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Immunology and Infection

Injection systémique de cellules neurales souches / progénitrices chez des souris atteintes d'EAE chronique

doi: 10.3791/51154 Published: April 15, 2014

Summary

La transplantation de cellules souches / progénitrices neurales (PNJ) détient de grandes promesses en neurologie régénérative. L'administration systémique de PNJ est devenu faible invasive, et thérapeutique très efficace protocole efficace, pour fournir des cellules souches dans le cerveau et la moelle épinière des rongeurs et des primates non humains touchés par les dégâts inflammatoire chronique expérimentale du système nerveux central.

Abstract

Cellules souches / précurseurs neurales (PNJ) sont une source de cellules souches prometteuses pour les approches de transplantation visant à la réparation du cerveau ou de la restauration en neurologie régénérative. Cette directive a surgi de nombreux éléments de preuve que la réparation du cerveau est atteint après la transplantation PNJ focale ou systémique dans plusieurs modèles précliniques de maladies neurologiques.

Ces données expérimentales ont identifié l'itinéraire de livraison de cellule comme l'un des principaux obstacles de thérapies de cellules souches réparatrices pour les maladies du cerveau qui nécessite une évaluation urgente. Intraparenchymateuse greffe de cellules souches représente une approche logique de ces pathologies caractérisées par des lésions cérébrales isolées et accessibles tels que les blessures de la moelle épinière et la maladie de Parkinson. Malheureusement, ce principe est applicable à mal des conditions caractérisées par une nature multifocale, inflammatoire et disséminée (dans le temps et dans l'espace), y compris la sclérose en plaques (MS). En tant que tel, le cerveau ciblage par systlivraison PNJ émique est devenu un peu protocole thérapeutique invasive et efficace pour fournir des cellules du cerveau et la moelle épinière des rongeurs et des primates non humains touchés par les dégâts inflammatoire chronique expérimentale du système nerveux central (SNC).

Cette méthode alternative de livraison de cellule repose sur la pathotropism PNJ, en particulier leur capacité innée à (i) détecter l'environnement via des molécules d'adhésion cellulaire fonctionnels et cytokines et chimiokines inflammatoires récepteurs; (Ii) franchir les barrières anatomiques fuite après administration intraveineuse (iv). Ou intracérébroventriculaire (icv) injection; (Iii) s'accumulent au niveau du site de périvasculaire multiple (s) de inflammatoire cerveau et la moelle épinière des dommages; et (iv) exercer trophique de tissu remarquable et des effets régulateurs immunitaires sur différentes cellules cibles de l'hôte in vivo.

Nous décrivons ici les méthodes que nous avons développées pour la iv. et <em> livraison icv de PNJ syngéniques chez la souris avec l'encéphalomyélite auto-immune expérimentale (EAE), comme modèle de démyélinisation inflammatoire chronique du système nerveux central, et envisager la livraison de cellules souches systémique comme une technique utile pour le ciblage sélectif du cerveau enflammé en neurologie régénérative.

Introduction

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Des preuves solides ont surgi de in vivo attestant de l'efficacité thérapeutique de la transplantation de cellules somatiques neurales souches / précurseurs (PNJ) dans des modèles animaux de troubles du SNC 1-8. Néanmoins, un certain nombre de questions relatives à la livraison de cellules souches dans l'hôte nécessite un examen attentif avant ces résultats expérimentaux peuvent être convertis en applications cliniques. Un obstacle particulier important vers le développement de (non-hématopoïétiques) réparatrice thérapies de cellules souches pour les maladies inflammatoires chroniques multifocales, cerveau est l'identification de l'itinéraire idéal d'injection PNJ. Une bonne compréhension de la physiopathologie de la maladie ciblée (focale ou multifocale; dégénérative inflammatoire ou primaire primaire), et une analyse prudente des questions de faisabilité et des risques associés aux techniques de livraison sont en identifiant le protocole optimal pour la livraison de cellules souches.

Bien que la focale ( (par exemple la maladie de Parkinson et la maladie de Huntington, le cerveau et la moelle épinière des blessures traumatiques, et accident vasculaire cérébral), la même approche peut s'avérer être pratiquement impossible dans des conditions telles que MS, où un dommage multifocale, chronique, et dans l'espace diffusées CNS s'accumule au fil du temps. Dans ce dernier cas, le ciblage des injections de cellules focales de lésions individuelles est également entravé par la capacité limitée des PNJ transplantés à migrer sur de longues distances dans le parenchyme du SNC, incitant ainsi l'identification de méthodes alternatives, plus appropriés de SNC visant avec greffes NPC moins invasives .

Grande promesse émergé des observations que les PNJ ciblent une tumeur intracrânienne (par exemple. Gliome) chez la souris lorsqu'il est injecté par voie intravasculaire en dehors de la CNS9. Suite à cette séminaldes preuves in vivo de la pathotrophism de cellules souches 10, de nombreuses données ont été accumulées concernant la faisabilité et l'efficacité thérapeutique de la transplantation systémique des PNJ dans les animaux de laboratoire avec l'encéphalomyélite auto-immune expérimentale (EAE), comme un modèle de lésions inflammatoires du système nerveux central, soit par voie intraveineuse (iv) ou intracérébroventriculaire (ICV). d'injection PNJ 1,2,5,6,8 .. Nous avons tout d'abord montré que cela dépend de la capacité des PNJ transplantés à cibler et à entrer dans le système nerveux central enflammée, et d'engager ensuite intercellulaire multiple programmes de communication au sein de micro-environnements spécifiques in vivo 11. Afin de cibler spécifiquement le système nerveux central, les PNJ sont livrés directement dans le liquide céphalo-rachidien (LCR) de circulation par injection icv, ou dans la circulation sanguine par injection intraveineuse. Une fois entré dans la circulation sanguine soit ou CSF, PNJ transplantées interagissent activement avecle cerveau (BHE) ou du sang liquide céphalo-rachidien (BCSFB) des barrières et entrer dans le parenchyme du SNC. Cette interaction entre le greffon NPC et le Bureau (ou BCSFB) est régie par ensemble spécifique de molécules d'adhésion cellulaire de surface PNJ (CAMs) et facilitée par l'expression de niveaux élevés de MCP contre-ligands sur endothéliales / cellules épendymaires activées 12-14. Des exemples de ces cames comprennent le récepteur de l'acide hyaluronique, CD44, et la molécule d'adhésion intercellulaire (ICAM) -1 ligand antigène très tardif (VLA) -4 5,15,16 (qui, dans les leucocytes, sont responsables de l'interaction avec épendymaire activé et des cellules endothéliales), et à un antigène des lymphocytes beaucoup plus faible de mesure associé aux fonctions (LFA) -1 et la glycoprotéine P-sélectine ligand (PSGL) -1. NPC expriment également une large gamme de récepteurs de chimiokine, y compris CCR1, CCR2, CCR5, CXCR3, et CXCR4 (mais n'expriment pas CCR3 et CCR7), qui sont fonctionnellement actifs, à la fois in vitro et in vivo 5,16. Ainsi, SystemicaNPC lly injectés utilisent ces CAMs, avec G-protein coupled receptor (GPCR), à s'accumuler au niveau de l'inflammation du système nerveux central. Inversement, les PNJ injecté par voie systémique chez des souris en bonne santé ne pas entrer dans le système nerveux central via vasculaire ou des routes spatiales liquide céphalo-rachidien 2. L'inflammation du système nerveux central, ou endothéliale / activation des cellules épendymaires suivante cytokine systémique ou lypopolisaccharide (LPS) injection comme un modèle d'encéphalite induite chimiquement, est donc nécessaire pour l'accumulation de PNJ systémique injectées dans le cerveau et la moelle épinière 2. Ainsi, le ciblage réussi de la CNS avec les thérapies systémiques NPC dépend de l'identification d'une fenêtre spécifique de la maladie de chances (WoO) dont le cerveau et l'environnement de la moelle épinière sont propices à l'accumulation et la migration trans de PNJ. De telles conditions se présentent généralement, dans le contexte de l'inflammation aiguë et subaiguë 17. Une fois après avoir entré le CNS, transplanté PNJ indifférenciéesse sont révélés améliorer les caractéristiques clinico-pathologiques de la souris ainsi que de plus grands primates non humains, atteintes d'EAE. Ceci a été décrit comme dépendant de minime remplacement des cellules 2 et remarquable sécrétion de facteurs immunitaires paracrines réglementaires et neuroprotecteurs dans périvasculaire CNS 2,5,6,18 vs non-SNC zones enflammées 19,20 (par exemple les ganglions lymphatiques) en réponse à la signalisation cellulaire inflammatoire provoquée par l'infiltration des cellules immunitaires 5.

Nous décrivons ici les aspects méthodologiques de l'injection systémique de PNJ somatiques dans un modèle de souris de l'EAE chronique. Plus précisément, nous définissons les protocoles que nous avons établies pour (i) résultent, développer et préparer transplantation PNJ somatiques de la zone sous-ventriculaire (SVZ) des adultes C57BL / 6; (Ii) induire l'EAE chronique chez ces souris et (iii) effectuer thérapeutiquement efficace systémique (iv ou icv) PNJ transplantation isouris nto EAE.

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Protocol

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Toutes les procédures impliquant des animaux sont effectués selon les principes de protection des animaux de laboratoire approuvé par le Home Office du Royaume-Uni dans les animaux (procédures scientifiques) de 1986 (PPL n ° 80/2457 de SP).

1. Dérivation de cellules somatiques de neurones souches / progénitrices (PNJ) de la zone sous-ventriculaire (SVZ) du cerveau de souris adulte

  1. Préparation des instruments de dissection et les médias
    NB: Ces deux solutions doivent être préparées 1-2 heures avant instruments de dissections sont prêts et préchauffé à 37 ° C au moins 20-30 minutes avant de l'utiliser (il contribue à diluer la papaïne et optimise l'activité enzymatique).
    1. Autoclave d'un ciseau pointu droite, un petit ciseau chirurgical et deux petites pinces dentelées courbes.
    2. Solution 'digestion': Préparer deux tubes de 50 ml distincts avec:
      Solution n ° 1: 25 ml solution saline acide éthylènediamine (EBSS) + 10 mg (EDTA) + 10 mg L-cystéine équilibré Earle;et
      Solution n ° 2: 25 ml EBSS + 50 mg de papaïne.
    3. Préparer "milieu de croissance complet» (CGM): toutes milieu de base de la souris avec des suppléments de prolifération de souris, des héparines de 0,002%, facteur de croissance basique des fibroblastes (bFGF, 10 ng / ml), du facteur épidermique de croissance (EGF, 20 ng / ml) et des antibiotiques (Pen / Strep).
  2. dissection du cerveau
    NB: Le retrait de l'os temporal peut facilement endommager les tissus en raison de leur netteté. Pour éviter cela, fixer solidement les os avec la pince et tirez jusqu'à ce que toute l'os a été enlevée.
    1. Pour chaque préparation de PNJ, abattage par dislocation cervicale n = 5-7, 4-8 semaines vieilles souris C57BL / 6.
    2. Nettoyer avec 70% d'éthanol (dans l'eau) les cheveux des souris de réforme et en arrière des oreilles avec les ciseaux pointu droite pour enlever la tête;
    3. Faire une incision médiane à l'aide d'un petit ciseau chirurgical pour couper la peau sur le crâne. Utilisation de la pince, plier les deux taches de la peau à des expose le crâne.
    4. Avec le petit ciseau chirurgical effectuer deux petites coupes à la base du crâne et enlever les os sous la protubérance / médullaire (de crâne ventrale). Passez en tirant sur les os temporaux. Avec le même ciseau effectuer une coupe le long du crâne, à partir de la base de l'ampoule, sans endommager la surface du cerveau. En outre, effectuer une coupe entre les os frontaux et les yeux, afin de faciliter l'enlèvement des os pariétaux. Avec deux pinces commencent retirer le crâne en tirant chacun des os pariétaux vers l'extérieur. Tout en tirant, faire attention aux méninges, ce qui peut endommager le cerveau lorsque les os sont enlevés.
    5. Une fois que le crâne a été supprimé, faites glisser la pince entre le cerveau et le crâne de détacher complètement les méninges à gauche. Soulevez délicatement le cerveau du crâne. Couper les nerfs optiques pour libérer le cerveau et finalement recueillir le cerveau dans un tube avec une solution saline tamponnée phosphate froide (PBS).
    6. Garder le tube sur une glaced Répétez la même procédure pour toutes les souris.
  3. Essais Dissection de la SVZ, neurosphère formation et de maintenance
    Nombre moyen de cellules x facteur de dilution x 10 4

    Lorsque 10 la figure 4 représente la conversion du volume total de la chambre de hématocytomètre (volume total = 0,1 mm 3 -> 10-4 cm 3 -> 4.10 ml). Lors de l'examen du facteur de dilution, une fois le fait avec la CGM et avec le colorant vital doivent être pris en considération. A titre d'exemple, si 160 cellules ont été comptées dans les quatre cases d'angle, la densité finale (cellules / ml) de la suspension cellulaire sera:

    160/4 x 5 (dilution avec CGM) x 2 (dilution avec coloration vitale) x 10 4
    1. Allumer une hotte à dissection équipé d'un microscope à dissection.
    2. Nettoyer toutes les surfaces avec de l'éthanol à 70% (dans l'eau), et pulvériser avec une solution anti Mycoplasma à réduire le risque de contamination.
    3. Couverturele fond d'un bécher avec de la gaze stérile (pour préserver les instruments pointus) et le remplir avec 70% d'éthanol (dans l'eau). Faire tremper dans le bécher de deux paires de pinces, une paire de ciseaux micro et une lame chirurgicale.
    4. Placez l'ensemble du cerveau sur la matrice cerveau-trancheuse.
    5. L'utilisation de deux lames de rasoir effectuer un sectionnement frontal 2 mm depuis le pôle antérieur du cerveau, à l'exception des voies optiques, et 3 mm en arrière de la coupe précédente; et placer le tissu sur une boîte de Petri propre.
    6. Sous le microscope de dissection isoler le tissu SVZ et les couper en 1 mm 3 pièces à l'aide de ciseaux iridectomie. Répétez l'opération pour tous les cerveaux.
      1. Mélangez bien les deux solutions (section 1.1.2) ci-dessus et filtrer à travers un filtre de 0,22 um immédiatement après les cerveaux sont disséqués et les SVZs sont prêts à être digéré.
    7. Transférer les sections dans 30 ml de solution 'digestion', remettre en suspension doucement avec a10 ml pipette et incuber 30 min à 37 ° C dans 5% de CO 2. Toutes les 15 min secouer délicatement le tube 2-3x.
    8. Centrifuger à 300 g pendant 10 min.
    9. Eliminer le surnageant et remettre en suspension le culot dans 200 pl de CGM par pipetage d'abord avec une P1000, puis avec une pipette P200 (10-20x chacun), jusqu'à l'obtention d'une suspension cellulaire unique.
    10. Prenez la suspension jusqu'à 5 ml avec CGM et transférer dans une fiole T25 cm 2.
    11. Après 5-7 jours in vitro (DIV) neurosphères se forment. Recueillir la suspension dans un tube de 15 ml et centrifuger 10 min à 150 x g.
    12. Enlever le surnageant et remettre le culot dans 200 ul de CGM.
      Dissocier les neurosphères mécaniquement par passage des cellules 100-150x avec une pipette P200, jusqu'à l'obtention d'une suspension cellulaire unique et prendre jusqu'à 1 ml avec CGM.
    13. Diluer la suspension cellulaire, par exemple 10 pi de suspension cellulaire dans 40 pi de CGM pour obtenir une dilution 1:5, et bien mélanger. Mélanger 10 ul de la DILUTe suspension cellulaire avec 10 pi d'un colorant vital et bien mélanger.
    14. Remplir une chambre de comptage hémocytomètre avec 10 ul d'une suspension de cellules 01 heures 01: solution de colorant vital. Compter séparément le nombre de (bleu) des cellules vivantes (blanc) et morts dans les quatre cases de coins. Pour déterminer le nombre de cellules / ml, appliquer le calcul suivant:
    15. Remettre en suspension de 2 x 10 5 cellules dans 5 ml de CGM et transférer dans un flacon T25 de 2 cm;
    16. Répétez sections 1.3.11-1.3.12 chaque 4-5 DIV. A partir du deuxième passage de l'expansion partir, évaluer la viabilité cellulaire par exclusion de colorant vital et commencer à construire une courbe de croissance continue en plaquant PNJ à densité clonale (8000 cellules/cm2), comme décrit 21. Gardez les numéros de cellulaires et répéter la procédure chaque 4-5 DIV. Pour générer une courbe de croissance continue, procédez comme suit:
      NB: Pour avoir une bonne préparation de la cellule, après 4-5 sphères DIV devraient avoir atteint un diamètre de 150-200 um. Pour avoir une bonne estimation de til cellule densité, il est important de trouver un facteur de dilution optimale afin d'avoir bien réparties, les cellules ne se chevauchent pas tout au long de la hématocytomètre. Idéalement, il devrait y avoir entre 50-200 cellules totales. Lors du comptage, seules les cellules comprises dans la place sans toucher les frontières doivent être considérés. En outre, la viabilité des cellules est un facteur essentiel de disposer d'une préparation en bonne santé. Fait important, elle doit être supérieure de 90%. Une courbe de croissance linéaire est un autre indicateur d'une préparation de cellules saines.
      1. Compter le nombre de cellules vivantes et mortes (par exemple 1,3 x 10 6).
      2. Définir le taux de croissance de la division du nombre de cellules vivantes par le nombre de cellules étalées (par exemple 1,3 x 10 6/2 x 10 5 = 6,5).
      3. Calculer le nombre total de cellules en multipliant le taux pour le nombre total de cellules présentes à l'instant précédent (au début = 2 x 10 5) de la croissance.
      4. Indiquer la moyenne7; écart-type pour construire une ligne de tendance linéaire.
    17. A partir de passage 6, dissociation mécanique est remplacé par dissociation enzymatique. Après centrifugation à 150 xg pendant 10 minutes, éliminer le surnageant, remettre en suspension le culot dans 200 pl de solution de dissociation cellulaire total, remettre en suspension 7-8x avec un P200 et incuber 10 min à 37 ° C, 5% CO 2.
    18. Reprendre 7-8x avec un P200 pour obtenir une suspension cellulaire unique et ajouter 800 ul de CGM. Compter les cellules (à la fois vivants et morts) et assurer leur viabilité. Remettre en suspension à 2 x 10 5 cellules dans 5 ml de CGM et transférer dans une fiole T25 cm2.
  4. Transduction virale de PNJ pour le suivi in vivo de cellules
    NB: Pour vérifier l'efficacité de la transduction virale, construire une courbe de croissance parallèle avec les PNJ transduction et nontransduced. En outre, l'efficacité clonale, qui est le nombre absolu de cellules de neurosphères de formage présente à l'intérieur une préparation cellulairetion ou d'une analyse du cycle cellulaire par la teneur en ADN (avec l'iodure de propidium, PI), peuvent être utilisées comme d'autres indications de l'état de la cellule. Si le pourcentage de cellules infectées ne doit pas être bon, le protocole de transduction virale peut être répétée une seconde fois avec la même population de cellules. Une fois que le niveau d'infection est satisfaisante et la courbe de croissance est similaire à celui obtenu avec les cellules de type sauvage, NPC transduites peuvent être étendus et / ou transplantées.
    1. Récolter les neurosphères et obtenir une suspension de cellules isolées. Plaquer les cellules à haute densité (1,5 x 10 6 cellules dans un flacon T75 cm 2) dans 10 ml CGM.
    2. Après 12 heures ajouter 3 x 10 6 TU / ml d'une troisième génération vecteur lentiviral pRRLsin. PPT-hCMV conçu avec E. coli dérivé β-galactosidase (lacZ) ou avec la protéine fluorescente verte (GFP).
    3. 48 h plus tard, la récolte des cellules, centrifuger à 300 g pendant 10 min et Réensemencement les cellules à un rapport de 1:1.
    4. AprèsTrois passages in vitro de vérifier l'efficacité de l'infection. La cytométrie en flux est couramment utilisé pour tester l'efficacité infection, et le niveau satisfaisant d'infection est communément admis pour être de l'ordre de 75-95% de cellules positives. Vérifier à nouveau l'efficacité de l'infection après 3 passages supplémentaires de l'expansion pour vérifier le maintien de l'expression du marqueur.
  5. Neurosphère congélation
    1. Récolter les neurosphères dans un flacon T25 cm 2, centrifuger à 300 g pendant 10 min, et jeter le surnageant.
    2. Reprendre le culot avec 1 ml de milieu de congélation (CGM avec 10% de diméthylsulfoxyde (DMSO).
    3. Placez les cryotubes à -80 ° C dans un récipient de congélation.
    4. Après au moins 24 heures de déplacer les cellules à un cryobox et conserver à -80 ° C pendant des mois, ou de porter à l'azote liquide (N2) pour une conservation plus longue.
  6. Neurosphère décongélation
    NB: Pour éviter les effets toxiques de contact prolongé of PNJ avec du DMSO, le processus de décongélation doit être aussi rapide que possible.
    1. Retirez le tube cryogénique de -80 ° C / N 2 et le garder sur la glace sèche.
    2. Décongeler rapidement le flacon dans un bain d'eau, jusqu'à ce que la quasi-totalité de la suspension cellulaire est décongelée et seulement une petite partie de la suspension reste glacé.
    3. Reprendre la suspension de cellules avec 5 ml d'préchauffé frais CGM.
    4. Centrifuger à 300 g pendant 10 min.
    5. Retirer le surnageant, remettre en suspension doucement avec 5 ml de frais CGM et de la plaque de la suspension cellulaire dans un flacon propre et non traitée T25 cm 2.
  7. 1.7) PNJ caractérisation
    NB: Le dernier lavage PBS peut être remplacé par 0,05% d'azide de sodium-PBS pour empêcher la croissance fongique ou contaminations, et coverslides sont stockés à 4 ° C pendant 2-3 semaines.

    NB: pour colorer les marqueurs intracellulaires ajouter un agent de perméabilisation de PBS dans la solution de blocage. Si la source de l'anticorps primaire est une chèvre, albumi de sérum bovinn (BSA) ou de sérum de chèvre à l'exception devrait être utilisé.

    NB: Pour colorer des marqueurs intracellulaires utilisent un agent de perméabilisation de la solution d'anticorps primaire.
    1. Placer un coverslide de verre de 13 mm sur le fond d'une plaque à 24 puits. Ajouter 150 ul de solution de revêtement sur le haut de chaque coverslide pour créer une petite goutte. Incuber pendant au moins 30 min à 37 ° C, 5% CO 2.
    2. Récolter les neurosphères et se dissocier pour obtenir une suspension cellulaire unique.
    3. Compter les cellules vivantes et diluer pour obtenir 80 000 cells/35 ul. Éliminer l'excès de solution de revêtement à partir de la coverslide par aspiration douce, et plaquer les 35 ul de suspension cellulaire.
    4. Incuber 25 min à 37 ° C, 5% CO 2. Vérifier rapidement au microscope de contraste de phase si les cellules ont commencé à adhérer.
    5. Préparer le milieu de différenciation en mélangeant moyen de la souris de base avec les suppléments appropriés (voir le tableau 1) et des antibiotiques (Pen / Strep).
    6. Ajouter 400 ul de milieu de différenciation et incuber à 37 ° C, 5% CO 2.
    7. Après 3 DIV, changer la moitié du milieu par du milieu de différenciation frais.
    8. Après 6 DIV, éliminer le milieu et laver une fois avec du PBS. Sous une hotte chimique retirer le PBS et ajouter 300 ul d'préchauffé paraformaldéhyde 4% (PFA) 4% de saccharose. Incuber pendant 5 min à température ambiante (RT). Retirez la PFA et laver 3 fois avec PBS.
    9. Pour procéder à l'immunocytochimie, retirez le PBS et bloquer avec du PBS 10% de sérum de chèvre normal (NGS) (solution de blocage), et incuber 1 heure à température ambiante.
    10. Retirer la solution de blocage et ajouter l'anticorps primaire dilué souhaité avec PBS 1% NGS. Incuber à 4 ° CO / N ou, en variante, 120 min à température ambiante.
    11. Après l'incubation, laver 2 fois avec PBS. Incuber avec l'anticorps secondaire approprié dilué avec du PBS 1% de NGS. Incuber 60 minutes à température ambiante.
    12. Laver 2 fois avec du PBS et contre-colorer les noyaux avec 4 ',6-diamidino-2-phénylindole (DAPI) dilué avec du PBS 1:20,000 agent de perméabilisation pendant 3 min à température ambiante dans l'obscurité. Laver deux fois avec du PBS et une fois avec de l'eau distillée.
    13. Mettre une goutte de milieu de montage sur une lame de tissu de verre et avec une pince à monter le coverslide avec les cellules en regard du support de montage. Appuyez doucement sur le coverslide de faire sortir l'excès de milieu de montage. Laissez le coverslide dans l'obscurité à la température ambiante jusqu'à ce que le milieu de montage est séché et stocker à 4 ° C.

2. Myéline Oligodendrocyte glycoprotéine (MOG) induite expérimentale auto-immunité dans C57BL / 6

  1. Préparation de l'émulsion
    1. Sur un bêcher en verre de préparer une émulsion composée de l'adjuvant incomplet de Freund contenant 4 mg / ml de Mycobacterium tuberculosis [autrement défini comme adjuvant complet de Freund (CFA)] et 200 ug de MOG (peptide 35-55), en considérant que le montant total de l'émulsion par souris sera de 300 pi.
      NB: affectation de créditscontrôles te de souris MOG-immunisés en CFA sont des souris immunisées avec CFA seulement. La variance attendue de l'apparition de la maladie chez les souris immunisées MOG est de 11,3 (± 1,8) dpi.

      NB: Pour le calcul du volume total de l'émulsion nécessaire, envisager deux fois plus de volume que le nombre de souris pour vacciner. La verrerie doit être préférée à plasticware à minimiser le gaspillage d'une partie de l'émulsion.
      1. Avec une seringue en verre tenant un mélange 19 d'aiguille G pendant environ 30 minutes, en gardant toujours l'émulsion sur la glace.
      2. Pour vérifier si l'émulsion est prêt, déposez une petite quantité d'émulsion de l'eau. L'émulsion est prêt à être injecté uniquement si la goutte reste telle quelle et ne se disperse pas.
      3. Immuniser le groupe de souris de contrôle avec du CFA seul. Offrez-souris expérimentales (MOG immunisé) avec MOG en CFA. La variance attendue d'apparition de la maladie dans MOG souris immunisées est de 11,3 (± 1,8) dpi.
    2. Transférer l'aiguille 19 G pour un 1 ml seringue en plastique une aspirer l'émulsion. Éviter les bulles, changer l'aiguille avec un 25 G et laisser la seringue sur la glace. Seringues remplies de l'émulsion sont prêts à être utilisés et doivent être conservés sur de la glace pendant quelques heures.
  2. Immunisation
    1. Placez la souris (de 6-8 semaines, de sexe féminin) dans une zone de réchauffement et attendre environ 10 minutes pour permettre à la veine de la queue à se dilater.
    2. Transférer un clic à partir de la boîte de réchauffement à un dispositif de retenue de la souris. Fermer le dispositif de retenue afin d'éviter tout mouvement de la souris.
    3. Remplir une seringue de 1 ml d'insuline avec 100 pi de toxine de la coqueluche (5 ug / ml) en évitant de faire des bulles. Injecter lentement la solution dans la veine de la queue. Retirez l'aiguille et appuyez pendant quelques secondes avec un morceau de papier de brancher le saignement.
    4. Placez la souris dans le dos de la cage et répétez la même procédure pour toutes les souris.
    5. Anesthésier une souris avec inhalation continue de l'isoflurane (1-2%, 2 L / min) et d'injecter 100 ml de l'émulsion sous-cutanée au niveaules deux flancs et la base de la queue (300 ul émulsion / souris). Retirer lentement la seringue, en évitant la fuite de l'émulsion.
    6. Marquez la souris avec un perforateur de l'oreille, placez la souris dans la cage et vérifier jusqu'à guérison complète. Répétez l'opération pour toutes les souris.
    7. Après 48 heures (2 jours après la vaccination, dpi) section de répétition 2.2.3.
  3. L'analyse du comportement des souris atteintes d'EAE
    1. À partir de 5 dpi, peser les souris quotidienne et le suivi de leurs performances locomotrices, en utilisant le système de notation à l'échelle décrite dans le tableau 1.

3. Injection de cellules neurales souches / progénitrices dans la veine caudale (iv)

  1. La préparation des cellules
    1. neurosphères de récolte par centrifugation à 300 g pendant 10 min.
    2. Eliminer le surnageant et ajouter 200 ul de solution de dissociation cellulaire total. Incuber 10 min à 37 ° C, 5% CO 2.
    3. Remettre en suspension doucement 10-12x (avoiding) des bulles avec un P200 jusqu'à l'obtention d'une suspension de cellules isolées et les amène à 800 ul avec un milieu de base sans Ca 2 + et Mg 2 +.
    4. Compter les cellules à l'aide d'un colorant vital pour doser la viabilité cellulaire et de diluer la suspension avec un milieu de base sans Ca 2 + et Mg 2 + pour obtenir une densité finale de 10 6 cells/150 ul. Conserver la suspension de cellules sur de la glace jusqu'à utilisation.
  2. Injection iv NPC
    NB: La dissociation idéal en suspension cellulaire unique et l'absence de bulles d'air sont deux aspects essentiels à considérer pour réduire le risque soit de touffes / agrégats vs formation d'emboles qui pourrait aboutir à une occlusion de la veine et la mort conséquente.
    1. Au sommet de la maladie (16-18 dpi), peser et marquer les souris. Distribuez les souris en fonction de leur score dans le but d'avoir des groupes homogènes.
    2. Placez la souris dans une boîte de réchauffement et attendre environ 10 minutes pour permettre à la veine de la queue à se dilater. Transférer un clic à partir de la boîte de réchauffement à un dispositif de retenue de la souris. Fermer le dispositif de retenue afin d'éviter tout mouvement de la souris.
    3. Remplissez un 1 ml seringue à insuline avec 150 pi de suspension cellulaire et assurez-vous d'enlever toutes les bulles. Injecter lentement la solution dans la veine de la queue. Retirez l'aiguille et appuyez pendant quelques secondes avec un morceau de papier de brancher le saignement (figures 6A et 6B).
    4. Placez la souris dans la cage et vérifier jusqu'à la guérison. Répétez la même procédure pour toutes les souris.

4. L'injection de cellules neurales souches / progénitrices dans la grande citerne (ICV)

  1. La préparation des cellules
    1. PNJ de récolte par centrifugation à 300 g pendant 10 min.
    2. Eliminer le surnageant et ajouter 200 ul de solution de dissociation cellulaire total. Incuber 10 min à 37 ° C, 5% CO 2.
    3. Remettre en suspension doucement 10-12x avec un P200 jusqu'à l'obtention d'un seul cell suspension et prendre à 800 pi avec le milieu de base sans Ca 2 + et Mg 2 +.
    4. Compter les cellules et on dilue la suspension avec un milieu de base sans Ca 2 + et Mg 2 + pour obtenir la densité cellulaire désirée. Conserver la suspension de cellules sur de la glace jusqu'à utilisation.
  2. 4.2) injection PNJ icv
    1. Au sommet de la maladie (16-18 dpi), peser et marquer les souris. Distribuez les souris en fonction de leur score dans le but d'avoir des groupes homogènes.
    2. Placer la souris sur un appareil stéréotaxique sous inhalation continue de l'isoflurane (1-2%, de 2 L / min). Fixer la tête de la souris avec les barres d'oreilles. Puis ajustez la bouche et des morceaux de nez. Assurez-vous que la tête de la souris est plate et fixée.
    3. Nettoyer la tête de la souris avec l'iode povidone (PVP-I) et faire une incision à couper la peau dans la partie postérieure de la tête pour exposer le crâne.
    4. L'utilisation d'un micromanipulateur, insérer la pointe d'un microlitreseringue iter dans la fente entre l'occiput et la vertèbre atlas à travers les muscles et les ligaments intacts sur la ligne médiane à l'arrière du cou. La partie coudée de l'aiguille est maintenue en contact étroit avec la surface interne de l'occiput pour la totalité de la longueur, telle que décrite 22.
    5. Insérer l'aiguille lentement et attendre quelques secondes. L'opérateur est destiné à apprendre à reconnaître la sensation de l'aiguille étant «accro» au crâne de la souris, avant de commencer à injecter la préparation cellulaire. Injecter lentement le volume des cellules (à moins de 3 à 5 min). Laissez l'aiguille en place pendant quelques secondes supplémentaires après l'injection et retirer lentement la seringue.
    6. Recoudre la peau et placer la souris dans une cage de récupération jusqu'à guérison complète.

5. Traitement des tissus

  1. Profondément anesthésier les souris avec un mélange de 0,5 ml de kétamine (100 mg / ml), 0,25 ml de xylazine (23,32 mg / ml) et 4,25 ml d'eau stérile et transcardically perfuser, wincinération avec une solution saline-EDTA et fixer avec 4% de PFA. Retirez les deux colonnes vertébrales et de cerveaux et postfix dans 4% PFA pendant 12 heures à 4 ° C. Laver le tissu dans du PBS, enlever la moelle épinière de l'os et lui laisser le tissu d'au moins 48 h dans 30% de saccharose (dans du PBS) à 4 ° C. Incluez les tissus de la température de coupe optimale (OCT) de composé et enclenchez le gel avec de l'azote liquide, comme décrit 2.
  2. Utilisez un microtome pour couper les tissus en 10-12 um tranches épaisses.
  3. Sinon, incorporer tissu frais dans de l'agarose et couper le tissu en utilisant un vibratome 50-80 um tranches épaisses.
  4. Dans les deux cas, l'incubation O / N à 37 ° C dans du D-galactopyranoside (X-gal) solution pour détecter l'activité β-galactosidase nucléaire-chloro-3-indolyl-β 5-bromo-4.
  5. Recouper sections contenant β-gal + cellules en 5 um tranches et le double tache en utilisant fibrillaire antiglial protéine acide (GFAP) pour les astrocytes (50 pg / ml), l'antigène nucléaire antineuronaux (NeuN) pour les neurones (1 &# 956; g / ml) et antiNestin de cellules neurales indifférenciées (10 pg / ml).
  6. Procédez comme décrit dans les sections 1.7.11 et 1.7.12. Pour de multiples colorations assurez-vous d'utiliser des anticorps secondaires conjugués avec différents fluorophores.
  7. Pour les tissus contenant des cellules GFP étiqueté procédez comme expliqué aux étapes 5.1 à 5.3 et procéder aux multiples colorations.
  8. Ajouter quelques gouttes de milieu de montage sur les lames et couvrir avec une lamelle de tissu.
  9. Pour les sections colorées avec des anticorps conjugués à la biotine préparer une solution d'avidine complexe biotine (solution ABC, voir le tableau 2) et laissent dans l'agitation pendant 45 min.
  10. Incuber les tranches 5 min avec 1% de H 2 O 2 pour bloquer l'activité de peroxydase endogène.
  11. Laver deux fois avec du PBS.
  12. Incuber avec une solution ABC pendant 1 heure à température ambiante.
  13. Laver deux fois avec du PBS.
  14. Incuber avec une solution de 3,3 '-diaminobenzidine et de 0,3% de H 2 O 2. Surveillance de l'ONU de réactionder un microscope et laver avec du PBS dès que la tranche commencer à obtenir brun (généralement autour de 5-10 min).
  15. Laver deux fois avec du PBS et procéder comme décrit dans l'étape 5.7.

Liste complète des matériaux et des réactifs est présentée dans le tableau 2.

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Representative Results

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NPC dérivation et la caractérisation
Dissections SVZ sont effectuées sur les piscines (n = 5-7 souris / pool) de vieux 6-8 semaines souris C57BL / 6 par le biais de dissociation mécanique et enzymatique (figure 1A). Après quelques jours de culture dans CGM, neurosphères flottants commencent à se former (Figures 1A et 1B). Sphères primaires sont recueillies et mécaniquement des passages tous les 4-5 DIV. Après repiquage, les nombres de cellules vivantes et mortes sont déterminées et le nombre de cellules cumulatifs tracées pour générer une courbe de croissance (Figure 1C). Ceci donne une indication de la vitesse de propagation, fournissant ainsi un paramètre indirect pour évaluer la stabilité globale de la préparation de l'APN. Lorsque proliférant comme neurosphères, NPC expriment des marqueurs de l'activité mitotique (phospho-histone H3, PHH3; 5 pg / ml) et de cellules neurales différenciées (par exemple, la nestine) (figure 2A). PNJ indifférenciées qui sont pour être thérapeutiquement efficacious dans l'EAE après transplantation doit exprimer les molécules d'adhésion de surface cellulaire qui incluent CD44 (5 ug / ml), la sous-unité α4 de de la VLA-4 (10 ug / ml) (Figure 2F). Lorsque plaqué dans des conditions de différenciation appropriées, NPC expriment des marqueurs typiques des trois lignées neurales, (figure 2B), tels que la GFAP marqueur astroglial (figure 2C), le marqueur microtubules neuronaux associés protéine-2 (MAP-2, 5 pg / ml ) (Figure 2D) et les marqueurs oligodendrogliales O4 (5 ug / ml) et de la protéine basique de la myéline (MBP, 10 ug / ml) (figure 2E), confirmant ainsi que CNP sont multipotentes vers les trois principales lignées neurales. Pour faciliter l'identification des cellules transplantées in vivo, les PNJ sont transduites avec des lentivirus génétiquement stable à exprimer des gènes rapporteurs tels que la GFP. PNJ transduites expriment la GFP à la fois comme la prolifération des neurosphères (figures 3A et 3C) ainsi que lors de la différenciation in vitro sur le facteur de croissance de retrait (Figure 3B). Pour vérifier l'efficacité de la transduction, l'expression de la GFP est analysée par cytométrie de flux, et ce dès 3 passages après transduction cellulaire (qui est en laissant suffisamment de temps pour avoir l'expression robuste du transgène introduit au niveau de la protéine). Lors de l'application des lentivirus de troisième génération aux PNJ in vitro, on observe toujours> 90% des cellules présentant des niveaux élevés de BPA sur plusieurs expériences indépendantes (figure 3C), avec ni toxicité manifeste ni changements dans la prolifération, lorsque l'on compare les courbes de croissance de type sauvage et PNJ lenti-GFP transduction (figure 3D).

Chronique induction EAE
L'EAE est l'un des modèles les plus caractérisées de MS, car elle reprend la plupart des manifestations pathologiques et cliniques de sclérose en plaques. L'immunisation de souris C57BL / 6 avec MOG35-55 conduit à la développement d'une forme chronique de l'EAE. A l'approche du début de la maladie (11,3 ± 1,8 dpi) pendant la phase d'induction (préclinique), MOG souris immunisées commencent à perdre du poids (figure 4A). Au début de la phase effecteur / invasion (pic clinique; 16,8 ± 3,2 dpi) souris EAE atteindre le sommet de la maladie (score de 3,5 ± 0,7), et peu de temps après avoir culminé ils montrent une reprise progressive et partielle qui stabilise enfin lors de la chronique phase (stable clinique) de l'ordre de 30 dpi partir (score de 2,8 ± 0,9) (figure 4B). De nombreuses études, dont certaines enquêtes EAE soit par microscopie intravitale 23 ou imagerie par résonance magnétique 24, associé à la pathologie in vivo des tissus, ont identifié dans le pic de la phase effecteur / invasion (16-22 dpi) la fenêtre d'opportunité idéale (WoO) dans lequel effectuer des thérapies expérimentales systémiques avec des cellules souches destinées à entrer dans la inflammatoire chronique du système nerveux central EAE et le protéger contre d secondaireAmage.

Injection NPC
PNJ syngéniques injectés par voie systémique chez des souris atteintes d'EAE (Figure 6) se trouvent presque exclusivement dans les zones périvasculaires des dommages du système nerveux central, à la fois dans le cerveau (figure 5A) et la moelle épinière (figures 5B-D), jusqu'à 45 jours après la transplantation (dpt), comme décrit 5 iv.. injectées PNJ conservent préférentiellement un immature, Nestin + (figure 5C) phénotype, tandis que quelques PNJ sortir de la zone périvasculaire exprimer NeuN (figure 5D). Fait à noter, les PNJ injecté iv dans les contrôles sains ne parviennent pas à entrer dans le système nerveux central par voie vasculaire (figure 5E). Après injection intraveineuse PNJ, un nombre important de PNJ injectés sont trouvés au niveau des organes non-SNC tels que le foie, l'intestin, la rate, les poumons et les reins, mais pas le cœur, dès le 10 dpt (figure 5F). PNJ non-CNS accumulation sont complètement vidés de thes e organes périphériques par 30 dpt (figure 5G).

Figure 1
Figure 1. Isolation des PNJ de la SVZ de souris adultes et génération de lignes NPC stable extensibles. Une représentation schématique des principales étapes critiques de la génération de manière stable extensible, et la préparation des PNJ de souris injectables. B, Neurosphères in vitro. C , PNJ cultivées comme neurosphères sont passées tous les 4-5 jours. Le nombre de cellules vivantes et mortes sont collectées et le nombre de cellules cumulatifs tracées pour générer une courbe de croissance. La barre d'échelle en B est de 200 um. Les données de C sont nombre cumulé moyen de cellules ± écart-type (n = 3).

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Figure 2. Caractérisation des PNJ. A, neurosphères de souris prolifération expriment le noyau protéine histone PHH3 (vert), et du type VI protéine de filament intermédiaire Nestin (rouge). BE, Après 6 DIV dans des conditions de différenciation, les PNJ sont multipotentes vers astrogliale (GFAP, rouge dans C), neuronale (MAP-2, vert D) et oligodendrogliales (O4, vert dans E, et MBP, rouges à E) lignées. Quantification de GFAP, MAP-2, et O4 cellules exprimant à 6 DIV après différenciation in vitro PNJ sont montré en B. Données par B sont en moyenne ± SD% (n = 3). Les barres d'échelle sont en CE 50 um. F, cytométrie de flux analyse de l'expression des principales molécules d'adhésion de surface cellulaire de régulation leukocyte extravasation dans neurosphères de souris. Figure 2F est reproduit à partir Pluchino et al. 2

Figure 3
Figure 3. Transduction des PNJ avec des lentivirus exprimant des gènes rapporteurs (par exemple GFP. A et B, des images à contraste de phase de neurosphères (A) et les PNJ de différenciation (B) qui ont été transduites avec un lenti-GFP vecteur 3 ème génération. Cytométrie en flux des PNJ dans A. C, de type sauvage (non transduites) et lenti-GFP PNJ transduites cultivées comme neurosphères sont passées tous les 4-5 jours. Nombre de cellules vivantes et mortes sont collectées et le nombre de cellules cumulatifs tracées pour générer une courbe de croissance. La barre d'échelle dansA et B est de 200 um. Les données de C sont nombre cumulé moyen de cellules ± écart-type (n = 3).

Figure 4
Figure 4. Caractérisation fonctionnelle de l'EAE chronique. Un, le poids quotidien de surveillance dans le MOG et CFA vaccinés souris C57BL / 6 sur un total de suivi de 40 dpi. B, Daily EAE suivi de partition dans MOG-et CFA immunisées souris C57Bl / 6 sur un total de suivi de 40 dpi . Les données sont exprimées en moyenne ± numéros SD (n = 10 souris / groupe).

Figure 5
Figure 5. Systémique injecté PNJ émigrésmangé dans le parenchyme de souris atteintes d'EAE. AE, coloration X-gal de vibratome coupe (70 pm) cerveau (A) et la moelle épinière (B) des coupes de tissus provenant de souris EAE injection iv avec les PNJ syngéniques, montrant β-gal + cellules transplantées ( PNJ cellules bleues) persistent dans les zones péri-vasculaires du système nerveux central à la fin de la clinique suivi (106 dpi). C, β-gal + iv. injectés (bleu) persistent dans les zones péri-vasculaires du système nerveux central, de conserver un Nestin + (brun) phénotype. D , Quelques PNJ migration expriment NeuN + (brun) tant qu'ils se déplacent hors de la zone périvasculaire. E, coloration X-gal dans une section de la moelle épinière représentant d'une EAE souris de sham-traitée. . barres d'échelle, 20 um FG, l'analyse de tissus autres que le SNC montre que ic -. ou PNJ iv. injectés (cellules bleues) atteignent pratiquement tous les organes (. par exemple poumons, le foie, la rate, le cœur, les intestins, les reins) esprithin 10 dpt (F), mais sont compensés par les mêmes organes de 30 dpt (G). Figures 5A-E est reproduit de la référence 5, tandis que les figures 5F-G est reproduit à partir Pluchino et al. 2

Figure 6
. Figure 6 Représentation schématique du protocole pour l'injection systémique de PNJ dans des souris atteintes d'EAE principales étapes critiques de l'injection systémique de PNJ dans des souris atteintes d'EAE:. Partir de la préparation de CAM injectable cellule exprimant unique dissocié PNJ la chambre de culture de cellules (A) , pour l'injection dans la veine caudale de souris atteintes d'EAE au pic de la phase effectrice de la maladie / d'invasion (B), vers la détection in vivo des CPN injectés qui ont cibléle système nerveux central (C), pour les études pathologiques in vivo de tissus permettant l'étude des mécanismes de la plasticité des NPC injectés thérapeutique (D). En D, les cellules vertes en sont les oligodendrocytes, cellules bleu foncé sont les axones, les cellules bleu clair sont PNJ transplantés, les cellules orange sont les astrocytes et les cellules rouges sont des cellules endothéliales.

<td> 2.5
Score Les réponses locomotrices
0 Souris normale. Pas de signes manifestes de la maladie
1 Queue Limp: flaccidité complète de la queue, et l'absence de curling à la pointe de la queue lorsque la souris est ramassé
1.5 Hind faiblesse des membres: la souris montre déclenchements occasionnels et brèves en marchant sur une démarche dandinante
2 Limp queue et des pattes postérieures faiblesse: lorsqu'il est placé sur le dos, la souris ne peut pas se tourner vers sa position normale
Partielle paralysie des membres postérieurs: la souris ne peut plus utiliser les membres postérieurs pour maintenir la posture croupe ou marcher, mais peut encore déplacer un ou deux membres postérieurs dans une certaine mesure, les membres antérieurs ne sont pas affectées
3 Des membres postérieurs paralysie complète: perte totale de mouvement dans les membres postérieurs. La souris se traîne uniquement sur ses membres antérieurs, qui ne sont pas affectés. A ce stade, les souris reçoivent de la nourriture sur le sol de la cage, tubes Sipper longs, et l'injection sous-cutanée quotidienne de solutions d'hydratation pour éviter la déshydratation. Si souris développent des plaies ou des lésions de la peau qui ne guérissent avec un traitement, ils seront euthanasiés
3.5 Faiblesse des membres antérieurs: quand l'endroit sur une grille verticale, la souris n'est pas en mesure de monter lentement et tombe
4 État moribond
5 Souris trouvés morts ou réformés selon des points limites

Table 1. Cinq échelle de stade de signes cliniques et de paralysie ascendante chez les souris EAE.

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Discussion

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Thérapies à base de cellules souches somatiques sont en train de devenir l'une des stratégies les plus prometteuses pour le traitement des troubles du système nerveux central inflammatoires chroniques telles que le MS2 11. Bien que les mécanismes soutenant leurs effets thérapeutiques doivent encore être complètement élucidé, l'impact significatif des PNJ transplantation dans différents modèles expérimentaux de maladies neurodégénératives a donné lieu à la croyance un peu provocateur que les cellules souches pourraient bientôt être appliquées dans les études humaines. Toutefois, avant d'envisager des applications humaines potentielles de ces thérapies innovantes dont nous avons besoin pour faire face à certaines questions clés et répondre à certaines questions sans réponse, telles que l'identification de la source idéale sur les cellules souches pour la transplantation (autologue vs allogénique, pluripotentes vs multipotentes) et le meilleur itinéraire d'administration.

Les maladies neurodégénératives diffèrent dans leurs pathophysiologies, certains étant spatialement confiné (par exemple. Moelle épinièrejury, accident vasculaire cérébral), tandis que l'autre est caractérisé par une diffusion spatio-temporel (par exemple, MS). Il découle que l'injection de focale (souches), les cellules peut être un traitement approprié pour le premier cas, tandis qu'il peut être insuffisante ou tout simplement impossible pour celui-ci, où la présence de plusieurs sites de lésions cérébrales représente une difficulté supplémentaire à surmonter.

Conformément preuve a démontré que l'administration intraveineuse peut représenter un protocole (invasive et bas) valable pour l'administration de cellules, supporté par la capacité intrinsèque des cellules souches pour détecter l'environnement et en particulier à la maison vers le site (s) de dégâts. Cependant, la traduction de thérapies NPC systémiques dans les cliniques est encore entravée par quelques limitations, comme l'accumulation possible des cellules transplantées dans les organes périphériques non-SNC (par exemple les poumons, la rate, les ganglions lymphatiques et les reins) qui peuvent ou peuvent ne pas être des sites des réactions inflammatoires locales in vivo. Bien que cette accum non spécifiquelation des PNJ injectés sur la cible CNS est rapidement effacé chez les souris avec EAE2 chronique, il existe des preuves de la persistance de l'APN à long terme (ou, dans certains cas ciblage exclusif) au niveau des organes lymphoïdes secondaires (p. ex. des ganglions lymphatiques et la rate) après injection systémique chez des souris atteintes récurrente EAE5 19,20. Le fait qu'un grand nombre de PNJ transplantés recirculer vers les organes non-SNC crée un effet de dilution, de réduire inévitablement le nombre absolu de PNJ dans le SNC. Fait intéressant, systémique injectés PNJ sont thérapeutiquement efficaces (par exemple par des actions réglementaires immunitaires), même si l'accumulation exclusivement sur ​​le système nerveux central 19,20. Et les effets thérapeutiques ensemble des PNJ injectés ciblant le système nerveux central à seulement 5 ou les ganglions lymphatiques seulement 19 sont comparables. Cela peut en partie en raison d'une plasticité intrinsèque des cellules, qui répondent différemment à des composants moléculaires de la surrounding microenvironnement. Notamment, si d'une part les PNJ transplantés peuvent sentir la présence de cytokines inflammatoires et exercer leur effet thérapeutique à travers des mécanismes immunomodulateurs 16, d'autre part, ils peuvent entrer en contact avec des micro-environnements hostiles pour ultimement mener à la formation de tumeurs 25,26. Pour ces raisons, l'option privilégiée est à présent se concentrer PNJ injectés dans le système nerveux central. En tant que telle, l'administration intrathécale (par l'intermédiaire d'une voie ou lombaire cisternal) est toujours le parcours le plus accepté prospective de l'administration dans des essais cliniques. Cependant, la multifocalité et l'hétérogénéité pathologique des lésions de SP peuvent limiter l'efficacité d'une telle approche.

Ici, nous décrivons un protocole efficace pour isoler, de maintenir et de caractériser les progéniteurs neuraux de souris à partir de la SVZ adulte et successivement, comment systémique (iv fois et icv) injecter PNJ chez les souris affectées par l'EAE chronique, l'un des plus stumorts modèles de MS. Même si relativement simple, ces protocoles présentent quelques mesures essentielles qui doivent être pris en considération. Dans un premier temps, il est obligatoire d'obtenir une préparation de cellules de façon stable extensible et en bonne santé. Comme décrit dans tout le protocole, la stabilité des cellules peut être indirectement déduire en regardant leur taux de croissance. Idéalement, neurosphères devraient atteindre un diamètre de 150-200 um chaque 4-5 DIV et le pourcentage de mort cellulaire sur des passages doit être très faible (moins de 10%). Aussi, neurosphères doivent présenter une forme compacte et régulière ronde au microscope. L'infection par le lentivirus peut interférer avec la survie et la stabilité des cellules. Pour obtenir une infection optimale, il est obligatoire pour obtenir un titrage du virus d'intérêt suffisante pour obtenir 3 x 10 6 TU / ml. En effet, si d'une part une faible quantité de virus est susceptible de conduire à un faible pourcentage de cellules infectées, d'autre part, l'utilisation d'une grande quantité would conduira probablement à un effet de toxicité (fortement dépendante du gène d'être infectées). NPC peuvent être infectés par des virus à plusieurs reprises d'intégration, si le résultat de la première tête de transduction faible pourcentage de cellules viables de transgènes positifs. Il est toujours une bonne pratique d'avoir intra comparaison expérimentale des paramètres de stabilité et de viabilité de type sauvage, nontransduced, contrôle PNJ. En ce qui concerne l'induction de l'EAE chronique, la partie la plus problématique est représenté par la préparation de l'émulsion. Comme décrit, la verrerie et de la glace doit être utilisé en tout temps. La préparation de l'émulsion prend 30 à 45 min, et il peut être considéré comme prêt à être injecté seulement quand elle ne se disperse pas en cas de chute sur l'eau. Si l'émulsion se dissipe dans l'eau, ce qui signifie qu'il n'est pas encore prêt et nécessite en outre le mélange.

Une bonne précision au cours de la procédure d'injection par voie intraveineuse au moment de l'administration de cellules est essentiel. En premier lieu, il est extrêmement important d'avoir autantingle suspension de cellules, comme l'injection de cellules agrégées peut obstruer les veines de la souris injectée et conduire à sa mort immédiate. Pour assurer le bon positionnement de l'aiguille dans la veine, il est de bonne pratique pour aspirer avec la seringue quelques microlitres de sang. Dans le cas de pas de sang à venir dans la seringue, l'opérateur devrait se déplacer lentement l'aiguille vers l'arrière ou vers l'avant jusqu'à l'emplacement correct est trouvé. C'est seulement à ce stade, la suspension cellulaire peut être injecté lentement. Surtout, l'opérateur devrait normalement pas être nécessaire d'appliquer une pression sur la seringue depuis le liquide doit circuler facilement dans la veine. Une injection incorrecte conduirait inévitablement à un gonflement sous-cutanée correspondant au site d'injection.

Il est à noter que, dans un avenir très proche systémique injecté NPCs2, 27, génétiquement modifié ou non, peut se représenter une option thérapeutique, ainsi que de fournir un outil important pour fournir m immunitairemédicaments odulatory et / ou neuroprotecteurs et agents remyélinisantes pro directement dans le système nerveux central 28. Par conséquent, alors que certaines limitations liées à l'administration systémique de PNJ existent, tant iv. et ICV. itinéraires peuvent finalement représenter approche thérapeutique alternative valable dans les maladies dont l'injection focal de cellules peut ne pas constituer le protocole standard d'or de traitement.

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Disclosures

Les auteurs n'ont rien à révéler.

Acknowledgments

Les auteurs remercient Jayden Smith pour l'examen critique et l'édition de la preuve du manuscrit. Ce travail a reçu le soutien de la National Multiple Sclerosis Society (MNSD, subventions partielles RG-4001-A1), l'Association italienne de la sclérose en plaques (AISM, accorder 2010/R/31), le ministère italien de la Santé (GR08-7), Wings for Life, Banca Agricola Popolare di Ragusa (BAPR), le Conseil européen de la recherche (CER) au titre de l'accord ERC-2010-StG Grant ne le 7ème programme-cadre de la Communauté européenne (CE) 260511-SEM_SEM et (FP7/2007-2013) cadre de l'Accord de don n * °; 280772 - Ione.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Cell culture
EBSS Sigma E2888
L-Cystein Sigma Aldrich C7352
Papain Worthington 30H11965
EDTA Fisher Scientific D/0700/50
Mouse NeuroCult basal medium Stem Cell Technologies 05700
NeuroCult proliferation supplements Stem Cell Technologies 05701
Heparin Sigma H3393
Basic fibroblast growth factor Peprotech 100-18B-1000
Epidermal growth factor Peprotech AF-100-15-1000
Pen/Strep Invitrogen 1514012
Matrigel (coating solution) BD Biosciences 354230
NeuroCult® Differentiation Kit (Mouse) Stem Cell Technologies 05704
Accumax eBioscience 00-4666-56
Dulbecco's PBS (DPBS) (10x) without Ca and Mg PAA Laboratories H15-011
Myco trace PAA Laboratories Q052-020
Dimethyl sulfoxide (DMSO) Sigma D2650
Immunofluorescence
Normal goat serum PAA Laboratories B11-035
Polyethylene glycol p-(1,1,3,3-tetramethylbutyl)-phenyl ether Sigma Aldrich T8787
Mouse anti Nestin Abcam ab11306
Rabbit anti GFAP DAKO 203344
Mouse anti Histone H3 (phospho S10)  Abcam ab14955
Rabbit anti MAP-2 Abcam ab32454
Rat anti MBP AbD SEROTEC MCA409S
Anti-O4 Antibody, clone 81 | MAB345 Millipore MAB345
DAPI Invitrogen D1306
Mounting solution DAKO S3023
EAE
Freund's Adjuvant Incomplete Sigma Aldrich F5506
Mycobacterium tuberculosis DIFCO H37Ra
MOG(35–55)  Espikem
Pertussis toxin List Biological Laboratories 181
Tissue processing
Iris scissor straight Fine Sciences Tools 14060-09
Blunt/bended forceps Fine Sciences Tools 11080-02
Brain slicer Zivic Instruments BSMAS005-1
Surgical blades Swann-Morton 324
P200, P1000 pipettes
Ketamine (Vetalar) Boehringer Ingelheim 01LC0030
Xylazine (Rompun) Bayer 32371
Stereotaxic frame KOPF Model 900
Hamilton syringe Hamilton 7762-04
Paraformaldehyde (PFA) Sigma 158127
VECTASTAIN Elite ABC Kit Vector Laboratories PK-6100

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Ben-Hur, T., et al. Transplanted multipotential neural precursor cells migrate into the inflamed white matter in response to experimental autoimmune encephalomyelitis. Glia. 41, 73-80 (2003).
  2. Pluchino, S., et al. Injection of adult neurospheres induces recovery in a chronic model of multiple sclerosis. Nature. 422, 688-694 (2003).
  3. Chu, K., Kim, M., Jeong, S. W., Kim, S. U., Yoon, B. W. Human neural stem cells can migrate, differentiate, and integrate after intravenous transplantation in adult rats with transient forebrain ischemia. Neurosci. Lett. 343, 129-133 (2003).
  4. Bottai, D., Madaschi, L., Di Giulio, A. M., Gorio, A. Viability-dependent promoting action of adult neural precursors in spinal cord injury. Mol. Med. 14, 634-644 (2008).
  5. Pluchino, S., et al. Neurosphere-derived multipotent precursors promote neuroprotection by an immunomodulatory mechanism. Nature. 436, 266-271 (2005).
  6. Einstein, O., et al. Intraventricular transplantation of neural precursor cell spheres attenuates acute experimental allergic encephalomyelitis. Mol. Cell Neurosci. 24, 1074-1082 (2003).
  7. Chu, K., et al. Human neural stem cell transplantation reduces spontaneous recurrent seizures following pilocarpine-induced status epilepticus in adult rats. Brain Res. 1023, 213-221 (2004).
  8. Jeong, S. W., et al. Human neural stem cell transplantation promotes functional recovery in rats with experimental intracerebral hemorrhage. Stroke. 34, 2258-2263 (2003).
  9. Aboody, K. S., et al. Neural stem cells display extensive tropism for pathology in adult brain: evidence from intracranial gliomas. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 97, 12846-12851 (2000).
  10. Muller, F. J., Snyder, E. Y., Loring, J. F. Gene therapy: can neural stem cells deliver. Nat. Rev. Neurosci. 7, 75-84 (2006).
  11. Martino, G., Pluchino, S. The therapeutic potential of neural stem cells. Nat. Rev. Neurosci. 7, 395-406 (2006).
  12. Deckert-Schluter, M., Schluter, D., Hof, H., Wiestler, O. D., Lassmann, H. Differential expression of ICAM-1, VCAM-1 and their ligands LFA-1, Mac-1, CD43, VLA-4, and MHC class II antigens in murine Toxoplasma encephalitis: a light microscopic and ultrastructural immunohistochemical study. J. Neuropathol. Exp. Neurol. 53, 457-468 (1994).
  13. Hemmer, B., Archelos, J. J., Hartung, H. P. New concepts in the immunopathogenesis of multiple sclerosis. Nat. Rev. Neurosci. 3, 291-301 (2002).
  14. Butcher, E. C., Picker, L. J. Lymphocyte homing and homeostasis. Science. 272, 60-66 (1996).
  15. Rampon, C., et al. Molecular mechanism of systemic delivery of neural precursor cells to the brain: assembly of brain endothelial apical cups and control of transmigration by CD44. Stem Cells. 26, 1673-1682 (2008).
  16. Pluchino, S., et al. Human neural stem cells ameliorate autoimmune encephalomyelitis in non-human primates. Ann. Neurol. 66, 343-354 (2009).
  17. Martino, G., Pluchino, S., Bonfanti, L., Schwartz, M. Brain regeneration in physiology and pathology: the immune signature driving therapeutic plasticity of neural stem cells. Physiol. Rev. 91, 1281-1304 (2011).
  18. Aharonowiz, M., et al. Neuroprotective effect of transplanted human embryonic stem cell-derived neural precursors in an animal model of multiple sclerosis. PLoS ONE. 3, e3145 (2008).
  19. Pluchino, S., et al. Immune regulatory neural stem/precursor cells protect from central nervous system autoimmunity by restraining dendritic cell function. PLoS One. 4, (2009).
  20. Einstein, O., et al. Neural precursors attenuate autoimmune encephalomyelitis by peripheral immunosuppression. Ann. Neurol. 61, 209-218 (2007).
  21. Gritti, A., et al. Multipotential stem cells from the adult mouse brain proliferate and self-renew in response to basic fibroblast growth factor. J. Neurosci. 16, 1091-1100 (1996).
  22. Furlan, R., Pluchino, S., Marconi, P. C., Martino, G. Cytokine gene delivery into the central nervous system using intrathecally injected nonreplicative viral vectors. Methods Mol. Biol. 215, 279-289 (2003).
  23. Constantin, G. Visualization and analysis of adhesive events in brain microvessels by using intravital microscopy. Methods Mol. Biol. 239, 189-198 (2004).
  24. Politi, L. S., et al. Magnetic-resonance-based tracking and quantification of intravenously injected neural stem cell accumulation in the brains of mice with experimental multiple sclerosis. Stem Cells. 25, 2583-2592 (2007).
  25. Melzi, R., et al. Co-graft of allogeneic immune regulatory neural stem cells (NPC) and pancreatic islets mediates tolerance, while inducing NPC-derived tumors in mice. PLoS One. 5, (2010).
  26. Amariglio, N., et al. Donor-derived brain tumor following neural stem cell transplantation in an ataxia telangiectasia patient. PLoS Med. 6, (2009).
  27. Ben-Hur, T., et al. Effects of proinflammatory cytokines on the growth, fate, and motility of multipotential neural precursor cells. Mol. Cell Neurosci. 24, 623-631 (2003).
  28. Giusto, E., Donega, M., Cossetti, C., Pluchino, S. Neuro-immune interactions of neural stem cell transplants: From animal disease models to human trials. Exp. Neurol. (2013).
Injection systémique de cellules neurales souches / progénitrices chez des souris atteintes d&#39;EAE chronique
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Donegà, M., Giusto, E., Cossetti, C., Schaeffer, J., Pluchino, S. Systemic Injection of Neural Stem/Progenitor Cells in Mice with Chronic EAE. J. Vis. Exp. (86), e51154, doi:10.3791/51154 (2014).More

Donegà, M., Giusto, E., Cossetti, C., Schaeffer, J., Pluchino, S. Systemic Injection of Neural Stem/Progenitor Cells in Mice with Chronic EAE. J. Vis. Exp. (86), e51154, doi:10.3791/51154 (2014).

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