Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Environment

Técnica de Estudos de Artrópodes e comunidades microbianas dentro Árvore Tecidos

Published: November 16, 2014 doi: 10.3791/50793

Introduction

Floema e casca tecidos de coníferas são hospedeiras de milhares de organismos. Phloeophagy, a alimentação em tecidos do floema da casca interna, é um hábito normalmente associado com besouros, woodborers, e vários outros táxons de invertebrados e micróbios que vivem dentro de árvores 23 besouros. (Coleoptera: Curculionidae) desenvolver e viver dentro de floema, exceto para períodos curtos quando os adultos procuram novas árvores hospedeiras. 31 Casca besouros têm sido extensivamente estudadas devido aos seus impactos econômicos sobre árvores 18,19, mas observações comportamentais dos insetos dentro de materiais de árvores têm sido limitadas. 4 Além disso, as galerias construídas por besouros tornar-se o habitat de uma infinidade de espécies. 11 Um vasto número de fungos, bactérias 30 3, ácaros e nematóides 10,21, 16,19, juntamente com outros artrópodes predadores e parasitas 22,24 habitam o material floema. As técnicas fornecidas aquipermitem a observação direta de besouros, ácaros e brocas de madeira que normalmente vivem em ambientes subcorticais. Ligeiras alterações ao protocolo pode ser feita para estudar os fungos e bactérias.

Besouros e organismos associados, dentro dos tecidos de árvores foram estudadas utilizando um "sanduíche floema." O uso precoce dessa técnica podem ser encontrados na literatura, que remonta a 1933, quando foi usado para observar os estádios larvais de Douglas-fir beetle (Dendroctonus pseudotsugae). 2 O sanduíche floema passou por muitas derivações como diferentes materiais se tornaram disponíveis. Originalmente, este dispositivo consistia de um pedaço de floema colocado entre duas placas de vidro, pressionadas em conjunto por bandas elásticas. 2 Mais tarde, grampos, fita adesiva, cola, plástico, e outros materiais têm sido utilizados na construção da sanduíche. 13,14 , 15,17,26,28 O protocolo descrito aqui oferece melhorias sobre alguns dos projetos anteriores. Por exemplo, emAntigamente, as espécies de teste foram inseridos no lado da sanduíche, entre as placas de vidro ou de plástico. Isto restringiu a construção de galerias para uma direção. A utilização de orifícios de entrada na placa de topo permite uma maior liberdade para a espécie de ensaio para iniciar galeria construção natural. Uma outra vantagem do protocolo apresentado é o seu desenho simplificado, que pode ser facilmente construída com poucas ferramentas. O uso do sanduíche floema permitiu observações diretas do comportamento alimentar, reprodução, desenvolvimento e interações de organismos que de outra forma não teria sido possível. 1,5, 22 Este método também é uma excelente ferramenta para a K-12 educação e ciência programas e exibida.

Existem várias subtilezas na criação de uma sanduíche de floema que são difíceis de interpretar a partir ou não relatada em manuscritos. Cremos que um (isto é, vídeo) Descrição visual da produção de um sanduíche de floema é necessário e seriade valor para os cientistas e educadores interessados ​​em estudar organismos phloeophagous. Nosso protocolo fornece uma maneira simples e barata para observar artrópodes, micróbios e outros organismos que habitam os tecidos do floema.

Protocol

1. Floema Seleção e remoção de árvore

  1. Escolha uma árvore com características particulares. Colete floema de pinheiros (ou seja, árvores do gênero Pinus), como eles têm uma camada distinta floema que é de vários milímetros de espessura. 18,27 Uma vez que uma árvore está localizado que tem poucos ramos mais baixos, verifique se existem outros defeitos, tais como ataques de insetos e / ou patógenos. Como alternativa, use floema de outras árvores coníferas, como abetos em sanduíches floema. 9 Outras espécies árvores pode ser adequado para a remoção do floema, como madeiras.
    NOTA: As árvores coníferas com grandes coroas têm tipicamente o mais grosso tecido floema. Para maximizar a quantidade de floema, o melhor é cortar árvores que têm poucos defeitos e galhos no tronco (fuste). Espécies de pinus que são obra de auto-poda melhor. Floema é tipicamente mais espesso durante a estação de crescimento e é mais espessa mais acima no tronco do que perto do chão. Floema às vezes é difícil remove das árvores durante o outono ou inverno.
  2. Cortar uma árvore para baixo ou usar os logs recentemente cortadas para obter floema. Escolha uma direção de queda que irá minimizar os danos à árvore, bem como árvores próximas. Ramos cortar o tronco para facilitar o acesso a materiais de casca durante a remoção do floema.
  3. Uma vez que uma árvore é cortada (derrubadas; caiu no chão) começar a raspar a casca do tronco com uma lâmina afiada empate (Fig 1A.). Raspe uma área da casca fora até que a camada de floema é atingido.
    NOTA: A camada de floema é tipicamente de cor mais clara (por exemplo, cor de creme) e úmido, enquanto a casca externa é mais seco e de cor mais escura (Fig 1B.). Tome especial cuidado para não raspar o floema. A área raspada da casca depende do tamanho da peça (s) necessária floema.
  4. Depois que a casca é removida, cortar um esboço da peça floema com uma faca afiada. Certifique-se que a faca corta todo o caminho para o xilema (Fig. 2A).
  5. Para remover o floema, começar em um canto da peça floema usando os dedos para descascar cuidadosamente de volta o floema. Use uma faca para ajudar a raspar o floema fora do xilema. Continue puxando o floema fora até que toda a peça é removida.
    NOTA: Floema normalmente descasca fora da árvore mais fácil no verão. Para floema que é extremamente difícil de remover, uma ferramenta em forma de espátula pode auxiliar no esforço.
  6. Coloque o pedaço floema imediatamente em um saco estéril. Para melhores resultados, feche o saco de vácuo (Fig. 2B) ou, se o uso de sacos Ziploc, retire todo o ar do saco. Isto aumenta a longevidade do floema. Opcionalmente, colocar várias peças de floema em um saco. Floema loja em sacos hermeticamente fechados ligeiramente acima de zero (entre 1 e 10 ° C) para manter a sua frescura.

2. Criar o sanduíche Floema

  1. Corte dois pedaços iguais de acrílico transparente, policarbonato ou material similar duro, claro (por exemplo, vidro), um pouco grander que o pedaço de floema (Fig. 2C). Redondo as bordas do acrílico para prevenir os cantos de rasgar o selo Parafilm. Este protocolo usa um 1/8 em. Acrílico transparente de espessura.
    NOTA: O tamanho das peças cortadas depende das necessidades do organismo e sujeito a duração do estudo. Por exemplo, um par de besouros utiliza 4 dm 2 de floema durante um período de meses, mas só vai precisar de um dm 2 se o estudo tem lugar dentro de alguns dias.
  2. Perfurar um furo em uma das peças de acrílico para permitir a entrada de organismo (s) de estudo. O tamanho e número de furos depende dos objectivos (Fig. 2D).
  3. Antes de colocar o floema entre as peças de acrílico, esterilizar a superfície de acrílico (com> 70% de etanol), ou, se estiver usando o novo acrílico, retire a película protetora.
  4. Coloque o pedaço de queijo fresco de floema entre as peças acrílicas estéreis. Oriente a parte acrílica com o furo (s) no lado interior ou exterior do floema, whichever é necessária. Tipicamente, voltado para a parte exterior do floema (lado que tinha nele casca) para os orifícios de entrada.

3. Vedação da Sandwich Floema

  1. Para criar um selo temporário em torno da sanduíche floema, em utilizar 2. Parafilm tiras largas puxados em torno dos bordos da sanduíche de floema (Fig. 2C). Como alternativa, usar um envoltório de cloreto de polivinilideno para selar as arestas. 6 Em seguida, colocar um grampo de cada lado da sanduíche para espremer o acrílico para o floema. Certifique-se que toda a superfície é apertado para baixo para evitar o espaço aéreo entre o acrílico e floema (Fig 2C). Se não fixada corretamente, as amostras podem mover-se entre o acrílico e floema.
  2. Para criar um selo semi-permanente adicionar um epoxi ou vaselina não-colagem em torno do floema. Certifique-se de que o material envolve completamente o floema. Em seguida, use grampos ou parafusos com parafusos (pode precisar de fazer furos antes do tempo) para manter o acrílico apertado ao floema.Os sanduíches apenas permanecer viáveis ​​por até um ou dois meses.
  3. Dependendo das necessidades de oxigénio dos organismos de estudo, adicionar um filtro de ar em um ou mais lados da sanduíche. Isto irá permitir que o ar a entrar na sanduíche floema, mas limitar a perda de água a partir do floema. Nós usamos filtros de carvão simples que também reduzem o risco de contaminação fúngica e bacteriana.
  4. Para as amostras de estudo que exigem a entrada e saída à vontade, substituir uma das peças de acrílico com madeira ou material similar que um inseto pode penetram. Isto é particularmente importante para a observação das sondas de madeira, porque, depois de o seu estado larval é completado na camada de floema, em seguida, eles perfuram o xilema.
  5. Para evitar cobaias de sair dos orifícios de entrada, coloque pequenas placas de petri (ou outros objetos, fita) sobre os buracos, fuga de bloqueio. Desde organismos que residem nesses espaços são habituar a níveis baixos de luz, pode ser necessário colocar os sanduíches em um quarto escuro ou caixa, ou o lugarmaterial de paque em cima para bloquear a luz.

4. Observando organismos no Sandwich Floema

  1. Introduzir espécimes de estudo no orifício de entrada do sanduíche floema (Fig. 2D). Observe as amostras usando um microscópio de dissecação sob uma luz vermelha ou luz branca fixada em um nível baixo (Fig. 2E).
  2. Para gravar as atividades ou o crescimento de espécimes dentro do sanduíche floema anexar uma câmera ou câmera de vídeo para o microscópio. Anexar câmeras de vídeo especiais para a ocular do microscópio (Fig. 2E & F). Por muito pequenos organismos, como ácaros, nematóides e pseudoscorpions, use uma câmera de vídeo de alta definição acoplada ao microscópio.
  3. Para gravar sons, microfones inserir dentro do orifício de entrada do floema sanduíche ou através do lado da sanduíche de floema. Uma vez que o orifício de entrada é pequena, utilizar um pequeno microfone tal como um microfone de condensador de electreto.
  4. Para gravar a partir do lado ou a superfície deo floema sanduíche usar um elemento piezo (Fig. 3B). Para reproduzir o som, use o mesmo elemento piezo ou anexar um transdutor tátil (excitador) para a superfície da parte superior ou inferior do acrílico.

Representative Results

O protocolo descrito acima irá permitir que um investigador observar os organismos que vivem no ambiente críptico por baixo da casca de uma árvore. Para ilustrar o uso desta técnica, descrevemos um estudo representativo de nosso laboratório que usa esta técnica. 12 Nesta experiência, sanduíches floema foram usados ​​para observar os efeitos de tratamentos acústicos na produção de descendência, distância de tunelamento, ea sobrevivência de besouros (Fig . 2E e 2F). A observação directa dos besouros, tornada possível pela utilização de uma sanduíche de floema, revelaram várias conclusões interessantes. Em primeiro lugar, nós gravamos distâncias tunelamento diárias, marcando a localização dos besouros no acrílico com um marcador a cada 24h. Este processo revelou diferenças significativas entre os tratamentos de som que teriam sido escondidos sem o sanduíche floema. Em seguida, observou-se uma redução na produção de ovos com determinados tratamentos de som. A natureza móvel do sanduíche floema permitiu eobservações gg para ser concluída sob um microscópio de dissecação, sem perturbar os besouros. Durante estas observações, capturado, que o comportamento do ovo besouro com uma câmera de alta definição acoplada ao microscópio. Outras observações notáveis ​​incluíram o assassinato de companheiros eo início de voo associado com tratamentos acústicos particulares. O ensaio sanduíche floema foi crucial para o nosso estudo das respostas besouro casca para tratamentos acústicos. Estas descobertas, o que seria impossível observar debaixo da casca de uma árvore, são contribuições valiosas para o desenvolvimento de opções de gestão para combater surtos casca do besouro.

A Figura 1
Figura 1. A) Ferramentas necessárias para remover a casca da árvore. Itens 1 e 2 são lâminas de tração usados ​​para raspar casca fora da árvore. Os itens 3 (machado) e 4 (pull-serras) são úteis para remover galhosárea de barbear próximo. B) O uso de lâmina empate para remover a casca de árvore. Observe a cor da luz do floema por baixo da casca avermelhada.

A Figura 2
Figura 2. A) Remoção de floema após casca foi raspado de árvore. B) floema fresca armazenada em saco selado a vácuo. C) sanduíche Floema com grampos segurando as peças de acrílico em conjunto e Parafilm em torno das bordas para evitar a contaminação e dessecação de floema. D ) Besouro de casca buraco perto perfurado em acrílico. E) que usam o microscópio para observar sanduíche floema. exibição F) Vídeo de besouros dentro sanduíche floema.

A Figura 3
Figura 3. B) A gravação ea reprodução de som absorvente. Através de um transdutor piezo-elétrico (centro da foto) para besouros montanha de pinheiros dentro de sanduíche floema.

Discussion

O sanduíche floema permite a introdução e observação de artrópodes, micróbios e outros pequenos organismos que habitam os tecidos do floema 1,7,8,9,17,18 Esta técnica tem resultado em novas descobertas e uma melhor compreensão dos comportamentos., Vida traços de história, desenvolvimento e interações de organismos dentro do floema da árvore. 1,5,10 O protocolo sanduíche descrito aqui é um híbrido de projetos anteriores, e irá fornecer um sanduíche econômico que é facilmente construído com equipamentos e materiais mínima. As peças de vidro, acrílico ou policarbonato podem ser reutilizados, e os únicos materiais de consumo são o Parafilm e floema.

Apesar de todas as etapas do protocolo são importantes, algumas etapas devem ser seguidas estritamente para garantir o mais alto grau de sucesso. Em primeiro lugar, uma árvore deve ser localizada, que tem uma parte do fuste livre, ou relativamente livre, de ramos. As árvores que têm muitos ramos são difíceis de fazer a barba e vontade yalgumas peças do floema viáveis ​​ield, como todos os ramos devem ser cortados em torno ao remover o floema. Em seguida, é importante para minimizar a exposição ao ar do floema. Nós rapidamente colocar cada peça floema em um saco em cima da remoção. Depois de 3-6 peças são removidos, eles são transferidos para um saco selado a vácuo; usamos um inversor de potência para executar o aferidor de uma bateria de veículo no campo. Por último, saneantes as peças acrílicas e limpeza geral ao executar este protocolo irá reduzir o crescimento de fungos no sanduíche. Isto é especialmente importante para as observações estendidos.

Como mencionado acima, existem limitações do aparelho de sanduíche floema. Uma vez que a camada de floema é fina, apenas pequenos organismos que normalmente permanecem no floema pode ser introduzido na sanduíche. Insetos maiores, como brocas de madeira (ou seja, Buprestid, espécies Cerambycid) pode ser introduzido e observados para as fases iniciais do seu ciclo de vida. Este prazo é geralmente limitada a dois paratrês semanas; após este ponto as larvas necessitam de madeira xilema para perfurar para pupação. Em contraste, para besouros, especialmente aqueles no gênero Ips, um ciclo de vida completo pode ser observado, inclusive acasalamento, eclosão dos ovos, alimentação, pupating e eclosão em um besouro adulto. Neste ponto, a viabilidade da sanduíche é normalmente esgotado devido à dessecação e crescimento de fungos. 28 Além disso, este aparelho não permite a insectos livremente e colonizam naturalmente ou sair do floema sanduíche. 27

Nosso protocolo é flexível em termos de tamanho, forma, e tipo de floema utilizado. Estudos curtos exigem menos material floema e tamanho sanduíche pode ser adaptado em conformidade. Muitas espécies de coníferas foram utilizados como doadores de floema em um sanduíche floema (por exemplo, ponderosa pine 12, Douglas-fir 2, abeto 29, Pinus taeda 27, longleaf pinho 27). Materiais do sanduíche também pode ser alterada; para examplas, placas de vidro podem ser utilizados em vez de acrílico e epoxi ou fita, em vez de Parafilm.

A parte mais difícil deste protocolo é o processo de remoção do floema. Árvores ao lado da outra podem diferir em quão difícil seu floema é remover. Quando uma árvore tem floema difícil, paciência é fundamental. Nestes casos, executar cuidadosamente uma faca entre o xilema duro e floema esponjoso. Este processo se sente literalmente como esfola a árvore.

Depois de dominar a técnica básica sanduíche, alterações ao protocolo pode ajudar a necessidades específicas de ajuste. Por exemplo, por aperfeiçoar as técnicas necessárias para remover o floema, pedaços maiores podem ser removidos e usados ​​para criar sanduíches maiores. Além disso, alterações podem ser feitas para acomodar instrumentos específicos, por exemplo, furos adicionais para monitorar as emissões químicas (Fig. 3), ou gravar ou reproduzir sons (Fig. 3B). As modificações podem ser feitas para permitir a preservação de semi-permanente do floema e seu órgãoismos, ou para observações temporárias de organismos que podem mais tarde ser deixado livre.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Draw blade Big Horn Brand  20265 11” blade
Fillet Knife American Angler 30530 9” blade
Polycarbonate Nexan GE-33 0.093 in. thickness
Parafilm M Fisher Scientific S37441 2” wide
Clamps Pony Jaw Opening 3201-HT-K 4” x 1”
Vacuum Sealer  and bags FoodSaver V2840; FSFSBF0742-015 VacLoc vacuum  bags in rolls

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Aukema, B. H., Raffa, K. F. Behavior of adult and larval Platysoma cylindrical. (Coleoptera: Histeridae) and larval Medetera bistriata. (Diptera: Dolichopodidae) during subcortical predation of Ips pini (Coleoptera: Scolytidae). J Insect Behav. 17, 115-128 (2004).
  2. Bedard, W. D. The number of larval instars and the appropriate length of the larval stadia of Dendroctonus pseudotsugae. Hopk., with a method for their determination in relation to other bark beetle. J Econ Entomol. 26, 128-134 (1933).
  3. Bridges, J. R. Nitrogen-fixing bacteria associated with bark beetles. Microb Ecol. 7, 131-137 (1981).
  4. Cardoza, Y. J., Klepzig, K. D., Raffa, K. F. Bacteria in oral secretions of an endophytic insect inhibit antagonistic fungi. Ecol Entomol. 31, 636-635 (2006).
  5. Cardoza, Y. J., Moser, J. C., Klepzig, K. D., Raffa, K. F. Multipartite symbioses among fungi, mites, nematodes, and the spruce beetle, Dendroctonus rufipennis. Environ Entomol. 37, 956-963 (2008).
  6. Chen, H. -F., Salcedo, C., Sun, J. -H. Male mate choice by chemical cues leads to higher reproductive success in a bark beetle. Animal Behavior. 83, 421-427 (2012).
  7. Dodds, K. J., Graber, C., Stephen, F. M. Facultative intra guild predation by larval Cerambycidae (Coleoptera) on bark beetle larvae (Coleoptera: Scolytidae). Environmental Entomology. 30, 17-22 (2001).
  8. Franklin, R. T. A technique for studying the insect parasites of Dendroctonus frontalis. and other bark beetles (Coleoptera: Scolytidae). Journal of Georgia Entomology Society. 2, 43-44 (1967).
  9. Gries, G., Pierce, H. D. Jr, Lindgren, B. S., Borden, J. H. New techniques for capturing and analyzing semiochemicals for Scolytid beetles (Coleoptera: Scolytidae). J Econ Entomol. 81, 1715-1720 (1988).
  10. Hofstetter, R. W., Moser, J. C., McGuire, R. Observations of the mite Schizosthetus lyriformis. (Acari: Parasitidae) preying on bark beetle eggs and larvae. Entomology. News. 120, 397-400 (2009).
  11. Hofstetter, R. W. Chapter 11: Mutualists and Phoronts of the Southern Pine Beetle. United States Dept. of Agriculture Forest Service, Southern Research Station General Technical Report SRS-140. Klepzig, K. D., Coulson, R. , 161-181 (2011).
  12. Hofstetter, R. W., Dunn, D. D., McGuire, R., Potter, K. A. Using acoustic technology to reduce bark beetle reproduction). Pest Manag Sci. 70, 24-27 (2014).
  13. Hopping, G. R. Techniques for rearing Ips. De Geer (Coleoptera: Scolytidae). Can Entomol. 93, 1050-1063 (1961).
  14. Hougardy, E., Gregoire, J. -C. Cleptoparasitism increases the host finding ability of a polyphagous parasitoid species, Rhopalicus tutela (Hymenoptera: Pteromalidae). Behav Ecol Sociobiol. 55, 184-189 (2003).
  15. Kaston, B. J., Riggs, D. S. Studies on the larvae of the native elm bark beetle. J Econ Entomol. 30, 98-108 (1937).
  16. Kinn, D. N. Life cycle of Dendrolaelaps neodisetus. (Mesostigmata: Digamasellidae), a nematophagous mite associated with pine bark beetles (Coleoptera: Scolytidae). Environ Entomol. 13, 1141-1144 (1984).
  17. Kinn, D. N., Miller, M. C. A phloem sandwich unit for observing bark beetles, associated predators, and parasites. USDA FS Res. Notes SO-269. , 3 (1981).
  18. Lieutier, F., Day, K. R., Battisti, A., Gregoire, J. -C., Evans, H. F. Bark and wood boring insects in living trees in Europe, a synthesis. , Kluwer Academic Publishers. Boston, USA. 569 (2004).
  19. Massey, C. L. The influence of nematode parasites and associates on bark beetles in the United States. Bulletin of the Entomology Society of America. 12, 384-386 (1966).
  20. Moser, J. C., Roton, L. M. Mites associated with southern pine bark beetles in. Allen Parish, Louisiana. Can Entomol. 103, 1775-1798 (1971).
  21. Mills, N. J. The natural enemies of scolytids infesting conifer bark in Europe in relation to the biological control of Dendroctonus. spp in Canada. Biocontrol News Information. 4, 305-328 (1983).
  22. Nagel, W. P., Fitzgerald, T. D. Medetera aldrichii. larval feeding behavior and prey consumption [Dipt.: Dolichopodidae]. Entomophaga. 20, 121-127 (1975).
  23. Paine, T., Raffa, K., Harrington, T. Interactions among scolytid bark beetles, their associated fungi, and live host conifers. Annu Rev Entomol. 42, 179-206 (1997).
  24. Reeve, J. D. Predators of the southern pine beetle. Southern Pine Beetle II. Coulson, R. N., Klepzig, K. D. , U.S. Department of Agriculture Forest Service, Southern Research Station. Asheville, NC. 153-160 Forthcoming.
  25. Reid, R. W. The behavior of the mountain pine beetle, Dendroctonus monticolae. Hopkins, during mating, egg laying and gallery construction. Can Entomol. 90, 505-509 (1958).
  26. Taylor, A. D., Hayes, J. L., Roton, L., Moser, J. C. A phloem sandwich allowing attack and colonization by bark beetles (Coleoptera: Scolytidae) and associates. J. Entomol. Soc. Amer. 27, 101-116 (1992).
  27. Yu, C. C., Tsao, C. H. Gallery construction and sexual behavior in the southern pine beetle, Dendroctonus frontalis. Zimm. (Coleoptera: Scolytidae). Georgia Entomology Society. 2, 95-98 (1967).
  28. Yturralde, K. The Acoustic Ecology of Bark Beetles and Bed Bugs. PhD. Dissertation. , Northern Arizona University. 323 (2013).
  29. Wermelinger, B., Seifert, M. Analysis of the temperature dependent development of the spruce bark beetle Ips typographus (L.) (Col., Scolytidae). Journal of Applied Entomology. 122, 185-191 (1998).
  30. Whitney, H. S. Relationships between bark beetles and symbiotic organisms. Bark Beetles in North American Conifers. Mitton, J. B., Sturgeon, K. B. , University of Texas Press. Austin, TX. 183-211 (1982).
  31. Wood, S. L. The bark and ambrosia beetles of North and Central America (Coleoptera: Scolytidae), a taxonomic monograph. , Brigham Young University. Provo, Utah. 1359 (1982).

Tags

Ciências Ambientais Edição 93 sanduíche floema pinheiros besouros ácaros acústica floema
Técnica de Estudos de Artrópodes e comunidades microbianas dentro Árvore Tecidos
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Aflitto, N. C., Hofstetter, R. W.,More

Aflitto, N. C., Hofstetter, R. W., McGuire, R., Dunn, D. D., Potter, K. A. Technique for Studying Arthropod and Microbial Communities within Tree Tissues. J. Vis. Exp. (93), e50793, doi:10.3791/50793 (2014).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter