in Drosophila. Dis Model Mech. 4, 753-761 (2011).
- Stefanatos, R. K., Vidal, M. Tumor invasion and metastasis in Drosophila: a bold past, a bright future. J Genet Genomics. 38, 431-438 (2011).
- Beaucher, M., et al. Drosophila brain tumor metastases express both neuronal and glial cell type markers. Dev Biol. 301, 287-297 (2007).
- Beaucher, M., Hersperger, E., Page-McCaw, A., Shearn, A. Metastatic ability of Drosophila tumors depends on MMP activity. Dev Biol. 303, 625-634 (2007).
- Joyce, J. A., Pollard, J. W. Microenvironmental regulation of metastasis. Nat Rev Cancer. 9, 239-252 (2009).
- Igaki, T., Pagliarini, R. A., Xu, T. Loss of cell polarity drives tumor growth and invasion through JNK activation in Drosophila. Curr Biol. 16, 1139-1146 (2006).
- Uhlirova, M., Jasper, H., Bohmann, D. Non-cell-autonomous induction of tissue overgrowth by JNK/Ras cooperation in a Drosophila tumor model. Proc Natl Acad Sci U S A. 102, 13123-13128 (2005).
- Uhlirova, M., Bohmann, D. JNK- and Fos-regulated Mmp1 expression cooperates with Ras to induce invasive tumors in Drosophila. EMBO J. 25, 5294-5304 (2006).
- Menut, L., et al. A mosaic genetic screen for Drosophila neoplastic tumor suppressor genes based on defective pupation. Genetics. 177, 1667-1677 (2007).
- Wu, M., Pastor-Pareja, J. C., Xu, T. Interaction between Ras(V12) and scribbled clones induces tumour growth and invasion. Nature. 463, 545-548 (2010).
