Summary
Diversi rivestimenti degli elettrodi influiscono sulle prestazioni di registrazione neurale attraverso modifiche alle proprietà elettrochimiche, chimiche e meccaniche. Confronto di elettrodi in vitro è relativamente semplice, tuttavia confronto della risposta in vivo è tipicamente complicata da variazioni di distanza elettrodo / neurone e tra animali. Questo articolo fornisce un metodo robusto per confrontare elettrodi di registrazione neurali.
Abstract
Nuovi materiali e disegni per impianti neurali sono in genere testati separatamente, con una dimostrazione di prestazioni, ma senza riferimento ad altre caratteristiche implantari. Ciò preclude una razionale selezione di un particolare impianto come ottimale per una particolare applicazione e lo sviluppo di nuovi materiali basati sui parametri più critici prestazioni. Questo articolo sviluppa un protocollo per in vitro e in vivo test di elettrodi di registrazione neurali. Parametri consigliati per il test elettrochimico ed elettrofisiologico sono documentati con i passaggi chiave e potenziali problemi discussi. Questo metodo elimina o riduce l'impatto di molti errori sistematici presenti in una semplificazione in vivo paradigmi di prova, soprattutto le variazioni della distanza elettrodo / neurone e tra modelli animali. Il risultato è una forte correlazione tra la critica in vitro e in vivo risposte, come impedenza e SIde segnal-to-rumore. Questo protocollo può essere facilmente adattato a test altri materiali elettrodici e disegni. Le tecniche in vitro possono essere espanse per qualsiasi altro metodo non distruttivo per determinare ulteriori importanti indicatori di performance. I principi utilizzati per l'approccio chirurgico nel percorso uditivo possono anche essere modificati per altre regioni o tessuti neurali.
Introduction
Impianti neurali sono sempre più utilizzati per la ricerca, il controllo protesi e trattamento di disturbi come il morbo di Parkinson, epilessia e perdita sensoriale 1,2. Misurazione e / o controllare sia la composizione chimica e elettrica del cervello è la base per tutti gli impianti neurali. Tuttavia, è importante somministrare un trattamento solo quando il tessuto neurale è in stato aberrante per ridurre gli effetti collaterali 3. Per esempio, stimolatori cerebrali profondi per il trattamento dell'epilessia dovrebbe essere applicato solo un impulso elettrico al cervello durante un attacco. Alcuni effetti indesiderati possono essere distonia, perdita di memoria, disorientamento, la funzione cognitiva, allucinazioni indotte, depressione o anti-depressione 3,4. In molti dispositivi, un sistema a circuito chiuso è quindi necessario registrare attività elettrica e di innescare stimolazione quando viene rilevato uno stato anomalo. Registrazione di elettrodi vengono usati anche per controllare prodispositivi protesici. E 'fondamentale per registrare l'attività neurale bersaglio con il più alto rapporto segnale-rumore per ottenere il triggering più accurata e il controllo del dispositivo. Un elevato rapporto segnale-rumore è anche altamente desiderabile per applicazioni di ricerca, come dati più affidabili possono essere ottenuti, con conseguente minor soggetti di prova richiesti. Ciò consentirà anche una maggiore comprensione dei meccanismi e dei meccanismi coinvolti nella stimolazione neurale e la registrazione.
Dopo una protesi neurale è stata posta nel cervello, una risposta immunitaria viene attivato 5,6. La durata della risposta è generalmente diviso in fasi acute e croniche, ciascuna composta da diversi processi biologici 7. La risposta immunitaria può avere effetti drammatici sulle prestazioni dell'impianto, come l'isolamento degli elettrodi dei neuroni bersaglio di incapsulamento in una cicatrice gliale o degradazione chimica dei materiali implantari 8.Ciò può ridurre il rapporto segnale-rumore di un elettrodo di registrazione e la potenza di un elettrodo di stimolazione, e piombo sull'elettrodo guasto 9. L'attenta scelta di design dell'impianto e dei materiali sono necessari per evitare il fallimento per tutta la durata dell'impianto.
Molti materiali diversi e design di impianti sono stati sviluppati recentemente per migliorare il rapporto segnale-rumore e stabilità dell'impianto per la registrazione neurale. Materiali per gli elettrodi hanno incluso platino, iridio, tungsteno, ossido di iridio, ossido di tantalio, grafene, nanotubi di carbonio, drogato polimeri conduttori, e più recentemente idrogel. Materiali di substrato provato include anche silicio, ossido di silicio, nitruro di silicio, seta, Teflon, poliimmide, e silicone. Varie modifiche elettrodi sono stati indagati, utilizzando rivestimenti come laminina, neurotrofine, o monostrati auto-assemblati e trattamenti a base di elettrochimica, plasma e tecniche ottiche. Design dell'impiantos potrebbe essere 1 -, 2 - o 3-dimensionale con gli elettrodi generalmente sulla punta di una sonda isolante o lungo il bordo di un codolo per penetrare elettrodi o in una matrice a 2 dimensioni per impianti con superficie corticale. Indipendentemente dal disegno dell'elettrodo o materiale, letteratura precedente ha tipicamente dimostrato le prestazioni del nuovo impianto senza riferimento ad altri costrutti implantari. Questo impedisce una valutazione sistematica delle loro proprietà.
Questo protocollo fornisce un metodo per la comparazione dei diversi materiali elettrodici attraverso una serie di tecniche analitiche ed elettrofisiologici. Si basa su un articolo pubblicato di recente che ha confrontato 4 drogato diversa conduzione rivestimenti polimerici (polipirrolo (PpY) e di poli-3 ,4-etilendiossitiofene (PEDOT) drogato con solfato (SO 4) o para-toluene solfonato (PTS)) e 4 rivestimento in diversi spessori 10. Questo articolo ha trovato un materiale, PEDOT-PTS con un tempo di deposizione 45 sec,avuto il rapporto e picco più alto numero di segnale-rumore con il minor rumore di fondo e che questi parametri dipendevano impedenza dell'elettrodo. PEDOT-PTS visualizzato anche biostabilità acuta superiore rispetto agli altri polimeri drogate conduzione ed elettrodi iridio nude. Il protocollo consente i parametri critici controllando il rapporto segnale-rumore e la stabilità di essere determinato e utilizzato per migliorare ulteriormente le prestazioni di elettrodi di registrazione neurali.
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Protocol
Il protocollo è stato approvato dalla La Trobe University (09-28P) e RMIT University comitati etici degli animali (1315).
1. Elettrodo Preparazione e test preliminari in vitro
- Preparare le soluzioni di deposizione di rivestimento elettrodi, per esempio 10 mM 3,4-etilendiossitiofene (Edot) e 0,1 M di sodio para-toluene solfonato (Na 2 pts) per formare poli-3 ,4-etilendiossitiofene-PTS (PEDOT-PTS).
- Collegare la matrice di elettrodi per un potenziostato.
- Posizionare con cura la matrice di elettrodi nella soluzione di deposizione e bloccare in posizione.
- Collocare un controelettrodo maglia platino ed elettrodo di riferimento Ag / AgCl nella soluzione di deposizione e collegarsi ad un potenziostato.
- Utilizzando potenziostato, rivestimenti deposito sugli elettrodi desiderati. Condizioni di deposizione (potenziale, corrente e tempo) potranno variare a seconda delle vernici desiderati. Per rivestimenti PEDOT-PTS, un pote applicatantial di 1 V per 15, 30, 45, o 60 sec è stato usato. Quattro elettrodi sulla matrice devono essere rivestiti con il rivestimento in una configurazione sfalsata (Figura 1).
- Rimuovere la matrice di elettrodi dalla soluzione di deposizione e risciacquare delicatamente con acqua deionizzata.
- Ripetere la procedura di rivestimento con altri materiali come desiderato.
- Preparare la soluzione di test in vitro (0,3 M fosfato di sodio (Na 2 HPO 4) in acqua deionizzata).
- Collegare la matrice di elettrodi per un potenziostato.
- Posizionare con cura la matrice di elettrodi nella soluzione di test e bloccare in posizione.
- Posizionare un contatore elettrodo maglie platino ed elettrodo di riferimento Ag / AgCl nella soluzione di test e connettersi a un potenziostato.
- Utilizzando il potenziostato, effettuare spettroscopia di impedenza elettrochimica sequenziale (EIS) (Offset potenziale 0 V, ampiezza 10 mV, gamma di frequenza 10-100,000 Hz) e voltammetria ciclica (1 ciclo, campo di potenziale 00,8 a -0,8 V, frequenza di scansione di 100 mV / sec) su tutti gli elettrodi. Elettrodi non testati sono conservati presso potenziale circuito aperto e un momento tranquillo di 1 sec viene utilizzato tra ciascuna prova. Tutti i 32 elettrodi sono in contatto con la soluzione per la sessione di test completo di 1 ora.
- Rimuovere la matrice di elettrodi dalla soluzione di prova e lavare delicatamente con acqua deionizzata.
- Eseguire tutte le altre analisi desiderati come la microscopia ottica.
- Conservare le sonde in un contenitore protettivo asciutto per evitare danni e degrado delle superfici degli elettrodi.
2. Elettrodi impianto
- Pesare il topo.
- Iniettare uretano (20% w / v in acqua distillata, 1,3 g / kg ip) per anestesia nonrecovery.
- Garantire esordio anestesia testando per un riflesso ritiro pizzico punta. Se l'anestesia non è sufficiente, dosi supplementari di uretano deve essere somministrato (0,3 g / kg ip).
- Applicare il lubrificante occhio, e poi radere la testa del unIMAL.
- Posto l'animale in posizione prona su un piatto omeotermale e inserire una sonda rettale (37,5 ° C).
- Mettere una barra orecchio nella posizione finale circa previsto entro il telaio stereotassico, e quindi regolare l'animale per posizionare la barra orecchio nel meato acustico esterno.
- Allineare la seconda barra orecchio nel meato acustico esterno controlaterale. Spostare l'animale nei bar orecchio ad allinearsi con il supporto del dente.
- Utilizzando pinze rat-dente, aprire la mascella dell'animale, agganciare gli incisivi superiori sopra il supporto del dente e bloccare il naso al suo posto.
- Crea un'incisione nella pelle della testa, circa 1 mm verso destra della linea mediana e da 10 mm ad rostrale a 10 mm caudale di lambda.
- Retrarre la pelle e lateralmente muscolare dall'incisione per esporre parietale e ossa interparietale Utilizzo 20% soluzione di perossido di idrogeno e un tampone di garza, strofinare la superficie dell'osso esposto.
- Praticare un foro di circa3 millimetri 2 nell'osso interparietal più vicino al lambda e la linea mediana possibile e togliere il tappo osso. Utilizzando soluzione salina sterile, lavare il foro per rimuovere la polvere di osso o frammenti che possono danneggiare l'elettrodo.
- Utilizzando le forbici spuntate-schietto, sezionare sotto la collottola e creare una cavità. Avvolgere un filo di Ag / AgCl in cotone, saturare con soluzione salina e quindi inserire l'elettrodo di riferimento nella cavità.
- Fare un'incisione della dura madre sul piano sagittale con la punta di un ago.
- Fissare la matrice di elettrodi al manipolatore elettrodo e regolarne la posizione sopra l'apertura con un angolo rostro-caudale 19 °. Inserire manualmente l'elettrodo circa 2 mm nel cervello verso il collicolo inferiore.
- Fissare il diffusore al bar all'orecchio cava di sinistra.
- Assicurarsi che l'amplificatore è acceso. Quindi verificare l'anestesia degli animali prima di sigillare la camera di registrazione.
3.In Testing vivo
- Invia raffiche di rumore bianco, (rumore gaussiano distribuito, 1-44 kHz, 10 msec tempo di salita-discesa) e monitorare l'attività su ciascun elettrodo. La velocità massima alla quale scoppia dovrebbe essere consegnato è uno scoppio ogni 200 msec.
- Utilizzando il microdrive motorizzato, inserire lentamente la matrice di elettrodi fino a quando l'attività acusticamente guidato viene registrata sui 3 elettrodi più distali di ciascun gambo (il numero e la posizione delle attività di registrazione elettrodi possono variare con il posizionamento degli elettrodi o design elettrodo).
- Eseguire il protocollo di stimolazione acustica con 300 ripetizioni di 50 msec raffiche di rumore bianco (rumore gaussiano distribuito, 1-44 kHz, 10 msec tempo di salita-discesa), con un tasso di ripetizione 1 sec a 70 dB, e registrare l'attività dell'unità multipla a ciascun elettrodo ( 24.4 kHz frequenza di campionamento).
- Inserire lentamente la matrice di elettrodi altri 200 μ m nella IC per posizionare ciascun elettrodo o meno nella stessa posizione come elettrodo più distale da the posizione di registrazione iniziale.
- Ripetere la stimolazione acustica e il protocollo di registrazione neurale.
- Continuare inserendo la matrice di elettrodi in 200 μ m passi e l'esecuzione della stimolazione acustica e il protocollo di registrazione neurale fino a quando tutti gli elettrodi hanno registrato l'attività acusticamente guidato da un minimo di 3 posizioni (in genere 8-12 posizioni elettrodi in tutto).
- Ritrarre la matrice di elettrodi in 200 μ m passi e continuare a svolgere la stimolazione acustica e il protocollo di registrazione neurale fino alla posizione iniziale matrice di elettrodi è raggiunto.
- Rientrare con cautela la matrice di elettrodi manualmente.
- Iniettare una dose eccessiva di pentobarbitone sodio (Lethobarb; 200 mg / kg ip) di eutanasia dell'animale.
- Lavare delicatamente la matrice di elettrodi con acqua distillata. Poi memorizzare le sonde in un contenitore protettivo asciutto per evitare danni e degrado delle superfici degli elettrodi.
4. Post-impianto in vitro Testing
- Lavare delicatamente la matrice di elettrodi con acqua distillata per rimuovere eventuali contaminazioni.
- Collegare la matrice di elettrodi per un potenziostato.
- Posizionare con cura la matrice di elettrodi nella soluzione di test e bloccare in posizione.
- Posizionare un contatore elettrodo maglie platino ed elettrodo di riferimento Ag / AgCl nella soluzione di test e connettersi al potenziostato.
- Utilizzando il potenziostato, effettuare spettroscopia di impedenza elettrochimica sequenziale (EIS) (Offset potenziale 0 V, ampiezza 10 mV, gamma di frequenza 10-100,000 Hz) e voltammetria ciclica (1 ciclo, il potenziale range da 0,8 a -0,8 V, frequenza di scansione di 100 mV / sec ) su tutti gli elettrodi. Elettrodi non testati sono conservati presso potenziale circuito aperto e un momento tranquillo di 1 sec viene utilizzato tra ciascuna prova. Tutti i 32 elettrodi sono in contatto con la soluzione per la sessione di test completo di 1 ora.
- Rimuovere la matrice di elettrodi dalla soluzione di prova e lavare delicatamente con acqua deionizzata.
- Pmerletti la matrice di elettrodi in una soluzione detergente enzimatica per 24 ore.
- Rimuovere la matrice di elettrodi dalla soluzione e sciacquare con acqua distillata.
- Collegare la matrice di elettrodi per un potenziostato.
- Posizionare con cura la matrice di elettrodi nella soluzione di test e bloccare in posizione.
- Posizionare un contatore elettrodo maglie platino ed elettrodo di riferimento Ag / AgCl nella soluzione di test e connettersi al potenziostato.
- Utilizzando il potenziostato, effettuare spettroscopia di impedenza elettrochimica sequenziale (EIS) (Offset potenziale 0 V, ampiezza 10 mV, gamma di frequenza 10-100,000 Hz) e voltammetria ciclica (1 ciclo, il potenziale range da 0,8 a -0,8 V, frequenza di scansione di 100 mV / sec ) su tutti gli elettrodi. Elettrodi non testati sono conservati presso potenziale circuito aperto e un momento tranquillo di 1 sec viene utilizzato tra ciascuna prova. Tutti i 32 elettrodi sono in contatto con la soluzione per la sessione di test completo di 1 ora.
- Rimuovere la matrice di elettrodi dalla soluzione in esame elavare delicatamente con acqua deionizzata.
- Conservare le sonde in un contenitore protettivo asciutto per evitare danni e degrado delle superfici degli elettrodi.
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Representative Results
Una serie di elettrodi tipico utilizzato per questo protocollo sperimentale è mostrato in Figura 1. Ci sono 32 elettrodi all'iridio su 4 stinchi con 413 μ m 2 Superficie geometrica nominale e una μ m passo 200. Ogni secondo elettrodo sulla matrice è stata rivestita con uno dei quattro rivestimenti differenti elettrodi, etichettate 1-4. I materiali di rivestimento sono stati scelti con attenzione per le loro proprietà chimiche, meccaniche ed elettrochimiche. Come accennato in precedenza 10, aumentati tempi di deposizione aumenteranno la superficie degli elettrodi e spessore, mentre grande applicato attuale o potenziale può anche aumentare la velocità di deposizione, possono verificarsi reazioni concorrenti che influenzano il processo di deposizione. Il protocollo di deposizione è stato ottimizzato in precedenza per questo particolare polimero conduttivo per garantire un rivestimento riproducibile è raggiunto e quindi è confinato l'elettrodo (cioè non si diffonde ad un adjacent elettrodo) 10.
Dopo l'array di elettrodi è stato modificato, dovrebbe essere effettuata una serie di analisi ottici ed elettrochimici. In questo caso, voltammetria ciclica (Figura 2) e spettroscopia di impedenza elettrochimica (Figura 3) sono stati utilizzati. Questo protocollo utilizza voltammetria ciclica su una vasta gamma di potenzialità, a partire nella direzione di scansione riduttivo. Se è necessaria la densità di carica degli elettrodi, i dati voltammetrici ciclici dovrebbero essere trasformate in un grafico del tempo attuale e sia le regioni riduttivi o ossidativi integrati (Figura 2b). L'impedenza è ottenuta su un ampio intervallo di frequenze con una piccola ampiezza a 0 V. I dati di impedenza possono essere rappresentati in una varietà di formati tra impedenza (Figura 3a) o di fase in funzione della frequenza (Figura 3b) o come 3c Nyquist plot (Figura ).
Ilarray di elettrodi deve essere inserito manualmente in modo che le punte gambo sono proprio attraverso la superficie del cervello. Il rumore bianco è usato per guidare l'attività multi-unità, mentre il microdrive inserisce lentamente l'array in collicolo inferiore (IC) in 200 μ m passi. La risposta dell'elettrodo deve essere monitorato come si inserisce l'array, e una volta circa il fondo 3 elettrodi su ogni gambo mostriamo attività acusticamente condotto (figura 4a), il rumore bianco può essere spento. Il vivo protocollo di stimolazione acustica viene intrapresa. Dati di flusso tipiche della matrice di elettrodi mostreranno un forte aumento RMS in sincronia con il polso rumore su una linea di base stabile (Figura 5). È importante ridurre al minimo ogni rumore elettrico e acustico esterno per ridurre l'attività basale. Al termine del protocollo di stimolazione acustica, la matrice di elettrodi viene inserito e retratto in 200 μ m passi. Il acoattività ustically guidato rappresentato come un istogramma peristimulus tempo (psth) o un flusso di dati grezzi in diverse posizioni matrice di elettrodi nella IC è mostrato nelle figure 4 e 5.
Dopo l'inserimento gamma completa e processo di retrazione, gli elettrodi sono delicatamente sciacquati ed esaminati con il protocollo in vitro per determinare la stabilità di rivestimento. Ulteriori dettagli sugli effetti della proteina incrostazioni possono essere ottenuti da un precedente articolo 10.
I dati in vivo possono essere esaurientemente analizzati. Un parametro importante per la registrazione neurale è il rapporto segnale-rumore (SNR) 10. Due elettrodi dalla stessa matrice, uno rivestito e non rivestito uno, inizialmente non erano nella (Figura 6a) IC. Dopo 400 μ m inserimento, l'elettrodo rivestito mostra un aumento SNR mentre l'elettrodo non rivestito richiede 1.200 μ m inserimento.; Il SNR a entrambi gli elettrodi oscilla in posizioni diverse nella IC, ma non si degrada nel tempo (posizione). Ciò indica che i neuroni sono ancora vitali nel corso dell'esperimento e che i rivestimenti elettrodi sono stabili quando si utilizza questo protocollo. La variazione di SNR con posizione è stata attribuita al rumore biologico (diverso numero e la posizione dei neuroni in prossimità degli elettrodi) 10.
Diversi livelli di pressione sonora (SPL) possono essere utilizzati per la stimolazione acustica purché siano sopra la soglia acustica e non assordano l'animale. Il SNR varia con SPL e quindi deve essere coerente (Figura 6b). Un alto SPL è raccomandato per generare un multi-gruppo condotto risposta più grande, come una maggiore area della IC viene stimolata, rendendo più facile posizionamento degli elettrodi e riducendo il rumore biologico, fornendo inoltre un maggior numero di posizioni degli elettrodi per analys statisticiè.
Tabelle e cifre:
Figura 1. Micrografia ottica di un polimero modificato matrice di elettrodi conduzione. Le etichette (1-4) rappresentano quattro diversi rivestimenti, consentendo un'analisi statistica di ciascun rivestimento all'interno di un singolo esperimento. Un elettrodo rivestito è anche etichettata. In questo esempio, 1-4 sono 15, 30, 45, e 60 volte sec deposizione di PEDOT-Pt. Clicca qui per vedere l'immagine ingrandita.
Figura 3. (A) impedenza, (b) fase (c) gamma ad alta frequenza di un diagramma di Nyquist che il rappresentante del polimero non patinata (tratteggiata) e la conduzione rivestite (solidi) elettrodi. Clicca qui per vedere l'immagine ingrandita.
. Figura 4 istogramma in tempo Peristimulus misurato a ciascun elettrodo, una media di oltre 300 ripetizioni a 70 dB di rumore bianco a due diverse profondità nella IC; (a) 0 μ m e (b) profondità 800 μ m di inserimento. Gli asterischi indicano gli elettrodi rivestiti. Clicca qui per vedere l'immagine ingrandita.
Figura 5. Dati in streaming valutate a ciascun elettrodo con 70 dB raffiche di rumore bianco a due profondità differenti in tegli IC; (a) 0 μ m e (b) profondità 800 μ m di inserimento. Gli asterischi indicano gli elettrodi rivestiti. Clicca qui per vedere l'immagine ingrandita.
Figura 6. S ignal di rumore durante l'inserimento e la scomparsa della matrice di elettrodi nella IC. (A) 70 dB rumore bianco al rappresentante polimero non patinata (tratteggiata) e direzione rivestite (solidi) elettrodi e (b) livelli di pressione sonora differente ( 40-70 dB) su un elettrodo rivestito in polimero conduttivo. Clicca qui per ingrandire image.
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Discussion
Questo protocollo fornisce un metodo per la comparazione dei rivestimenti elettrodo di registrazione neurali entro un animale. Il design elettrodo utilizzato è ideale per l'impianto in un ratto collicolo inferiore (IC), con dimensioni di un livello simile. Variazioni di questo elettrodo come più spazio tra gambi impedirebbero tutti gambi essendo nel ratto IC Allo stesso tempo, mentre gambi più lunghi e un passo più grande tra gli elettrodi aumentano il rischio che le punte gambo verranno in contatto con la base del cranio durante l'inserimento. Passo elettrodo più piccolo aumenta il rischio di rivestimento da un elettrodo a contatto con un elettrodo adiacente. L'area dell'elettrodo interesserà la risposta di registrazione neurale, e deve quindi essere coerenti tra esperimenti. L'area scelta è ideale per misurare l'attività multi-unit, con conseguente dati più coerenti con le distanze elettrodo-neurone variabili. Uso 4 elettrodi con lo stesso rivestimento permette l'analisi statistica from all'interno dei uno dei dati animali e sufficienti può essere ottenuto da due animali con 2 diverse schiere di elettrodi (dimensione del campione 8 per ciascun materiale). I rivestimenti degli elettrodi sono stati sfalsati su ogni gambo per minimizzare l'errore come la morte dei neuroni durante l'inserimento della matrice di elettrodi nel corso dell'esperimento o campo elettrico effetti della variazione di larghezza gambo dalla punta alla base. Questi tipi di errore darebbe una risposta elettrofisiologica differente a elettrodi sulla punta del gambo rispetto a quelli alla base. Non sono stati trovati Inter-lotti variazioni elettrochimiche ed elettrofisiologiche dalle schiere di elettrodi, quindi si raccomanda una serie di esperimenti vengono eseguiti con schiere di elettrodi dello stesso lotto. Una serie di elettrodi 3D potrebbe anche essere utilizzato per raccogliere più dati da quello animale, benché si debba provvedere a elettrodi sono costantemente rivestite come trasporto di massa può essere differente agli elettrodi sul bordo vs ceshanks nter.
Gli esperimenti in vitro sono stati condotti in una soluzione tampone nondegassed meglio rappresentare condizioni in vivo. Anche se questo non è critico, dovrebbe essere coerente in tutti gli esperimenti per evitare variazioni associate con la riduzione dell'ossigeno. La composizione specifica della soluzione di test si è basata sulle raccomandazioni NeuroNexus (comunicazioni private), ma le variazioni sono possibili, come ad esempio l'aggiunta di elettroliti o regolazione del pH. Infine, una soluzione non reattivo altamente conduttivo è necessaria per garantire la risposta in vitro è dominato dal comportamento elettrodo, ma dovrebbe essere coerente tra esperimenti. Maggiori dettagli su come eseguire l'analisi elettrochimica devono essere ottenuti da fonti idonei 11. Il rivestimento elettrodo o protocollo voltammetrico ciclico quando si utilizza elettrodi all'iridio devono essere scelti con attenzione, in quanto l'applicazione dei potenziali molto positivi per un lungo periodos di tempo si forma l'ossido di iridio e modificare le proprietà degli elettrodi. In alternativa, elettrodi di platino possono essere utilizzati, eliminando la possibilità di formazione di ossido. La velocità di scansione e il potenziale di gamma è basato sulla letteratura precedente e devono essere coerenti su esperimenti, anche se non le correlazioni tra la densità di carica e la risposta di registrazione neurale sono stati osservati 10, ulteriori dettagli su questi parametri saranno affrontate in future pubblicazioni. E 'anche importante mantenere i parametri EIS coerente, come grandi ampiezze differenti compensati potenzialità e configurazioni di celle elettrochimiche altererà la risposta impedenza.
La gamma di frequenza utilizzata per l'EIS è stato discusso nel precedente articolo 10. L'impedenza degli elettrodi per impianti neurali viene misurata di routine soltanto a 1 kHz. Ciò può comportare una perdita di informazioni significative. Per esempio un elettrodo rivestito e rivestito può generare impedenza similevalori a 1 kHz (Figura 3a). Tuttavia a frequenze più basse, questo elettrodo rivestito possiede impedenza notevolmente inferiore. Analogamente per la fase (Figura 3b), a 1 kHz elettrodi trattati e non hanno una fase molto diversa, ma a frequenze inferiori e superiori sono simili. Questa differenza nelle proprietà è molto apparente sul diagramma di Nyquist (Figura 3c) se l'elettrodo non rivestito è lineare mentre l'elettrodo rivestito possiede un semicerchio alle alte frequenze e una risposta verticale a basse frequenze.
Il nucleo centrale della IC di un modello animale di ratto è stato scelto come sito adatto per il confronto elettrodi di registrazione grazie alla sua facile accessibilità, dimensioni relativamente grandi, e innervazione mono diretta tramite il nucleo cocleare controlaterale. La disposizione tonotopic permette un facile posizionamento iniziale della sonda e la consegna di frequenze di tono puro può anche essere usato per aiutare conposizionamento della sonda. Durante l'elettrodo inserimento array in IC, l'attività neurale di rumore bianco viene monitorato. A seconda dell'angolo e preciso posizionamento della schiera di elettrodi, un gambo laterale può registrare una risposta acusticamente azionato solo in corrispondenza dell'elettrodo più distale mentre il gambo controlaterale visualizza l'attività delle 3 o 4 elettrodi. Il modello specifico di attività sul sistema di elettrodi non è critica, in quanto solo una serie di reazioni di registrazione di ciascun elettrodo sono tenuti al variare della distanza elettrodo-neurone. Se l'attività non è visto sulle 4 gambi, la matrice di elettrodi non sia in posizione corretta. In questa situazione, la matrice deve essere completamente retratto, la sua posizione rispetto al lambda e la linea mediana leggermente adattato, e poi reinserito. Se più sedi in quello animale sono stati impiantati senza successo, le barre auricolari dovrebbero essere controllati per un corretto posizionamento. Ispezione dei dati di flusso può indicare problemi with un elettrodo, ad esempio un elettrodo in Figura 5 mostra solo grande rumore rispetto agli altri elettrodi, questa è stata tracciata a un connettore difettoso e spiega l'assenza di risposta nel psth (Figura 4).
L'intervento descritto in questo protocollo accede al collicolo inferiore destra con l'altoparlante nella barra orecchio sinistro. Questo potrebbe essere facilmente modificato per mettere l'altoparlante sulla barra orecchio destro e la matrice di elettrodi nella IC partita.
Questo protocollo è stato progettato per l'uso con i rivestimenti degli elettrodi su array di elettrodi disponibili in commercio (NeuroNexus). Questo protocollo di prova specifica può non essere adatto per diverse configurazioni di elettrodi. Per esempio, l'inserimento di matrici substrato di poliimmide flessibili e confronto con gli array stile Utah può essere difficile. I materiali devono anche essere compatibili con queste matrici, come determinati materiali o dei loro metodi di rivestimento possono degradare ilsonde. Alcuni problemi potenziali sono che un metodo di deposizione sotto vuoto deve garantire solo gli elettrodi sono rivestiti; solventi utilizzati non devono sciogliere o etch il metallo, silicio o filo legame incapsulante, e temperature di lavorazione non deve essere troppo elevato. Questo protocollo inoltre non testare le prestazioni cronica dell'impianto come dimostrato in Ludwig et al. 12 Tuttavia, questo protocollo può essere esteso per includere molte altre configurazioni di elettrodi, tipi di materiale e protocolli di prova. Per esempio altre tecniche analitiche possono essere utilizzati nella prova in vitro. Il detergente enzimatico può essere modificato per altri trattamenti per comprendere meglio l'elettrodo incrostazioni che si verificano durante l'impianto acuta. Altri metodi di deposizione possono anche essere utilizzati per modificare gli elettrodi. Tuttavia, elettrodi rivestiti devono sempre essere inclusi come riferimento per gli elettrodi di prova.
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Disclosures
Gli autori non hanno nulla da rivelare.
Acknowledgments
Gli autori riconoscono il sostegno del Consiglio della Ricerca Australiano attraverso il Centro di Eccellenza per Electromaterials Science.Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Programmable Attenuator | TDT | PA5 | Controls the amplitude of the acoustic signal across frequencies |
| Electrostatic speaker driver | TDT | ED1 | Drives the electrostatic speakers (EC1) |
| Coupled electrostatic speaker | TDT | EC1 | Delivers sound to the animal |
| Processing base station | TDT | RZ2 | Records neural activity from electrode array (using PZ2 preamplifier) |
| Preamplifier | TDT | PZ2-256 | 256-channel high impedance preamplifier |
| Multifunction Processor | TDT | RX6 | Used to generate acoustic stimuli |
| Multichannel electrode | NeuroNexus Technologies | A4 × 8–5mm-200-200-413 | 4-shank 32-channel electrode array |
| Potentiostat | CH Instruments | CHI660B | Deposits electrode coatings and performs cyclic voltammetry and EIS (used with CHI684) |
| Multiplexer | CH Instruments | CHI684 | Switches between electrodes on the potentiostat |
| Disodium phosphate | Fluka | 71644 | Used in the test solution |
| 3,4-Ethylenedioxythiophene (EDOT) | Sigma Aldrich | 483028 | An electrode coating material |
| para-Toluene sulfonate (Na2pTS) | Sigma Aldrich | 152536 | An electrode coating material |
| Urethane | Sigma Aldrich | U2500 | Used to anesthetize the animal |
| Silver/Silver chloride electrode | CH Instruments | CHI111 | Used for testing the electrode in vitro |
| Platinum electrode | CH Instruments | MW4130 | Used for testing the electrode in vitro |
| Motorized microdrive | Sutter Instruments | DR1000 | To control the electrode array position during surgery |
| Enzymatic cleaner | Advanced Medical Optics | Ultrazyme | Cleans the protein off the electrode array after implantation |
| Acoustic enclosure | TMC Ametek | 83-501 | Isolates the animal from acoustic and electrical noise |
| Stereotaxic frame | David Kopf Instruments | 1430 | Secures and positions the animal |
| Temperature controller | World Precision Instruments | ATC1000 | Controls the animal temperature |
| Bone drill | KaVo Dental | K5Plus | Used to perform the craniectomy |
| Aspirator | Flaem | Suction pro | Used to perform the craniectomy |
References
- Oluigbo, C. O., Rezai, A. R. Addressing Neurological Disorders With Neuromodulation. IEEE Trans. Biomed. Eng. 58, 1907-1917 (2011).
- Shivdasani, M. N., Mauger, S. J., Rathbone, G. D., Paolini, A. G. Inferior Colliculus Responses to Multichannel Microstimulation of the Ventral Cochlear Nucleus: Implications for Auditory Brain Stem Implants. J. Neurophysiol. 99, 1-13 (2008).
- Perlmutter, J. S., Mink, J. W. Deep Brain Stimulation. Ann. Rev. Neurosci. 29, 229 (2006).
- Weaver, F. M., et al. Bilateral Deep Brain Stimulation vs Best Medical Therapy for Patients With Advanced Parkinson Disease. J. Am. Med. Assoc. 301, 63-73 (2009).
- Biran, R., Martin, D. C., Tresco, P. A. Neuronal cell loss accompanies the brain tissue response to chronically implanted silicon microelectrode arrays. Exp. Neurol. 195, 115-126 (2005).
- McConnell, G. C., et al. Implanted neural electrodes cause chronic, local inflammation that is correlated with local neurodegeneration. J. Neural Eng. 6, (2009).
- Liu, X., et al. Stability of the interface between neural tissue and chronically implanted intracortical microelectrodes. IEEE Trans. Rehab. Eng. 7, 315-326 (1999).
- Rousche, P. J., Normann, R. A. Chronic recording capability of the Utah Intracortical Electrode Array in cat sensory cortex. J. Neurosci. Methods. 82, 1-15 (1998).
- Williams, J. C., Rennaker, R. L., Kipke, D. R. Long-term neural recording characteristics of wire microelectrode arrays implanted in cerebral cortex. Brain Res. Protoc. 4, 303-313 (1999).
- Harris, A. R., et al. Conducting polymer coated neural recording electrodes. J. Neural Eng. 10, (2013).
- Bard, A. J., Faulkner, L. R. Electrochemical Methods. , Wiley. (2001).
- Ludwig, K. A., Uram, J. D., Yang, J., Martin, D. C., Kipke, D. R. Chronic neural recordings using silicon microelectrode arrays electrochemically deposited with a poly(3,4-ethylenedioxythiophene) (PEDOT) film. J. Neural Eng. 3, 59 (2006).
