Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Biology

Isolatie en fysiologische analyse van de Muis Cardiomyocyten

doi: 10.3791/51109 Published: September 7, 2014

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Zorg ervoor dat alle procedures waarbij dieren worden goedgekeurd door de bevoegde gebruik van dieren en zorg lichaam.

1 Bereid Stock Buffers in Advance

  1. Bereid 2 L voorraad Ca 2 + gratis Tyrode (tabel 1). Breng de pH op 7,4 met NaOH.
  2. Bereid 2 L voorraad 1,2 mM Ca 2 + Tyrode (tabel 2). Breng de pH op 7,4 met NaOH.

2 Op de dag van het experiment, Bereid Perfusie, Transfer, en Spijsvertering Buffers

  1. Bereid 150 ml perfusie buffer in Ca 2 + gratis Tyrode (tabel 3) en filtreer door een 0,2 um filter.
  2. Bereid 35 ml Ca2 + vrije transfer "Buffer A" (tabel 4) en 25 ml Ca2 + met "Buffer B" (Tabel 5). Filtreer elk door een 0,2 urn filter.
  3. Bereid oplossingen van 00,06, 0,24, 0,6, en 1,2 mM Ca2 + door mengen van buffer A en B per Tabel 6.
  4. Bereid 25 ml digestie buffer door oplossen verteringsenzymen in 25 ml perfusiebuffer (Tabel 7) op basis van het lichaamsgewicht (BW) van de muis. Filtreer door een filter voor gebruik 0,2 micrometer.

3 Experimentele Setup

  1. Monteer een constante stroom Langendorff-apparaat, in de handel verkrijgbaar of met een peristaltische pomp, leidingen en een warmtewisselaar met een stroomsnelheid van 3 ml toestaan ​​/ min perfusievloeistof verwarmd tot 37 ° C. Een eenvoudig schema is te vinden in de evaluatie in 2011 door Bell et al 18.
  2. Stel circulerend waterbad temperatuur (~ 47 ° C) van de Langendorff inrichting zodat uitstroom uit de canule bij 37 ° C met een stroomsnelheid van 3 ml / min.
  3. Run 70% ethanol via het perfusie systeem gedurende 15 min, gevolgd door 100 ml type I ultrazuiver water. Ren perfusie buffer door de system voor 5 min, terwijl het elimineren van luchtbellen.
  4. Steriliseer alle chirurgische instrumenten met een gewenste methode.
  5. Maak canule door het aanbrengen van een kort stuk (ongeveer 3 mm) van PE-50 slang aan het uiteinde van een 23 G Luer-adapter stub. Heat tip buis een lip waarover de aorta worden geplaatst creëren.

4 Cardiomyocyte Isolatie

  1. Injecteer muis met 0,2 ml heparine-oplossing (1000 IU / ml), via intraperitoneale injectie.
  2. Na 5 min, verdoven muis met isofluorane. Wanneer deze volledig verdoofd (geen reactie op sterke voet snuifje), spray op de borst met 70% EtOH. Open de kist, snel accijnzen het hart, zorg dat u de aorta, en de plaats in 4 ° C perfusie buffer niet te beschadigen. Met gebogen pincet te begrijpen en op te heffen onder het hart. Dit creëert ruimte om bijlagen achter het hart met fijne schaar knippen.
  3. Canule het hart door voorzichtig grijpen de rand van de aorta met twee paar fijne tang en voorzichtig trekken aan de openinng van de aorta boven de rand van de canule. Zorg ervoor dat de punt van de canule niet voorbij de aortaklep en in het ventrikel, zoals deze perfusie van het hart zal remmen via de kransslagaders.
  4. Bevestig de aorta aan de canule door binden een lus van 5-0 zijden hechtdraad rondom de aorta direct boven de rand van de canule.
  5. Opmerking: De stappen 4.2 tot 4.4 moet zo snel mogelijk voor de beste kwaliteit van de spijsvertering worden afgerond.
  6. Opmerking: Het hart kan rechtstreeks op de canule reeds aan de Langendorff Apparaten met stromend perfusie buffer worden opgehangen. Echter, opknoping het hart op een canule aan een kleine spuit perfusiebuffer onder een dissectie microscoop werd gevonden het meest succesvol zijn. Hierdoor kan een kleine hoeveelheid van de perfusie buffer te worden geduwd door, kijken voor clearing van kransslagaders en het waarborgen van het hart goed is aangesloten op de canule. De canule wordt vervolgens opgehangen aan de Langendorff perfusie met stromend buffer.
  7. Perfusehet hart met Ca2 + vrij perfusie buffer bij een stroomsnelheid van 3 ml / min voor 2-3 minuten.
  8. Schakel over naar de spijsvertering buffer enzym en perfuse voor 7-10 min, zal het hart zachter en lichter van kleur worden.
  9. Opmerking: Digestion kan worden ingesteld op basis van enzymactiviteit en grootte van het hart.
  10. Zodra hart is tastbaar slappe, verwijder het hart van de canule en plaats in een steriele p60 schotel met buffer A (Ca 2 + gratis transfer buffer).
  11. Verwijder atria en grote vaten. Verwijder rechterventrikel indien gewenst. Met forceps, scheid de hartkamer in kleine stukjes. Pipetteer meerdere malen met een steriele 5 ml pipet overdracht verder verspreiden cellen.
  12. Filter de celsuspensie in een 50 ml conische buis door een 250 um nylon mesh filter.
  13. Om de schorsing op pellet voor ongeveer 10 minuten.
  14. Breng de pellet in de 0,06 mM Ca 2 +-oplossing. Laat cellen tot pellet gedurende 10 minuten. Gezonde cellen zullen pellet, terwijl de meeste dode cellen zal drijven. Zuig het supernatant, en breng de pellet aan de 0,24 mM Ca 2 +-oplossing.
  15. Herhaal 10 min incubatie, aspiratie en overgedragen en de overige twee Ca2 + oplossingen tot cellen in 1,2 mM oplossing. Op dit punt zou een meerderheid van de cellen staafvormige myocyten.

5 Meten en calciumhuishouding Transients

  1. Opmerking: Zowel contractiliteit en calcium transiënten kunnen gelijktijdig worden gemeten.
  2. Bereid Fura-2:00 oplossing suspenderen in watervrij DMSO tot een concentratie van 1 ug / ul. Fura-2:00 oplossing kan worden bewaard in een exsiccator bij -20 ° C.
  3. Belasting 1 ml van zwevende cellen met 1 pl Fura-02:00. Laat cellen om te zitten in het donker 10 min daarna aspireren supernatant. Tweemaal spoelen met Ca2 + Tyrode's oplossing, waardoor cellen pellet in het donker gedurende 10 min tussen wasbeurten.
  4. Plaats een glas dekglaasje in een stadium inzetstuk dat verwarmd pe toestaatrfusion / aspiratie en elektrode pacing met een myocyte veld stimulator. Plaats stadium insert op omgekeerde microscoop ingesteld voor fluorescentie meting, het toevoegen van een druppel olie op de lens als het gebruiken van een olie-immersie objectief.
  5. Opgezet verwarmd zwaartekracht perfusie met 1,2 mM Ca 2 + Tyrodes oplossing dus oplossing op het podium bereikt 37 ° C. Bevestig streven naar vacuüm. Bevestig elektroden.
  6. Zet de microscoop systeem, en open de ratiometrische fluorescentie en mobiele dimensionering data-acquisitie software.
  7. Voeg een paar druppels Fura-02:00 beladen cellen het stadium insert, tijdelijk blokkeren perfusie om gezonde cellen bezinken.
  8. Gebruik 40X objectief gewenste cel te lokaliseren. Een gezonde cel zou moeten zijn staafvormige en niet spontaan samentrekkende. Het moet zichtbaar en uniform contract wanneer cel wordt gestimuleerd met 5-20 V.
  9. Opmerking: Fysiologische analyse vereist een hoge kwaliteit vertering. Het is mogelijk om cellen die er gezond uitzien, maar niet per jaar hebben ce goed voor fysiologische analyse. Spijsvertering protocol kan verfijning nodig om hoge kwaliteit, gezond myocytes krijgen. Bovendien kunnen mutante of zieke harten aanpassingen aan het protocol vereist.
  10. Adjust lensrotatie en diafragma veranderen zodat gewenste cel wordt horizontaal opgesteld op het scherm en de achtergrond niet zichtbaar is.
  11. Lijn edge detectie bars aan elk uiteinde van myocyte en pas drempel. Lijn sarcomeer detectie op een deel van de cel met uniforme sarcomeren. Hoe langer je kunt deze bar te maken, des te nauwkeuriger het wiskundige model van de sarcomeer lengte te zijn, zolang het niet op twee populaties van sarcomeren.
  12. Pace cellen op 2 Hz en 5-20 V voor 10-15 seconden voordat de opname.
  13. Record tracing. Omgevingslicht moet worden geminimaliseerd voor de beste calcium voorbijgaande opname.

6 Analyse

  1. Analyseer sporen met behulp ratiometrisch fluorescentie en cel dimensionering data-acquisitie software.
titel "> 7. Verdere studies

  1. Dit protocol geeft overmaat cellen die kunnen worden gebruikt voor een verscheidenheid van andere experimenten inclusief: fixatie en immunokleuring evaluatie direct drugseffecten korte termijn cultuur en atomic force microscopie.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Wanneer de contractiliteit en voorbijgaande traces verzameld (figuur 2), zijn gegevens gemakkelijk geanalyseerd met de juiste software. De gehele tracing of delen daarvan kunnen worden gemiddeld (figuur 3). Contractiliteit kunnen worden geanalyseerd op verschillende manieren. Systolische functie, kan men de omvang van de contractie met fractionele verkorting of snelheid van contractie tijd tot piek verkorten en contractie snelheid beoordelen. Diastolische functie kan eveneens worden geanalyseerd met de tijd tot 50% bakvet en ontspanning snelheid. Voor calcium transiënten kunnen soortgelijke gegevens vergeleken worden met inbegrip basislijn en piek Fura-2's en tijd tot piek of basislijn (Tabel 8). Deze analyses geven vergelijkbare gegevens WT en KO harten op systolische en diastolische cellulaire contractiele functie en calcium flux geven die kunnen worden gewijzigd in een hart met gelijke gehele orgaandisfunctie. Daarnaast, cellen van dezelfde isolatie kanvoor andere experimenten zoals vermeld in het protocol, zoals immunohistochemische kleuring (figuur 4).

Ca2 +-vrije Tyrode mM FW / concentratie Bedrag voor 2 L-oplossing
NaCl 135 58,44 g 15,8 g
KCl 4 74,56 g 0.596 g
MgCl2 1 1 M 2 ml
HEPES 10 238,31 g 4,77 g
NaH 2 PO 4 0.33 141,96 g 0,094 g

Tabel oplossing 1-Calcium gratis Tyrode - Reagegen voor 2 L op voorraad Ca 2 + -vrij Tyrode oplossing.

1,2 mM Ca 2 + Tyrode mM FW / concentratie Bedrag voor 2 L-oplossing
NaCl 137 58,44 g 16 g
KCl 5.4 74,56 g 0.805 g
MgCl2 0.5 1 M 1 ml
HEPES 10 238,31 g 4,77 g
CaCl2 · 2H 2 O 1.2 147.01 g 0,353 g

Tabel 2 1.2 mM Calcium Tyrode's oplossing - Reagentia voor 2 L op voorraad 1,2 mM Ca 2 +oplossing.

Perfusie Buffer mM FW Bedrag in 150 ml Ca2 +-vrije Tyrode
Glucose 10 180,16 g 0,27 g
2,3-butaandion-monoxime (BDM) 10 101,11 g 0,152 g
Taurine 5 125,16 g 0,094 g

Tabel 3 Perfusie Buffer - Reagentia voor perfusie buffer te bereiden op de dag van het experiment.

Buffer A 35 ml perfusiebuffer
Bovine serum albumine (BSA) 0,175 g

Tabel 4 Buffer A - Reagentia voorbereiden Buffer A op de dag van het experiment.

Buffer B mM FW 25 ml Ca 2 + Tyrode buffer
Glucose 5 180,16 g 0,0225 g

Tabel 5 Buffer B - Reagentia Buffer B voor te bereiden op de dag van het experiment.

Transfer Buffer Buffer A (ml) Buffer B (ml)
0,06 mM Ca 2 + 9.5 0.5
0,24 mM Ca 2 + 8 2
0,6 mM Ca 2 + 5 5
1.2 mM Ca 2 + 0 10

Tabel 6: Transfer Buffer - Reagentia voor overdracht buffer te bereiden op de dag van het experiment.

Enzyme Digestion Buffer 25 ml perfusiebuffer
Collagenase B 0,4 mg / g lichaamsgewicht
Collagenase D 0,3 mg / g lichaamsgewicht
Protease XIV 0,05 mg / g lichaamsgewicht

Tabel 7 Enzyme Digestion Buffer - Reagentia enzym di bereidengestion buffer op de dag van het experiment.

Contractiliteit
Baseline 1,73 micrometer
Peak 1,64 micrometer
Fractionele verkorting 4,70%
Tijd te pieken 0,056 sec
Tijd tot 50% uitgangswaarde 0,043 sec
Calcium transiënten
Baseline 1.18
Peak 1.32
Tijd te pieken 0,021 sec
Tijd tot 50% uitgangswaarde 0,083 sec

Tabel 8 en calciumhuishouding transiënte analysen. N = 5.


Figuur 1 Algemeen overzicht van de experimentele opzet. A) Hart wordt verteerd door coronaire perfusie met enzym spijsvertering buffer. B) De cellen worden verder verspreid in individuele, gezonde hartspiercellen. C) Cellen worden achtereenvolgens overgedragen via het verhogen van calcium concentraties dus cellen calcium tolerant. D) cellen worden geladen met de calcium-afhankelijke kleurstof, zijn Fura-02:00. E) Geladen cellen elektrisch paced terwijl sarcomeer lengte, cel lengte, en fluorescentie worden opgenomen. Klik hier om een grotere versie van deze afbeelding te bekijken.

Figuur 2
Figuur 2 A) Monster contractility tracing vertegenwoordigd door sarcomeer lengte uitgezet tegen de tijd. B) Monster calcium transiënten vertegenwoordigd door Fura-2-ratio versus tijd. Klik hier om een grotere versie van deze afbeelding te bekijken.

Figuur 3
Figuur 3 A) Gemiddeld contractiliteit tracing na analyse. B) Gemiddelde van calcium transiënten na analyse. Klik hier om een grotere versie van deze afbeelding te bekijken.

Figuur 4
Figuur 4 Immunofluorescente kleuring cardiomyocyt cytoskelet (α-actinine).

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Isolatie van kwaliteit hartspiercellen vereist een zekere mate van oefening en optimalisatie. Dit protocol bevat de belangrijkste stappen die sterk kan invloed hebben op de uitkomst van de spijsvertering. Deze moeten zorgvuldig worden overwogen bij het uitvoeren en oplossen van problemen met het protocol. De tijd vanaf verwijdering van het hart infusen en perfusie moet worden geminimaliseerd, bij voorkeur minder dan vijf minuten. Spoelen van het hart onmiddellijk in ijskoud perfusie buffer na het verwijderen van de muis en het ontleden en cannulating het hart in ijskoude buffer zal ook de kans op een kwaliteit spijsvertering. De canule zelf is een kritische stap. De punt van de canule wordt onder de eerste takken van de aorta worden geplaatst zonder door de aortaklep in het ventrikel, zoals deze perfusie van de kransslagaders voorkomt. Coronaire perfusie noodzakelijk een kwalitatief spijsvertering. In dit laboratorium wordt de canule naar een injectiespuit gevuld met perfusie buffer bevestigd. Zachtjes het injecteren van een small hoeveelheid perfusie buffer na montage en het kijken naar de kransslagaders duidelijk van bloed kan de toereikendheid van de infusen te testen.

Het oplossen van dit protocol betreft een zorgvuldige beoordeling van de hiervoor genoemde kritische stappen. Als het hart tijdens de spijsvertering niet voelbaar zacht wordt, moet er een paar mogelijke oorzaken. Eerst, tijdens infusen, de punt van de canule kunnen worden gevorderd voorbij de aortaklep, waardoor perfusie via de kransslagaders. Dit kan worden beoordeeld voordat opknoping het hart op de Langendorff inrichting maar duwen een kleine hoeveelheid perfusie buffer via de canule met een spuit en zorgvuldig kijken voor de kransslagaders duidelijk bloed. Als perfusie is voldoende, maar het hart niet goed verteren, overwegen de aankoop van verschillende partijen van enzymen. Omdat de enzymen zijn eigenlijk mengsels is veel niet identiek gedragen. Wij adviseren de aankoop van kleine hoeveelheden van elk enzym. Wanneer kavels gevonden dat goed te verteren, purchase grotere hoeveelheden die veel voor toekomstig gebruik. Zoals besproken, indien dissectie en canulatie van het hart langer duren dan 5-10 min, de kwaliteit van de gedigereerde cellen kan slecht zijn. Overweeg het voltooien van de isolaties met wild-type of onbehandelde dieren voor de dissectie beheersen alvorens ze naar de knock-out of behandelde dieren. Na digestie cellen moeten worden langzaam calcium tolerant gemaakt. De cellen moeten ten minste 10 min te brengen in elk van de calciumoplossingen. Haasten deze stappen kan het rendement en de levensvatbaarheid van de cellen te verminderen.

Hoewel reproduceerbaar, de fysiologische metingen afhankelijk beginnend met een kwaliteit spijsvertering. Bij het selecteren van cellen te meten, kies dan cellen die niet spontaan worden aanbestedende, die een lekkende, beschadigde celmembraan aangeeft. De cellen moeten op uniforme wijze te contracteren als tempo. Overweeg pacing cellen gedurende 10-15 sec voordat de opname metingen om contractiele consistentie te waarborgen. Als cel gelijkmatig overeenkomst te sluiten, maar de afmetingen van contraction magnitude varieert sterk in de tijd, controleer dan eerst om ervoor te zorgen dat de regio van belang gedefinieerd dekt slechts een bevolking van sarcomeren. Af en groep twee cellen met elkaar en de regio van belang (ROI) kunnen meten van twee verschillende populaties van sarcomeer als een. Door een aangepaste ROI gekozen maar contractiliteit varieert binnen een enkele cel, kan de cel sterven en andere cel worden gekozen. Voor calcium transiënten, is het essentieel om Fura-2:00 verdunnen in gedroogde watervrije DMSO als water verandert de hoeveelheid Fura-02:00 die functioneel beschikbaar. Na het laden, dat ten minste 20 minuten tussen de eerste wasbeurt en het meten transiënten om alle Fura-2 AM tot de-veresteren in de cel. Zoals bij elke fluorescerende kleurstof, beschermen de cellen van licht tijdens en na het laden. Sommige cellen zullen niet-gebruik op de kleurstof, dus zo nu en dan geen calcium transiënten zal worden waargenomen in een gemeten cel. Hoewel contractiliteit en calcium transiënten traces kan verschijnen "schoner "wanneer de stimulatiefrequentie aanzienlijk is verminderd (0,5-1 Hz), metingen fysiologisch een snelheid dichter bij de muis hartslag, dus een tempo van ten minste 2 Hz de voorkeur.

De isolatie zelf kan worden gewijzigd indien gewenst. Dit laboratoriumtoepassingen een constante stroom werkwijze (3 ml / min voor muizen) tijdens perfusie. Sommige groepen hebben gevonden een zwaartekracht stroomt effectiever. Zwaartekracht perfusie maakt de spijsvertering gemakkelijker het debiet toeneemt naarmate het hart wordt verteerd worden gevisualiseerd.

Zoals vermeld, zijn deze technieken niet dragen beperkingen. Omdat de kwaliteit van de fysiologische metingen is afhankelijk van de kwaliteit van de spijsvertering, is het verstandig om myocytes van meer dan een hart te meten voor elke experimentele conditie. Elk hart zal bieden vele myocytes te meten, maar herhaal ontsluitingen zal ervoor zorgen dat de resultaten consistent zijn tussen harten. Isolatie is een terminal procedure, dus, als experimenteel design gaat evwegens de hartfunctie van een dier in de tijd, de cardiomyocyten slechts eenmaal geoogst. Meer muizen zijn dus verplicht een cohort kan longitudinaal worden gevolgd terwijl de individuele muizen worden opgeofferd om hartspiercellen te analyseren.

Onze focus is het bestuderen contractiliteit en cytoskeletstructuur in een knockout muis echter geïsoleerde cardiomyocyten kunnen worden gebruikt voor een verscheidenheid van andere experimenten waaronder levende cel kleuring voor t-tubuli bestuderen cardiomyocyten van druk of volume overbelast muizen, onderzoeken van de effecten van farmacologische behandeling, immunofluorescentie, transfectie 9 en transcriptionele profilering 19. Deze veelzijdige techniek biedt talloze voordelen ten opzichte van andere methoden gebruikt om hartfalen te bestuderen. Het bestuderen van de fysiologie van de individuele cellen geeft informatie die niet wordt aangeboden door hele orgel studies zoals echocardiografie of elektrocardiografie, het verstrekken van inzicht in de cellulaire veranderingen die hele orgel f begeleidenailure. Bovendien geïsoleerde cellen superieur voor beeldvorming subcellulaire structuren, zoals de gehele cellen gemakkelijk kan worden gekleurd en afgebeeld. Het isoleren van hartspiercellen voor de analyse van de contractiliteit, calcium transiënten en immunofluorescentie is een uiterst veelzijdige techniek die waardevolle informatie uit een enorme verscheidenheid aan experimentele ontwerpen biedt.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

We hebben niets te onthullen.

Acknowledgments

Marc Wozniak voor het gebruik van het Ministerie van Cell en Developmental Biology videografie apparatuur.

Vanderbilt University Cell Imaging Shared Resource.

Dit werk wordt ondersteund door AHA subsidie ​​12PRE10950005 tot ERP, AHA subsidie ​​11GRNT7690040 naar DMB, NIH-subsidie ​​R01 HL037675 naar DMB. DMB is de Gladys P. Stahlman Stoel in Cardiovascular Research.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
NaCl RPI S23020
KCl Sigma P-3911
MgCl2 Sigma M-8266
HEPES EM Science S320
NaH2PO4 Sigma S5011
CaCl2·2H2O Fisher C79
D-(+)-Glucose Sigma G7528
2,3-Butanedione-monoxime (BDM) Sigma B-0753
Taurine Sigma T-0625
Bovine Serum Albumin (BSA) Sigma A-7030
Collagenase B Roche Diagnostics 1-088-823
Collagenase D Roche Diagnostics 1-088-882
Protease XIV Sigma P-5147
Heparin APP Pharmaceuticals, LLC 401586D
Isofluorane Butler Schein 11695-6776-2
Fura-2 AM Teflabs 103
DMSO – anhydrous Sigma 276855
IonOptix cell pacing and fluorescent analysis system IonOptix
250 μm nylon mesh filter Sefar America Lab Pak 03-250/50
23 G Luer-stub adaptor Becton Dickinson 1482619E
PE-50 tubing Becton Dickinson 427410

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Babick, A. P., Dhalla, N. S. Role of Subcellular Remodeling in Cardiac Dysfunction due to Congestive Heart Failure. Medical Principles and Practice. 16, 81-89 (2007).
  2. Nogami, A. Purkinje-Related Arrhythmias Part I: Monomorphic Ventricular Tachycardias. Pacing and Clinical Electrophysiology. 34, 624-650 (2011).
  3. Clancy, R. M., Kapur, R. P., Molad, Y., Askanase, A. D., Buyon, J. P. Immunohitologic Evidence Supports Apoptosis, IgG Deposition, and Novel Macrophage/Fibroblast Crosstalk in the Pathologic Cascade Leading to Congenital Heart Block. Arthritis and Rheumatism. 50, 173-182 (2004).
  4. Splawski, I., et al. CaV1.2 Calcium Channel Dysfunction Causes a Multisystem Disorder Including Arrhythmia and Autism. Cell. 119, 19-31 (2004).
  5. Berry, M. N., Friend, D. S., Scheuer, J. Morphology and Metabolism of Intact Muscle Cells Isolated from Adult Rat Heart. Circulation Research. 26, 679-687 (1970).
  6. Fang, F., et al. Luteolin Inhibits Apoptosis and Improves Cardiomyocyte Contractile Function through the PI3K/Akt pathway in Simulated Ischemia/Reperfusion. Pharmacology. 88, 149-158 (2011).
  7. Feng, W., et al. Coordinated Regulation of Murin Cardiomyocyte Contractility by Nanomolar (-)-Epigallocatechin-3-Gallate the Major Green Tea Catechin. Molecular Pharmacology. 82, 993-1000 (2012).
  8. Claycomb, W. C., et al. HL-1 cells: A cardiac muscle cell line that contracts and retains phenotypic characteristics of the adult cardiomyocyte. Proceedings of the National Academy of Science. 95, 2979-2984 (1998).
  9. Kaestner, L., et al. Isolation and Genetic Manipulation of Adult Cardiac Myocytes for Confocal Imaging. J Vis Exp. (31), e1433 (2009).
  10. Vainio, L., et al. Neronostatin, a Novel Peptide Encoded by Somatostatin Gene, Regulates Cardiac Contractile Function and Cardiomyocytes Survival. The Journal of Biological Chemistry. 287, 4572-4580 (2012).
  11. Park, M., et al. Novel mechanisms for caspase inhibition protecting cardiac function wth chronic pressure overload. Basic Research in Cardiology. 108 (2013).
  12. Novaes, R. D., et al. Effects of Trypanosoma cruzi infection on myocardial morphology, single cardiomyocyte contractile function and exercise tolerance in rats. International Journal of Experimental Pathology. 92, 299-307 (2011).
  13. Weltman, N. Y., Wang, D., Redetzke, R. A., Gerdes, A. M. Longstanding Hyperthyroidism is Associated with Normal or Enhanced Intrinsic Cardiomyocyte Function despite Decline in Global Cardiac Function. PLoS One. 7, e46655 (2012).
  14. Papanicolaou, K. N., et al. Preserved heart function and maintained response to cardiac stresses in a genetic model of cardiomyocyte-targeted deficiency of cyclooxygenase-2. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 49, 196-209 (2010).
  15. Despa, S., Lingrel, J. B., Bers, D. M. Na+/K+-ATPase a2-isoform preferntially modulates Ca2+ transients and sarcoplasmic reticulum Ca2+ release in cardiac myocytes. Cardiovascular Research. 95, 480-486 (2012).
  16. Touchberry, C. D., et al. FGF23 is a novel regulator of intracellular calcium and cardiac contractility in addition to cardiac hypertophy. American Journal of Physiology - Endocrinology and Metabolism. (2013).
  17. Helmes, M., et al. Titin Determines the Frank-Starling Relation in Early Diastole. The Journal of General Physiology. 121, 97-110 (2003).
  18. Bell, R. M., Mocanu, M. M., Yellon, D. M. Retrograde heart perfusion: The Langendorff technique of isolated heart perfusion. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 50, 940-950 (2011).
  19. Flynn, J. M., Santana, L. F., Melov, S. Single Cell Transcriptional Profiling of Adult Mouse Cardiomyocytes. J Vis Exp. (58), e3302 (2011).
Isolatie en fysiologische analyse van de Muis Cardiomyocyten
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Roth, G. M., Bader, D. M., Pfaltzgraff, E. R. Isolation and Physiological Analysis of Mouse Cardiomyocytes. J. Vis. Exp. (91), e51109, doi:10.3791/51109 (2014).More

Roth, G. M., Bader, D. M., Pfaltzgraff, E. R. Isolation and Physiological Analysis of Mouse Cardiomyocytes. J. Vis. Exp. (91), e51109, doi:10.3791/51109 (2014).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
simple hit counter