Summary
Отсутствие механистического понимания с повреждением спинного мозга ишемии-реперфузии препятствовало дополнительные вспомогательные вещества для предотвращения параплегия следующее высокого риска аорты операций. Таким образом, развитие животных моделей является обязательным условием. Эта рукопись демонстрирует воспроизводимый нижних конечностей паралич следующий грудной аорты окклюзии в мышиной модели.
Abstract
Фон
Нижних конечностей паралич продолжает усложнять аорты вмешательства. Отсутствие понимания основной патологии препятствовал достижения, чтобы уменьшить возникновение эту травму. Нынешняя модель демонстрирует воспроизводимый нижних конечностей паралич следующий грудной аорты окклюзии.
Методика
Взрослых самцов мышей C57BL6 анестезировали изофлуран. Через cervicosternal разрез аорты был разоблачен. Нисходящей грудной аорты и левой подключичной артерии были определены без входа в плевральной полости. Скелетизация этих артерий с последующим немедленным закрытием (Шам) или окклюзии в течение 4 мин (умеренная ишемия) или 8 мин (продлен ишемия). Стернотомия и кожа были закрыты, и мышь была передана в потепления кровати для восстановления. После восстановления, функциональный анализ не был получен в 12 час интервалами до 48 часов.
Результаты
Мыши, которые прошли фиктивные операции не показали заметного дефицита конечностей заднюю. Мыши, подвергшиеся умеренной ишемии в течение 4 мин было минимальное функциональное дефицит в 12 часов с последующим прогрессии до полного паралича через 48 часов. Мышей, подвергнутых длительной ишемии был немедленный паралич без видимого движения задних конечностей в любой точке в послеоперационном периоде. Там не было отмечено интраоперационная или послеоперационной смертности.
Вывод
Воспроизводимые нижних конечностей паралич ли немедленный или задержанный может быть достигнуто в мышиной модели. Кроме того, с помощью средний стернотомии и тщательного рассечение, высокие показатели выживаемости и воспроизводимость может быть достигнута.
Introduction
Нижних конечностей паралич продолжает усложнять торакоабдоминальной вмешательства. Травмы, известный как спинного мозга ишемии-реперфузии (SCIR), приводит к параличу у 20% пациентов с высоким риском 1. Хирургические добавки, такие как левых отделов сердца байпас, поясничных cerbrospinal канализацию жидкости, гипотермической остановки кровообращения и реимплантации межреберной артерии снизили частоту этого осложнения 2, однако слишком многие пациенты продолжают быть затронуты.
Клинически спинного ишемия мозга и реперфузионное повреждение рассматривается как либо немедленный или задержанный паралич после вмешательства 3. Тем не менее, наше понимание этой травмы не суждено было сбыться из-за отсутствия механистической подробно. В результате несколько вариантов доступны для ослабления повреждения, когда он произошел.
Таким образом, мы зачислен маленькое животное, мышиный, модель спинного ишемии мозга и реперфузии травмылучше характеризуют его патогенеза. Большинство исследований до сих пор используется более крупные животные модели для характеристики этой травмы, а именно крыса 4, кролика 5 и свинью 6 модели. Тем не менее, они ограничены по своей стоимости, сложности, переменной воспроизводимости, и, самое главное, отсутствие доступных методов для генетических манипуляций. Самый надежный из этих опубликованных животных моделях включает инфраренальной кросс зажим брюшной аорты у кроликов. Тем не менее, человеческий передней спинномозговой нейроны чаще всего получают свое кровоснабжение от более проксимальных ветвей 7. Переменная сосудистой анатомия спинного мозга в этих моделях добавляет к трудности при переходе их результаты в клиническую практику.
Эта рукопись представляет собой модель для немедленной или отложенной параплегией следующей грудной аорты окклюзии, что клинически актуальны и легко использовать. Выдержка из дуги аорты через мини sternotoмой является менее инвазивным и может вызвать очень воспроизводимые результаты с минимальным заболеваемости и смертности. Хотя эта модель в не без проблем и технических нюансов, они могут быть устранены благодаря осторожному вскрытия и обработки тканей для производства модель паралич задних конечностей, которые могут быть легко реализованы.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. Предоперационной подготовки и анестезии
- Обязательно соблюдайте стерильность на протяжении всей процедуры. Выложить все инструменты.
- Включите регулирования температуры слоя до индукции анестезии, так что он может нагреть до соответствующей температуры (36,5 ° C). Мощность на лазерной доплеровской перфузии монитора так, что он может загрузиться во время индукции.
- Наведите в индукционной камере.
- Тщательно контролировать частоту дыхания мыши во время индукции.
- Как только частота дыхания наглядно замедлился, удалите мышь от индукции камеры.
- Выполните ног щепотку оценить адекватность анестезии.
- С мышь правильно наркозом, место мыши в положении лежа на спине.
- Вставьте лицо в носовой конус и закрепите все конечности к столу отопления.
- Обратите особое внимание для того, чтобы конечностей закреплены в анатомическое положение, без deviatiна одной стороне. Если мышь неправильного расположения, трудно избежать внутренней рассечение грудной артерии во время стернотомии.
- Использование ножницы или имеющийся в продаже крем для удаления волос, удаления волос из средней линии грудной клетки и левой нижней конечности вентральной поверхности.
- При использовании удаления крем для волос, не оставлять крем на месте в течение более чем 30 секунд, как щелочные ожоги могут возникнуть.
- Titrate летучее анестезирующее концентрацию испаритель для поддержания адекватной анестезии.
- Ожидаемые испаритель фракции между 1-5%, используя изофлуран с высокой пропускной O 2.
- Летучие анестетик концентрация испаритель следует подбирать для поддержания анестезии во время хирургического стимуляции при сохранении спонтанные дыхания.
2. Ректальный зонд лазерной доплеровской Размещение
- Вставьте смазанный ректальное исследование в прямой кишке мыши. Безопасность в месте, чтобы Operating кровать.
- Отрегулируйте отопления кровать для целевой ректальной температуры 36,5 ° С.
- Сделать небольшой надрез над бедренной артерии мыши и анализировать кожу от подкожной клетчатки.
- Вставьте лазерный доплеровский зонд над бедренной артерии.
- Отрегулируйте зонда позиции до перфузии монитор не регистрирует больше 800 перфузии единиц.
- Прочно закрепите зонд на месте. Плохо закреплены датчики могут иметь измерения ложно низкие перфузии.
3. Рассечение аорты / подключичной артерии
- Сделайте 2 см разрез кожи над яремной вырезки и осторожно рассекают кожу от подкожной клетчатки.
- Рассеките подчелюстной железы бесплатно.
- Если кровотечение происходит, мягкое давление может быть применен с помощью ватного тампона.
- Разделите подчелюстной железы через срединной линии в аваскулярного плоскости.
- Аккуратно поднимите грудину щипцами и с помощью scissПРС сделать 1 см средней линии стернотомии через средней линии грудины. Любое отклонение от средней линии может привести к внутреннему кровоизлияния молочной артерии, которая будет трудно контролировать.
- Поместите 5-0 швов втягивание на каждой стороне на краю грудины и убрать грудины с боков обеспечения швов к операционной кровати. Избегайте размещения швов втягивание слишком сбоку, чтобы избежать пневмоторакса.
- Использование тупым бесплатно ремень мышцы вдоль трахеи. Левая планка мышцы можно разделить ножницами, чтобы улучшить экспозицию.
- Проанализируйте освободить тимус от окружающей ткани. Продолжить тупым до магистральных сосудов не визуализируются. Будьте предельно осторожны, чтобы предотвратить вход в плевральную полость.
- Наведите сосудистые зажимы на дуге аорты и левой подключичной артерии.
- Убедитесь дистального поток обоснованно нарушена. Это будет видно как уменьшение перфузии единиц> 90%.
- Продолжить окклюзии для Дезикрасный для 4-8 мин.
- Удалить сосудистой зажим и проверить гемостаз до закрытия груди.
4. Закрытие Стернотомия и кожи
- Удалить шва отвода на левой стороне мыши.
- Закройте стернотомии с правом шва отвода.
- Один грудины шов (с помощью ранее размещенных стежок отвода) является достаточным для грудины закрытия. Размещение другую строчку ненужно и увеличивает риски пневмоторакса и кровотечения.
- Закрыть кожи проточной 5-0 строчки.
5. Восстановление и Послеоперационный Оценка
- Трансфер мышь, чтобы восстановления клетке. Кейдж должен быть помещен на грелку, чтобы увеличить температуру окружающей среды камере регенерации и уменьшить потери тепла в окружающую среду.
- Внимательно следить за мышь для знаков дыхательной недостаточности или судорожной активности. Администрирование обезболивание соответствии с руководящими принципами учреждения. Euthaмышей Nize немедленно, если наблюдается захват или респираторный дистресс.
- CO 2 камеры эвтаназия наш предпочитаемый метод. Рак шейки дислокации и другой вариант, если СО 2 не доступен.
- Полное восстановление можно ожидать в 1-2 ч, в зависимости от длины летучего анестетика и концентрации.
- Вернуться мышь к нормальной клетке. Поместите пищу и воду место на полу клетки.
- Оценить состояние неврологическое на 12 час интервалами с помощью мыши Scale Basso для передвижения 8.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Мыши прошли фиктивные операции (п = 3) или окклюзии аорты для 4 (п = 3) до 8 мин (п = 3). В послеоперационном периоде у мышей были классифицированы по счету Бассо мыши (рис. 1). Мыши, которые прошли фиктивные операции не было наблюдаемые функциональные дефициты в любой момент после операции. Мыши, подвергшиеся умеренной ишемии (4 мин) был рядом нормальной функции задних конечностей в 12 часов с прогрессивной функционального склонения до полного паралича на 48 часа. Мыши в длительной ишемии группы (8 минут) был полный паралич после операции без каких-либо возмещаемой функции (рис. 2).
Рисунок 1. Бассо Оценка для задней конечности моторной функции 8. Забив система для задних конечностей неврологического дисфункции градуированной от 0 (нет функции) до 9 (нормальной functiна). Кликните здесь, чтобы посмотреть увеличенное изображение.
Рисунок 2. Функция Послеоперационный задних конечностей. Тяжесть неврологического дефицита оценивалась не используя мышь Scale Basso в 12 час с интервалом в послеоперационном периоде до 48 часов. Кликните здесь, чтобы посмотреть увеличенное изображение.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Параплегия вторичным по отношению к спинному мозгу ишемии реперфузии является результатом комплекса плохо понятых патологий 9. Хотя это наиболее часто встречается после торакоабдоминальной аорты хирургии, множество других инсультов, таких как аорты вскрытия, травмы, эмболических явлений, васкулит, системной гипотензии и 10 может привести к параплегии. Чтобы получить дополнительное понимание этой травмы и обеспечить будущие цели для ликвидации этой травмы, животные модели стали необходимостью.
Пациенты, страдающих этим осложнений выставки либо с немедленной или отложенной паралича. Эта модель и другие адекватно параллельно 11 бимодальное распределение паралича видел клинически. В то время как умеренные ишемия (4 мин) производится с задержкой паралич, длительное ишемия (8 мин) привели к немедленной и постоянному параличу.
Представленная модель имеет свои преимущества по сравнению с тех, которые требуют альateral торакотомия 12,13. Средний воздействие стернотомия оставляет плевральную полость нетронутыми и устраняет необходимость в интубации трахеи или восстановление отрицательное давление в плевральной полости. Клинически стернотомия связан с гораздо меньшим послеоперационной боли в чем боковой торакотомии и может снизить послеоперационные обезболивающее требования.
Эта модель не без ограничений. Как и другие модели, мышиный хирургия имеет кривую обучения и хорошее хирургическая техника является обязательным условием. Мыши могут быстро поддаться, если рассечение не делать с осторожностью. Наиболее распространенными причинами интраоперационной смертности являются кровотечения или пневмоторакс. Чтобы избежать потенциально смертельным кровотечением стернотомия должны быть сделаны среднюю линию. Если стернотомия сделан слишком боков может произойти сделка внутренних молочных артерий и последующего кровотечения. Кроме того, грубая рассечение нисходящей аорты и подключичной артерии может привести к кровоизлияния будет трудностейт или невозможно контролировать. Пневмоторакса являются еще одним потенциально смертельное осложнение. Они обычно возникают в ходе размещения швов отвода или рассечение аорты. Если швы отвода являются местом слишком сбоку или дуги аорты не расчлененный с осторожностью пневмоторакс может произойти и повсеместно фатальным.
Дальнейшие шаги должны быть использованы для обеспечения воспроизводимости. Нормотермии имеет решающее значение. Во время операции Мышей содержали как можно ближе к 36,5 ° С, как это возможно. Даже мягкий гипотермии, как было показано в иметь значительные нейропротекторное действие в спинном мозге и моделей с инсультом 14,15. Кроме того, измерения лазерные доплеровские следует тщательно контролировать и мыши с сокращением дистального потока только 90% должны быть включены для сравнения. Неполное окклюзия аорты или подключичной артерий может приводит к увеличению дистальных потоков и результатов, которые сильно варьирует.
В заключение мышиной модели лАуэр конечностей паралич представлены может быть легко принят, уступая высоко воспроизводимые результаты. Применение этой модели можно при условии, что следователь с помощью изучения немедленного и замедленного паралич. Кроме того, принятие этой модели может оказаться полезным в борьбе с этой разрушительной осложнение.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Авторы заявляют каких конкурирующих финансовых интересов.
Acknowledgments
Мы хотели бы поблагодарить хирургии Фонд Грудной для исследований и образования для их финансовой поддержки этого проекта.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| VMS Anesthesia Machine | MDS Matrx | ||
| Isoflurane | Vet One | 13985-528-60 | 2.0% through nose cone |
| Induction Chamber | Vet Equip | 941444 | |
| Heating Bed | Vestavia Scientific | ||
| Lazer Doppler Monitor | Moor Instruments | VMS-LDF1 | |
| 5-0 Suture, Polyester | Surgidac | VD-551 | Taper Needle |
| Microdissecting Clips | Biomedical Research Instruments | 14-1030, 14-1060 | |
| Surgical Instruments | Fine Surgical Instruments | Forceps, needle holder |
References
- Conrad, M. F., Ye, J. Y., Chung, T. K., Davison, J. K., Cambria, R. P. Spinal cord complications after thoracic aortic surgery: long-term survival and functional status varies with deficit severity. J. Vasc. Surg. 48, 47-53 (2008).
- Okita, Y. Fighting spinal cord complication during surgery for thoracoabdominal aortic disease. Gen. Thorac. Cardiovasc. Surg. 59, 79-90 (2011).
- Wong, D. R., et al. Delayed spinal cord deficits after thoracoabdominal aortic aneurysm repair. Ann. Thorac. Surg. 83, 1345-1355 (2007).
- Taira, Y., Marsala, M. Effect of proximal arterial perfusion pressure on function, spinal cord blood flow, and histopathologic changes after increasing intervals of aortic occlusion in the rat. Stroke. 27, 1850-1858 (1996).
- Naslund, T. C., Hollier, L. H., Money, S. R., Facundus, E. C., Skenderis, B. S. Protecting the ischemic spinal cord during aortic clamping. The influence of anesthetics and hypothermia. Ann. Surg. , 409-515 (1992).
- Qayumi, A. K., Janusz, M. T., Lyster, D. M., Gillespie, K. D. Animal model for investigation of spinal cord injury caused by aortic cross-clamping. J. Invest. Surg. 10, 47-52 (1997).
- Lang-Lazdunski, L., Matsushita, K., Hirt, L., Waeber, C., Vonsattel, J. P., Moskowitz, M. A., Dietrich, W. D. Spinal Cord Ischemia: Development of a model in the mouse. Stroke. 31, 208-213 (2000).
- Basso, D. M., Fisher, L. C., Anderson, A. J., Jakeman, L. B., McTigue, D. M., Popovich, P. G. Basso Mouse Scale for locomotion detects differences in recovery after spinal cord injury in five common mouse strains. J. Neurotrauma. 23, 635-659 (2006).
- Kwon, B. K., Tetzlaff, W., Grauer, J. N., Beiner, J., Vaccaro, A. R. Pathophysiology and pharmacologic treatment of acute spinal cord injury. Spine. J. 4, 451-464 (2004).
- Cheshire, W. P., Santos, C. C., Massey, E. W., Howard, J. F. Spinal cord infarction: etiology and outcome. Neurology. 47, 321-330 (1996).
- Kakinohana, M., et al. Delayed paraplegia after spinal cord ischemic injury requires caspase-3 activation in mice. Stroke. 42 (8), 2302-2307 (2011).
- Wang, Z., Yang, W., Britz, G. W., Lombard, F. W., Warner, D. S., Sheng, H. Development of a simplified spinal cord ischemia model in mice. J. Neurosci. Methods. 189, 246-251 (2010).
- model of ischemic spinal cord injury with delayed paralysis caused by aortic cross-clamping. Anesthesiology. 113, 880-891 (2010).
- Kang, J., et al. The effects of systemic hypothermia on a murine model of thoracic aortic ischemia reperfusion. J. Vasc. Surg. 52, 435-443 (2010).
- Li, J., Benashski, S., McCullough, L. D. Post-stroke hypothermia provides neuroprotection through inhibition of AMP-activated protein kinase. J. Neurotrauma. 28 (7), 1281-1288 (2011).
