Abstract
Mange vev, slik som den voksne menneskehjerter, er ikke i stand til i tilstrekkelig grad å regenerere etter skade. 2,3 strategier i vevsteknologi foreslå innovasjoner å hjelpe kroppen i utvinning og reparasjon. For eksempel kan TE tilnærminger være i stand til å dempe hjerte ombygging etter myokardialt infarkt (MI) og eventuelt øke totalt hjerte-funksjonen til en nær normal pre-MI-nivå. Fire Som med en hvilken som helst funksjonelt vev, vellykket regenerering av hjertevev involverer levering av riktig flere celletyper med miljø signaler favoriserer integrering og overlevelse av implantert celle / vev pode. Utviklet vev bør rette flere parametere inkludert: løselig signaler, celle-til-celle interaksjoner, og matriksmaterialer evaluert levering kjøretøy, deres effekter på celleoverlevelse, materialstyrke, og tilrettelegging for celle-til-vev organisasjon. Studier som benytter direkte innsprøyting av pode celler bare ignorere disse viktige elementer. 2,5,6En vev design som kombinerer disse ingrediensene har ennå ikke utviklet. Her presenterer vi et eksempel på integrerte design med lagdeling av celle mønstrede ark med to forskjellige typer av biologisk avledede materialer som inneholder målorganet celletype og endoteliale celler for å øke nytt fartøy formasjonen i "tissue". Selv om disse studiene fokuserer på generering av hjerte-lignende vev, kan dette vevet design kan brukes til mange andre enn hjerte med minimalistisk design og materialendringer organer, og er ment å være en off-the-sokkel produkt for regenerativ behandling. Protokollen inneholder fem detaljert fremgangsmåte. En temperaturfølsom poly (N -isopropylacrylamide) (pNIPAAM) blir brukt til å belegge Vevdyrkningsskåler. Deretter vev bestemt dyrkes cellene på overflaten av de belagte plater / micropattern overflater for å danne celle ark med sterke side adhesjon. For det tredje er en basismatrise opprettet for vevet ved å kombinere porøse matrise med neovaskulær permissive hydrogeler og endotelceller. Til slutt blir de celle arkene løftet fra pNIPAAM belagte retter og overført til basiselementet, slik at den komplette konstruksjonen.
Protocol
1. Opprettelse av pNIPAAM-belagte plater
- Oppløs 2,6 g pNIPAAM i 2 ml av en 60% toluen / heksan 40% løsning.
- Varm blandingen til 60 ° C i 10 min omrørt inntil pNIPAAM er oppløst.
- Skjær filter papir i en 60 mm diameter sirkel og sted papir i Buchner trakt.
- Filtrer løsningen gjennom Buchner trakt inn i den pre-veid glassbeholder (ikke bruk av plast, som heksan smelter plast).
- Plasser begerglass og innholdet inn i en vakuumklokke (24 psi) O / N (16 timer). Merk: Inntil resten reagert med isopropyl vil det oksidere så sørg for at det ikke kommer i kontakt med oksygen.
- Vei begerglasset for å etablere vekten av pNIPAAM.
- Legg isopropylalkohol til pNIPAAM, og skaper en 50/50 vekt / vekt oppløsning.
- Plasser 2 ml av oppløsningen på overflaten av den vevkulturplate, og belegge i 5 min under UV-lys.
- Vask plate med 2 ml varmt PBS dobbeltfør du bruker for cellekultur.
2. Opprettelse av Cell Sheets
Merk: Celle ark med primærceller for målorganet kan opprettes ved hjelp av en rekke forskjellige metoder, eller ved å belegge vevskultur-flater med et termofølsomt polymer, som beskrevet her. Pre-belagte termo-følsomme plater tilbys også av en rekke leverandører.
Merk: Denne protokollen er for kultur ved hjelp av en 35 mm parabolen. Kort, blir cellene først inkubert ved 37 ° C i minimum 24 timer ved samløpet å etablere laterale forbindelser mellom tilstøtende celler. For å frigjøre celle ark, blir platene utsatt for temperaturer under 32 ° C. Den cellefolie blir deretter overført til den sterke basen fibrøs matrise som inneholder en neovaskulær givende hydrogel med vaskulære endotelceller.
- Isoler cellepopulasjonen. Merk: Denne metode er avhengig av de enkelte fremgangsmåter derivasjon og type celler. Rotte aorta glatt muscle celler (RASMC) er anvendt i dette eksempel. Disse er foretrukne glatte muskelceller isolert fra abdominal-aorta til en rotte.
- Vask cellene med 2 ml varmt PBS.
- Tilsett 3 ml trypsin (eller annen spalte / disassociating løsning) til cellene i 5 min.
- Inhibere trypsin ved tilsetning av 3 ml av kulturmediene, eller fosfatbufferløsning (PBS) inneholdende 10% fetalt bovint serum (FBS).
- Samle cellene i et konisk rør og telle en aliquot.
- Spin cellene ved 1000 rpm (228 x g) i 5 min.
- Aspirer supernatanten og resuspender cellene i sitt vekstmedium (SmGM2 pluss kulesett kulturmedium brukes for RASMC).
- Plasser de medier som inneholder cellene på en 35 mm termo-følsom plate - pNIPAAM belagt plate i en konsentrasjon som vil oppnå 100% sammenløp. Merk: For RASMCs at antallet ble bestemt til å være 100 000 celler / cm 2. Imidlertid, på grunn av tap av celler i løpet av passer, 120% av det va Lue brukes.
- Plasser i en inkubator ved 37 ° CO / N. Merk: Det er viktig å opprettholde cellene ved 37 ° C for å opprettholde celle adhesjon til platen.
3. Utarbeidelse av Grunnlags Matrix
Merk: Forskjellige 3D fibrøse matriser kan anvendes til lag sterk fibrøs matriks mellom de skjøre celle ark. Noen eksempler er: gelfoam, bioglass, naturlige acellularized materialer 26 eller nanospun materialer 27,28 Den svin urinblæren matrise (UBM) brukt i disse studiene ble sjenerøst gitt fra vår samarbeidspartner, Dr Badylak 29.
- Før bruk bestemme matrise karakteristika, inkludert mangel på cellulær innhold hvis decellularized matrisen blir brukt, 27,28 cellespesifikk levedyktighet, og tomrom. 22.
- Skjær pre-sterilisert matrise til en ønsket størrelse og form. Merk: Her er en hulling brukes til å kutte en 4 mm diameter sirkel.
Merk: endotelceller kan fås fra en rekke kilder, inkludert differensiering fra stamceller eller stamceller. Her er HuVECs brukt.
- Bruk en ettergivende hydrogel (fibrin, kollagen geler) så lenge som kryssbindingstiden er kort nok til å tillate at cellene holde seg levedyktige. Merk: Her en Hyaluronan (HA) basert gel tverrbundet med en disulfid bro benyttes.
- Klargjør HA hydrogel i samsvar med selskapets protokollen.
- Samle endotelceller og spre inn i en enkelt celle løsning med 1x trypsin. Merk: Accutase eller celledissosieringsmedium buffer kan også brukes for enkeltcelle-dispersjon.
- Deaktivere enzymet trypsin ved hjelp av en lik mengde av soya trypsin inhibitor (dersom det er viktig at cellene ikke kommer i kontakt med serum) eller 10% FBS i PBS, samle oppløsningen / cellene inn i en 15 ml konisk rør.
- Count cellene, og beregne volumet som trengs for lappen dimensjoner (tidligere kvantifisert). Merk: For en 4 mm patch, er her 2 millioner endotelceller brukt.
- Pakk 2 millioner celler, og legg inn en ny 15 ml konisk tube.
- Spin på (228 xg) i 5 min.
- Aspirer supernatanten, forlater cellene som en pellet i et konisk rør.
- Bland HA og gelatin flytende materialer i en 1: 1-rasjon. Deretter legger 80% av det totale volumet til det koniske rør som inneholder pelleten.
- Resuspender de endoteliale celler i 1: 1 HA / Gelatin blandingen
- Plasser de suspenderte celler i HA / Gelatin blandingen inn i basen fibrøs matriks fra Trinn 2.
- Legg 1/5 (20 prosent) av det totale volum av den ønskede tverrbindings
- Inkuber i 1 time ved 37 ° C.
5. Isolering av Cell Sheets
- Fjern de 35 mm pNIPAAM-behandlede plater som inneholder celler fra inkubatoren og plasser i en cellekultur hette påRT.
- Raskt aspirer media fra cellene, og tilsett 2 ml 6% normal gelatin som er oppvarmet til 37 ° C.
- Mens den fremdeles er varm gelatin, plasseres metall gitteret inn i gelatin, nedsenke det under overflaten av den vanlige gelatin (Film 1).
- Plasser hele platen på is i 5 til 7 minutter, slik at gelatin til å herde.
- Etter 7 min, bruk av en spatel for å nøye skille gelatin kanter fra siden av platen, og deretter bruke tangen for å løfte metallgitteret fra platen Merk: 6% gelatin, og cellen arket skal løftes med gitteret.
- Flytt cellefolien til parabolen og plassere på toppen av base fibrøs matrise-hydrogel kombinasjon, omhyggelig innstilling av gitteret på toppen av konstruksjonen. Merk: Den apikale siden av cellen arket vil fortsatt være i den øverste posisjonen.
- Tilsett 2 ml varmt medium (37 ° C).
- Inkuber O / N slik at ark av celler for å overholde den hydrogel overflate.
- Fjern than metall gitter etter at løsningen varmes (ca. 1 time), eller den neste dag.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Den flytdiagram (figur 1) viser den generelle metode for å gjøre den flerlags plasteret. Celle ark er løsrevet fra pNIPAAM behandlede plate ved å slippe temperaturen ble holdt under 32 ° C. Da cellefolie er plassert på toppen av den tverrbundne hydrogel inneholdende endotelceller sådd inn i den underliggende fibrøs matriks (figur 1). De forbehandlede termo-følsomme plater kan også brukes for å lage celle ark. Spesielle topologiske flater brukes til spesifikt mønster (dvs. justere) cellene 30.
Basen fibrøs matrise kan genereres fra decellularizing opprinnelig vev matrise eller elektrospunnede. Her ble den fibrøse materialet arket kuttet til en 4 mm diameter for plasteret base (figur 2A). Den karakteriseringen av dette materialet, er viktig for å bestemme mengden av hydrogel som kan brukes for å fylle tomrom. Matrisen brukes her har blitt previouslu preget og publisert. 22
De hydrogeler som inneholder endotelceller er kryssbundet etter påføring av HA hydrogel væskekomponenter til den fibrøse matrise. Fluorescens / girkasse mikros viser levende celler farget med Calcein AM (figur 2B) som har blitt fanget i kryssbundet hydrogel.
Prosessen med å lage cellen arket avbildes (figur 3), inkludert sammenligning mellom våre egne pNIPAAM-belagte plater og pre-belagte plater som er kjøpt fra en leverandør. RASMC er belagt på pNIPAAM behandlede overflate i minst 16 timer ved 37 ° C. Denne minimumstiden gjør at cellene til å etablere sine laterale boarder voksninger med nabocellene (figur 3A). Merk: Cellene må være samløpet å etablere disse sidesnøbrettkjørere. Etter dyrkning i minst 16 timer, må platen av celler bli flyttet til RT i et fall til under 32 ° C, og ved hjelp av is-feller 5-8 min hastigheter opp kjøleprosessen (Figur 3B). Den temperaturfall endrer konformasjonsendring kontaktvinkelen til beleggmaterialet slik at cellefolien for å løfte bort fra platen. Figur 3C viser cellefolien løfting fra platen.
Plater belagt i laboratoriet fungerte bra, etter noen optimalisering, for å skape og flytte celle ark. Figur 4D viser en konfluent monolayer av RASMC før overføring. Når cellene fikk lov til å løfte, hadde en tendens arkene til å kaste seg og holde seg til seg selv (Figur 3E). Faktisk manipulere celle ark på in-house opprettet pNIPAAM eller de kjøpte var vanskelig og ofte resultert i rive av arkene (Figur 3F). Derfor ble en løsning for overføring av arkene utviklet. Når cellene er fjernet fra inkubatoren og begynner å avkjøle, ble 6% gelatin som brukes for å dekke cellene med et ytterligere metall lattice innleiret i gelen (figur 3G). Som platen avkjølt, cellene løftet, og gelatinen stivner. Ved hjelp av tenger, kan den gelatin- gitteret og cellefolie fjernes sammen fra dyrkningsplaten; alle samtidig (figur 3E). Da disse tre komponentene er plassert på toppen av den basert konstruksjon (figur 3I). Her er den cellefolien (rosa) mye større enn det underliggende basismatrise (tykk hvit matrise under rosa cellefolien). Den cellefolie lett kan trimmes til riktig størrelse.
Den endelige celleplaster (figur 4) er laget av layering celleplate på den på forhånd dannede kompleks av plasteret base og ettergivende hydrogel. Fra bunn til topp består oppdateringen av en fibrøs matrise podet med hyaluronan hydrogel som inneholder de endoteliale cellene, og deretter cellefolien er lagt lagvis på toppen av denne grunnmasse. Tidlige forsøk på å manipulere celle ark uten bruk av gelatin / gitteret apparAtus resulterte i svært små celle ark som ofte brettet og ble revet (figur 4A-D sett ovenfra). Figur 4A representerer en tidlig patch utforming sammensatt bilde kombinere mitotracker rød farget RASMC (figur 4B), calcein AM grønne fluorescerende HuVECs (Figur 4C), og overført lys bilde (figur 4D). Tettere 10x bilder leveres for cellefolien og HA / hydrogel uten matriks (figur 4E-H). Figur 4E er sammensatt av mitotraker rød (figur 4F), den Calcein AM grønne HuVECs (figur 4G) og den transmitterte lyset ( Figur 4H). Utsikten fra nedenfor (base matrise, HA / HUVEC), og celle ark bilder av hver komponent er showet i figurene 4I-L. De sammensatte bilder er Figur 4i, med enkeltdeler representert i figur 4J-L, Figur 4J shstrømmer cellen arket (rød), endotelceller (grønt) er i figur 4K, og overføringsbildet (figur 4L) Den sammensatte bildet (figur 4M) viser plasteret med en enhetlig celle-ark som dekker hele området av matrisen uten folding eller rive. Figurene 4M-P er også rettet nedenfra og opp i matrisen. Figur 4N er cellefolien, som inneholder Neutral Red. Igjen, tykke røde strimler vises rundt matrisen fordi arket brettes i disse områder som er direkte tilstøtende til kanten av grunnmassen. Transmisjon lys avbildning (figur 4O) viser morfologien av cellene, og strukturen av grunnmassen. Til slutt (figur 4P), har matrisen en spesiell kvalitet av fluorescerende på samme bølgelengde som Dapi. Derfor er det ultrafiolette magnetisering av matrisen brukes til å tydelig se den er atskilt fra cellefolien (rød). Kantene på plasteret kan trimmes tilfjerne kantene av arket som henger ut over kanten av matrisen.
Figur 1. Flytskjema for Tissue Assembly. Cell-ark er laget av seeding celler på de thermoresponsive pNIPAAM-belagte plater, og slik at nok tid for celler å nå samløpet og etablere laterale forbindelser til nabocellene. Den cellefolie frigjøres ved å redusere temperaturen (gul disk). Samtidig er endotelceller innebygd i en neovaskulær givende HA hydrogel, injiseres i hulrom plass i sterkere fundament fibrøs matrise, og kjemisk kryssbundet (hvit disk). Cellen ark (gul disk) er deretter lagvis med endothelial matrise kombinasjon (hvit), etter behov. Vennligst klikk her for åse en større versjon av denne figuren.
Figur 2. Bilder fra Base Matrix og endotelceller Innkapsling. (A) Den sterkere basen fibrøs matrise er stanset til en rund form. Her en 4 mm i diameter blir brukt basert på in vivo dyremodell. (B) HuVECs farget med mitotracker grønn (Calcein AM) suspendert i HA hydrogeler på overflaten av basismatrise (10X). Trykk her for å vise en større versjon av denne figuren.
Figur 3. Opprettelse av Cell Sheets. (A) RASMC cultured på pNIPAAM-behandlet 35 mm-retter i 16 timer (10X) (B). RASMC løftes etter å plassere platen på is i 5 til 7 min. (C) Bilde av kanten av en cellefolie slippe fra den kommersielt innkjøpt thermoresponsive cellekultur fatet (10X). (DF) Bildene skildrer lignende resultater for generering av celle ark fra in-house opprettet pNIPAAM-belagt retter. (D) Confluent RASMC vokst på 35 mm standard vevskulturplater (4x). (E ) Etter avkjøling celle ark kontrahert og brettet som de frittliggende (4X). (F) på grunn av skjørhet av enkelt-cellefolien, blir celle ark ofte skadet under løfting eller andre manipulasjoner (4X). (G) På For å dempe perforeringer i cellefolien, ble en metallskjerm som brukes som en fysisk støtte til å hjelpe overføringen av celle ark. RASMC ble farget med Neutral Red, dekket med 6% gelatin og en porøs metall skjerm støtte, ennd lov til å herde. (H) med støtte skjermen, blir celle ark overført med minimal skade (4X). (I) større RASMC celle ark lag (rosa farge) ble deretter plassert på toppen av sterkere fundament fiber patch-hydrogel kombinasjon (pil). Vennligst klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 4. Bilder av lagdelte Cellular Patch. Celler ble dyrket på en pNIPPAM belagte overflate og deretter flyttet som et ark på overflaten av den fibrøse matrise. Tidlige forsøk som ikke ble overført med gelatin / metall gitter resulterte i små fillete patcher (AD). (A) sammensatt bilde av (BD),(B) RASMCs i to ark farget med Mitotracker Red, og (C) HuVECs farget med grønt, og (D) i gjennomfallende lys. (E) sammensatt bilde av en celle-ark kombinert med den sterkere basen fibrøs matrise-hydrogel inneholdende kombinasjonen Calceing AM farget HuVECs (grønn), og (F) Mitotracker Red RASMCs. (G) grønt fluorescerende HuVECs suspendert i en hydrogel. (H) Overførings bilde av sterkere fundament fibrøs matrise-hydrogel kombinasjon. (I) sammensatt bilde ser fra bunnen av plasteret oppover gjennom den sterkere basen fibrøse matrise (ikke farget), inneholdende HA HuVECs (grønn), og celle ark av RASMCs (rød), henholdsvis. (J) rød fluorescerende RASMCs ark, som sett gjennom basen fibrøse matrise- hydrogel kombinasjon. (K) grønt fluorescerende HuVECs. (L) Overføringsbilde av plasteret konstruere.(M) Sammensatt bilde av celle-ark (rød) på deigen fibrøs matrise-hydrogel kombinasjon (autofluorescent-blått). (N) celler i platedekslet base fibrøs matrise-hydrogel kombinasjon viser økt fluorescens ved kantene er på grunn bunching av cellene. (O) Overførings bilde av begrepet. (P) Naturlig fiber basen matrise er autofluorescent i DAPI (blå bølgelengde). Vennligst klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Movie 1 . Prosessen med å overføre ark av cellene er markert i supplerende filmen sendes med dokumentet. Filmen viser, i trinnvis prosess, fjerning av cellene fra inkubatoren; erstatning av mediet med 6% gelatin, innsetting av the metall-skjerm, kjøling av cellene på is, overføring av cellene fra pNIPAAM belagt antennen til en annen skål, et bilde av cellene under overføring, og til slutt fjerning av skjermen fra arket.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
De kritiske trinnene i protokollen omfatter: å belegge plateoverflater med thermoresponsive polymer og manipulere celle ark etter avkjøling platene. Fordi forskjellige celler oppviser forskjellige fysikalske egenskaper, som adhesivity, løfte tid bør være optimalisert for hver annen celletype. Den andre, og særlig utfordrende komponent i denne protokollen, sentre på manipulering av cellefolien, en kritisk del av fremgangsmåter for vev sammenstillingen. Den enkeltcellelaget i cellen arket er ganske skjør og kan rive lett hvis manipulert med pinsett. Dessuten, når cellen arkene ikke blir holdt på plass, har de en tendens til å trekke seg sammen og kan brettes lett. Den foreslåtte cellefolie overføring ved hjelp av en støttende skjerm hjelpemidler manipulering av den skjøre cellefolien.
Utformingen av metodene beskrevet i dette manuskriptet gir en forholdsvis lav kostnad tilnærming til å skape en celle ark for en rekke vev ingeniør apparakationer. Videre skaper pNIPAAM belagte platene innenfor et universitet laboratoriet kan standardiseres med denne metoden og modifikasjoner til protokollen kan bli gjort for å få plass til flere celletyper, og overflater. Bruken av celleplater, heller enn uorganisert enkeltceller, hjelpemidler vev enheten, og kan også øke sannsynligheten for overlevelse og integrering av implanterte vev. Imidlertid vil den in vivo leveringsmetode (ikke nevnt i denne protokoll) av disse konstruksjoner må optimaliseres for hver vevstype. Fremtidige søknader omfatter utforsking og optimalisert metoder for å generere vev for spesifikke organsystemer.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Reagents | |||
| Calcein-AM | Invitrogen | C3099 | Cell tracker / live dye |
| Lysotracker Red | Invitrogen | L7528 | Cell tracker |
| Neutral Red | Sigma | N7005 | Visible Cell dye |
| pNIPAAM | Sigma Aldrich | 412780250 | Poly(N-isopropylacrylamide) |
| Toluene | Sigma Aldrich | 244511-1L | |
| Hexane | Sigma Aldrich | 296090-1L | |
| RAOSMC | Lonza | R-ASM-580 | Rat Aortic Smooth Muscle Cells |
| SmGM2 | Lonza | CC-4149 | Smooth Muscle Media |
| HUVEC | Invitrogen | C-003-5C | Human Venous Endothelial Cells |
| HyStem | Glycosan/Biotime | ||
| Isopropyl alcohol | VWR International | BDH1133-4LP | |
| Trypsin | Corning Cellgro | 25-053-C1 | |
| PBS | Gibco | 14287-072 | |
| FBS | Gibco | 16140-071 | |
| Specific Equipment | |||
| Filter paper | Ahlstrom | 6310-0900 | |
| Buchner Funnel | Sigma Aldrich | Z247308 | |
| UpCell Plates | Nunc | 2014-11 | |
| UV light | Jelight Company | UVO Cleaner Model No.42 | |
References
- Ohashi, K., Okano, T. Functional tissue engineering of the liver and islets. Anat Rec (Hoboken). 297, 73-82 (2014).
- Chen, Q. Z., Harding, S. E., Ali, N. N., Lyon, A. R., Boccaccini, A. R. Biomaterials in cardiac tissue engineering: Ten years of research survey. Mat Sci Eng R. 59, 1-37 (2008).
- Jakob, P., Landmesser, U. Current status of cell-based therapy for heart failure. Curr Heart Fail Rep. 10, 165-176 (2013).
- Tongers, J., Losordo, D. W., Landmesser, U. Stem and progenitor cell-based therapy in ischaemic heart disease: promise, uncertainties, and challenges. Eur Heart J. 32, 1197-1206 (2011).
- Etzion, S., et al. Influence of embryonic cardiomyocyte transplantation on the progression of heart failure in a rat model of extensive myocardial infarction. J Mol Cell Cardiol. 33, 1321-1330 (2001).
- Masuda, S., Shimizu, T., Yamato, M., Okano, T. Cell sheet engineering for heart tissue repair. Adv Drug Deliv Rev. 60, 277-285 (2008).
- Koh, G. Y., Soonpaa, M. H., Klug, M. G., Field, L. J. Strategies for myocardial repair. J Interv Cardiol. 8, 387-393 (1995).
- Li, R. K., et al. Construction of a bioengineered cardiac graft. J Thorac Cardiovasc Surg. 119, 368-375 (2000).
- Muller-Ehmsen, J., et al. Rebuilding a damaged heart: long-term survival of transplanted neonatal rat cardiomyocytes after myocardial infarction and effect on cardiac function. Circulation. , 105-1720 (2002).
- Reinecke, H., Zhang, M., Bartosek, T., Murry, C. E. Survival, integration, and differentiation of cardiomyocyte grafts: a study in normal and injured rat hearts. Circulation. , 100-193 (1999).
- Roell, W., et al. Cellular cardiomyoplasty improves survival after myocardial injury. Circulation. 105, 2435-2441 (2002).
- Soonpaa, M. H., et al. Potential approaches for myocardial regeneration. Ann N Y Acad Sci. 752, 446-454 (1995).
- Akins, R. E. Can tissue engineering mend broken hearts. Circ Res. 90, 120-122 (2002).
- Goodell, M. A., et al. Stem cell plasticity in muscle and bone marrow. Ann N Y Acad Sci. 938, 208-218 (2001).
- Menasche, P., et al. Myoblast transplantation for heart failure. Lancet. 357, 279-280 (2001).
- Murry, C. E., Wiseman, R. W., Schwartz, S. M., Hauschka, S. D. Skeletal myoblast transplantation for repair of myocardial necrosis. J Clin Invest. 98, 2512-2523 (1172).
- Orlic, D., et al. Transplanted adult bone marrow cells repair myocardial infarcts in mice. Ann N Y Acad Sci. 938, 221-229 (2001).
- Elia, R., et al. Silk-hyaluronan-based composite hydrogels: a novel, securable vehicle for drug delivery. J Biomater Appl. 27, 749-762 (2013).
- Kai, D., et al. Stem cell-loaded nanofibrous patch promotes the regeneration of infarcted myocardium with functional improvement in rat model. Acta Biomater. , (2014).
- Hong, H. J., et al. Tracheal reconstruction using chondrocytes seeded on a poly(l-lactic-co-glycolic acid)-fibrin/hyaluronan. J Biomed Mater Res A. , (2014).
- Serpooshan, V., et al. The effect of bioengineered acellular collagen patch on cardiac remodeling and ventricular function post myocardial infarction. Biomaterials. 34, 9048-9055 (2013).
- Turner, W. S., et al. Cardiac tissue development for delivery of embryonic stem cell-derived endothelial and cardiac cells in natural matrices. J Biomed Mater Res B Appl Biomater. 100, 2060-2072 (2012).
- Sato, M., Yamato, M., Hamahashi, K., Okano, T., Mochida, J. Articular cartilage regeneration using cell sheet technology. Anat Rec (Hoboken). 297, 36-43 (2014).
- Sawa, Y., Miyagawa, S. Present and future perspectives on cell sheet-based myocardial regeneration therapy. Biomed Res Int. 2013, 583912 (2013).
- Demirbag, B., Huri, P. Y., Kose, G. T., Buyuksungur, A., Hasirci, V. Advanced cell therapies with and without scaffolds. Biotechnol J. 6, 1437-1453 (2011).
- Song, J. J., Ott, H. C. Organ engineering based on decellularized matrix scaffolds. Trends Mol Med. 17, 424-432 (2011).
- Badylak, S. F., et al. The use of extracellular matrix as an inductive scaffold for the partial replacement of functional myocardium. Cell Transplant. 15, Suppl 1. S29-S40 (2006).
- Wang, Y., et al. Lineage restriction of human hepatic stem cells to mature fates is made efficient by tissue-specific biomatrix scaffolds. Hepatology. 53, 293-305 (2011).
- Gilbert, T. W., et al. Collagen fiber alignment and biaxial mechanical behavior of porcine urinary bladder derived extracellular matrix. Biomaterials. 29, 4775-4782 (2008).
- Luna, J. I., et al. Multiscale biomimetic topography for the alignment of neonatal and embryonic stem cell-derived heart cells. Tissue Eng Part C Methods. 17, 579-588 (2011).
