Abstract
Nós descrevemos um método recentemente desenvolvido para medir as propriedades mecânicas das superfícies dos tecidos vegetais através de microscopia de força atômica (AFM) micro / nano-recuos, para um JPK AFM. Especificamente, neste protocolo medimos o módulo de Young aparente das paredes celulares em resoluções subcelulares em todas as regiões de até 100 mm x 100 mm em meristemas florais, hipocótilos e raízes. Isto requer uma preparação cuidadosa da amostra, a correta seleção de micro-penetradores e profundidades recuo. Para ter em conta as propriedades da parede celular só, as medições são realizadas em soluções altamente concentradas de manitol de modo a plasmolyze as células e, assim, remover a contribuição da pressão de turgescência celular.
Em contraste com outras técnicas existentes, por meio de diferentes penetradores e profundidades de entalhe, este método permite a medição simultânea multiscale, No entanto, várias limitações permanecem: o método pode ser usado apenas em relativamente pequenas amostras (cerca de 100 um de diâmetro) e apenas em tecidos externos; o método é sensível à topografia do tecido; ele mede apenas certos aspectos das propriedades mecânicas complexas do tecido. A técnica está a ser desenvolvida rapidamente e é provável que a maioria destas limitações sejam ultrapassadas em breve.
Introduction
Crescimento em plantas é conseguido pela expansão coordenada das paredes celulares rígidas que cercam cada uma e todas as células do organismo. Acumulando evidência indica que é através da modificação química da parede celular de plantas que controlar localmente essa expansão. A expansão é pensado para ser conduzido principalmente por pressão sobre as paredes das células, provocadas por uma elevada pressão de turgescência da célula; esta resposta de tensão para a pressão de turgescência é governada pelas propriedades mecânicas das paredes das células 1. Pouco se sabe sobre estas propriedades mecânicas e como eles mudam durante o desenvolvimento. Além disso, pouco se sabe sobre a forma como estas propriedades mecânicas são controlados e se opiniões contribuir para alterar a química da parede celular de um modo que aparentemente é coordenado através de um tecido. Se quisermos compreender a relação entre as alterações químicas e mecânicas na parede celular das plantas durante o desenvolvimento e, finalmente, como essas interações microscópicas governar uma plantaO crescimento macroscópico, um método que pode controlar as propriedades mecânicas das paredes das células no desenvolvimento de órgãos à escala celular ou de tecido é necessária.
O método de microscopia de força atómica (AFM), descrito aqui, o qual é baseado em micrométricas ou nanométricas compressões de tecidos ou cavidades, foi desenvolvido para medir com precisão as características mecânicas de paredes celulares no desenvolvimento de órgãos simultaneamente com resoluções subcelulares e entre as regiões inteiras de tecido. Outros métodos têm uma resolução que é muito baixo ou muito alto: o extensômetro só é capaz de medir as propriedades mecânicas médias de um tecido inteiro na escala milimétrica 2-4, numa escala que é, por exemplo muito grande para medir os primeiros eventos organogênese; o microindenter pode fazer medições em resolução subcelular em escala nanométrica, mas é restrita a medição células isoladas e não grupos de células ou órgãos 5-7. Com a AFM, a exigirtecido d, celulares e subcelulares resoluções podem ser alcançados 8-10. Recentemente, vários protocolos têm sido desenvolvidos especificamente para medir mecânica do tecido de plantas que também poderiam ser utilizados 11, 12.
Vamos apresentar aqui como avaliar a elasticidade do tecido através da medição do módulo aparente de Young 13.
O módulo de elasticidade é utilizada para descrever a rigidez de um material. Durante a pequena deformação a força necessária para deformar um material é proporcional à área de reentrância. O módulo de Young é este coeficiente. No caso de um material homogéneo contínuo com o mesmo coeficiente será medido, independentemente do tipo de recuo (tamanho e forma) mas mudará com a velocidade da medição. No caso de a estrutura complexa do tecido de plantas, temos observado até agora que a força é proporcional à deformação, permitindo a determinação deum coeficiente de proporcionalidade que chamamos "jovem módulo aparente". Em contraste a partir de meios contínuos nas plantas, este novo módulo aparente é sensível ao tamanho do recuo. Ele não corresponde ao novo módulos de uma parede celular puro. Ela descreve melhor a elasticidade do andaime da parede celular do tecido de.
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Protocol
1. Prepare lâminas de vidro para montagem Amostra
- Prepare encaixar mídia agarose: 0,7% de agarose de baixa fusão em 10% manitol (em água).
- Usando um instrumento de metal forte (por exemplo, ponta broca, cal), gravar uma área de 0,5 x 0,5 cm no centro de uma lâmina de vidro de microscopia. Ou em vez disso, colar um pequeno pedaço de lamela de vidro (cerca de 20 x 200 mm) para a lâmina de vidro com cola Araldite. NOTA: Este encrespa a superfície, a fim de facilitar a aderência da camada de agarose para assegurar que as varas de comunicação de agarose ou corrige para a corrediça. Este slide pode ser reutilizado.
- Posicionar um gota de cerca de 20 ul de encaixar meios de agarose para a região gravada da placa de vidro. Isto dá uma película fina de agarose.
- Guarde a lâmina de vidro em uma caixa úmido e esperar que os meios de comunicação de agarose solidificar.
2. Dissecando e montagem Amostras meristema
- Microdissect meristemas para imagi confocalng: remover os botões florais, um por um a partir do tronco, puxando-os para baixo com uma pinça ultrafinas. É importante remover todos os botões florais até os brotos que não apresentam sépalas (isto é, o primórdio P1 14).
- Usando uma lâmina de barbear ou a ponta da pinça, cortar o meristema para longe da haste. O corte deve ser paralela à região da superfície do meristema, que deve ser medida com a AFM. O ápice obtida deve estar entre 300 mm e 600 mM alto para caber sob a ponta do AFM.
- Empurre o ápice no filme de meios de agarose preparado no passo 1.1.4. Escolha uma posição sobre a lâmina de vidro / agarose e empurre tal que o meristema é tanto diretamente em contato com a lâmina de vidro e se projeta para fora da agarose. É crucial para posicionar o meristema no agarose, nos poucos segundos que se seguem o seu corte a partir da haste. NOTA: Este é, a fim de impedir que o meristema da secagem. Nesta fase, o meristema estará de pé em um crack porque a agarose fracturado mediante a aplicação de pressão.
- Prepare vários meristemas desta forma para a imagiologia de lote, proporcionando que eles têm a mesma altura e são posicionados inferior a 500 mm a partir de um outro sobre a corrediça. Mantenha os meristemas preparados na caixa úmido enquanto dissecar mais amostras.
NOTA: Limita a variação proveniente da calibração. Idealmente, 2 amostras de cada condição pode ser preparado e medido de forma aleatória. Até o momento não há nenhum efeito observado de imagem em lote na medição (stress induzido resposta). Isto pode ser devido à diluição de moléculas de sinalização de stress no agar e / ou a solução de montagem. Em alternativa, a resposta ao estresse é o mesmo, independentemente da quantidade de amostra preparada. - Antes de passar para o próximo passo, certifique-se que a fronteira entre o meristema e os botões florais é seco. Se não, retire o excesso de água com papel de filtro. Isto deve impedir que na fase seguinte, que o derretidoagarose inunda a amostra devido às forças de capilaridade.
- Com uma pipeta de 20 mL, adicione o suficiente derretido montagem agarose para preencher o crack criou no passo 1.2.3. e cercar cada meristema. A agarose deve atingir o nível da cicatriz do botão de flor removido (primórdio). Para alcançar este objectivo, pode ser necessário adicionar agarose em cada extremidade da fenda.
- Quando a agarose é adicionado, ele vai rapidamente inundar o crack; utilizando a pipeta, chupar parte da montagem de agarose fundida para garantir que o meristema é o ponto mais alto da corrediça. Isto corrige o meristema de modo que não pode mover-se durante o exame.
3. Montagem amostras de raízes ou hipocótilo
- Para raízes e hipocótilos, sem dissecção é necessário. No fina película de agarose na lâmina preparada, fazer um sulco ou diretamente acima de um etch no vidro ou ao longo de uma lamela de vidro. Posicione a raiz ou hipocótilo neste sulco garantindo que ele está em contato com ode vidro ao longo de todo o seu comprimento.
- Antes de passar para o próximo passo, certifique-se de que a amostra é seca em sua superfície. Se não, retire o excesso de água com papel de filtro.
- Adicionar derretido montagem agarose ao redor da amostra como no passo 1.2.6.
4. AFM Preparação e calibração de sensibilidade (para uma JPK NanoWizard AFM)
- Montar um cantilever na AFM. O balanço deve ser montado com penetrador em forma redonda. O raio vai determinar a, y, z x resolução e a profundidade de penetração no qual a medição exacta poderia ser arquivados.
- Para fazer medições meso-escala nanométrica na superfície da epiderme, use um penetrador rodada 50 raio nm; para fazer medições de mesoescala, use um raio mM penetrador rodada 0,5; para fazer medições em microescala (através 2-3 células), use um penetrador rodada 2,5 mM raio.
- Posicionar o laser na ponta do braço de suporte. Alinhar o laser para o meiodo captor através do espelho.
- Coloque um copo limpo sob o AFM.
NOTA: O seguinte é definido para transformar o sinal da posição do laser sobre o receptor de AFM em uma deformação do cantilever e, avaliando a constante do cantilever primavera, para traduzi-lo em uma força. - Aproximação com uma força-alvo "set point" de 1 V.
- Selecione "espectroscopia de força". Faça um recorte, definindo o máximo de "set point em relação" a 2 V, o "estender velocidade" a 40 mM / seg, eo "comprimento z" de 5 mm.
- A partir do menu "calibração manager", selecione a parte linear da curva para a frente para se ajustar à sensibilidade utilizando o botão "select ajuste faixa". O "ponto de ajuste relativa" deve ser transformado de "volt" para "meter".
- A partir do menu "Gerenciador de calibração", selecionar "constante da mola" para avaliar a elasticity do cantilever usando flutuações térmicas. Pressione o botão "run" para obter o enredo densidade espectral do cantilever. Encontre o pico de ressonância com a freqüência mais baixa. Coloque-o usando o botão "selecionar ajuste faixa".
NOTA 1: Para mais detalhes sobre o ajuste de flutuações térmicas, leia 15 Cook et al.
NOTA 2: É preferível utilizar um método directo para avaliar a elasticidade do braço de suporte através de um braço de suporte de referência (ou material com rigidez conhecida). O usado aqui foi gentilmente doado por Atef Asnacios 16. - Adicione 200 ml de solução de manitol a 10% sob a ponta do cantilever. Realinhar o laser para o meio do captador usando o espelho.
- Recalibrar a sensibilidade: a partir do menu "calibração manager", clique no botão "desconhecido"; repita os passos 2.3 até 2.5.
. 5 Aquisição de Dados: Módulo Cartografia aparente de Young
. 6 Análise de Dados: Cálculos aparente módulo de Young
- Abra o arquivo de dados no software de análise de dados.
- Selecione "processamento em lote" para aplicar a mesma análise para todas as curvas de um único mapa.
- Seleccionar "corrigir a altura para a flexão do braço de suporte" de modo a extrair a profundidade de penetração.
- Seleccionar "módulo de função ajuste de Young" que vai assumir a força é proporcional à área de reentrância. Defina a "forma tip" para parabólica para assumir que a forma é um recuo parabólica.
- Indique o raio da ponta.
- Escolha preferencialmente a curva "retract" para a análise, porque é menos sensível a topografia do que a curva "estender". No entanto, se há aderência significativa da sonda durante a "retração", use a curva "estender", que é insensível a degola.
- Conjuntoa relação de Poisson para 0,5. Imprensa em analisar e salvar a saída.
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Representative Results
Na Figura 1 apresenta-se típicas Jovens mapas de módulos de meristemas florais (Figuras 1a e 1b), jovens e velhos hipocotiledonar (Figuras 1C-F) e meristema da raiz (Figura 1G e 1H). Em todos os experimentos o penetrador é hemisférica, mas seu raio é diferente, de modo que diferentes resoluções espaciais podem ser alcançados Figuras 1C e 1D mostram resultados típicos para penetradores meso-escala nanométrica (50 nm de raio) com recortes meso-escala nanométrica (50 nm de profundidade).; . os cartographs revelar heterogeneidades microescala em paredes celulares de superfície de células epidérmicas hipocótilo Figuras 1A, 1E e 1G mostram resultados típicos para penetradores de mesoescala (500 nm) com raio de recortes de mesoescala (500 nm de profundidade) para meristema floral, hipocótilo e raiz; notar que, porque o raio penetrador excede o diâmetro da parede celular desta avalia meso-recuomódulos Jovens 'aparentes' de paredes celulares anticlinais (ver Peaucelle et al. 9,17 e Braybrook et al. 10 para detalhes). Por fim, a Figura 1B mostra uma cartografia para penetradores microescala (2,5 mM de raio) com recortes de mesoescala (500 nm) de profundidade; Curiosamente, a imagem com essa resolução revelou amolecimento do tecido durante o início órgão que antecedeu qualquer crescimento visível 9.
Vamos agora destacar e propor soluções parciais para quatro dificuldades técnicas que normalmente surgem quando se usa o AFM para medir as propriedades de desenvolvimento de órgãos da planta. Primeiro, amostras podem ser indevidamente encaixados no agarose: as regiões que são cobertas com agarose não pode ser adequadamente medido (ver bordas da figura flecha 1E). Para resolver isso, tente repetir o passo 1.2.6. Em segundo lugar, as amostras que são fixos de forma inadequada para a lâmina de vidro pode mover-se durante a experiência; então listras aberrantes aparecem nas imagens que é devidopara decorrelação entre o direito avançando scans (Figura 1F) e esquerdo. Para resolver isso, tente cuidadosamente repetindo a preparação de amostras. Em terceiro lugar, o Z-gama da altura da amostra deve ser inferior a um determinado limite. Não há nenhuma restrição sobre a altura média da amostra na direção z vertical, mas o intervalo de altura na direção z (distância entre os pontos mais altos e mais baixos) deve ser inferior a 15 mm, caso contrário, a digitalização será interrompida (ver Figura 1B; configurações estão no NanoWizard AFM). Isto porque, durante a análise, a AFM ajusta automaticamente a altura do braço de suporte para combinar com a altura da amostra, mas em uma única operação de digitalização altura do braço de suporte pode variar por apenas 15 mm. Para resolver este problema, utilizar o módulo CellHesion JPK, o que aumenta o z-gama a 100 um, tal como demonstrado na Figura 1E-L. Em quarto lugar, o método é sensível à topografia da superfície: quanto mais a superfície da amostra é oriented paralelo à direcção do avanço, a menos fiável as medições. Na amostra de raiz apresentado na Figura 1G-H, as paredes celulares paralela ao longo do eixo da raiz não são visíveis nas bordas superior e inferior do varrimento: aqui a superfície da raiz está longe de ser perpendicular ao recuo. No meristema, de modo semelhante, as paredes celulares nas extremidades dos gomos de floração não foram correctamente medidos (Figura 1A). Para recortes meso-nanoescala (Figura 1C), de novo este efeito topográfico é observado: bordas das células são medidas incorrectamente como sendo macio, precisamente onde a curva de células para fora do plano do cantilever. A ferramenta de análise de dados que é capaz de explicar estes efeitos topográficos poderia resolver este artefato no futuro, mas essa ferramenta ainda não está disponível.
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Discussion
Nas plantas, a mudança de propriedades mecânicas desempenham um papel importante na orientação do crescimento e morfogénese. Até à data, tem havido um grande progresso em desvendar as redes genéticas e químicas que controlam o crescimento das plantas, mas nosso conhecimento de como essas redes contribuem e são afetadas por mudanças nas propriedades mecânicas é rudimentar. Este método deve permitir-nos para preencher esta lacuna, e por isso deve ser de grande interesse para os cientistas que estudam qualquer aspecto do crescimento da planta ou morfogênese. Vamos agora resumir os desafios e limitações do método, e as perspectivas futuras.
O passo mais difícil no protocolo é a preparação da amostra. A amostra deve ser firmemente fixada à lâmina de vidro com agarose, mas esta agarose não deve cobrir todas as áreas da amostra que está a ser medido. Além disso, a preparação deve ser completado de forma suficientemente rápida (dentro de minutos), de modo a evitar a secagem e delicada, de modo a evitar danos nos tecidos: ferindond seca estão previstas para levar a alterações irreversíveis nas propriedades mecânicas da parede da célula 18. Outro passo é um desafio para selecionar as configurações de micro-recuo corretas AFM: dependendo da questão científica, tecido, celular ou subcelular resolução pode ser conseguido com diferentes penetradores e profundidades recuo. Para mais informações, consulte 9,10.
O método tem várias limitações. Primeiro, o método é limitado a medição das propriedades mecânicas para as superfícies dos órgãos; uma tentativa de desenvolver um protocolo para a medição de regiões do interior dos órgãos ressecados está em andamento em nosso laboratório. Em segundo lugar, tecidos diferenciados com uma topografia altamente variável são muito difíceis de medir; por exemplo, tricomas bloquear o acesso da ponta do AFM para a epiderme das folhas e caules, e da mesma forma, os cabelos da raiz bloquear o acesso da ponta do AFM a epiderme da raiz. Em terceiro lugar, o método é melhor aplicado a amostras de comprimento 100 mm ou less; ele pode ser utilizado em amostras maiores de até 1 mm, mas este requer medições cartográficas sequenciais demorado (como mostrado na Figura 1D e 1E). Finalmente, as medidas de AFM apenas uma parte da complexidade mecânica da parede celular: é limitada às experiências de recuo de compressão, enquanto que as paredes celulares são géis de complexos que podem apresentar diferentes propriedades mecânicas de acordo com o tipo de deformação (por exemplo, a tensão de compressão vs). Em primeiro lugar, este método limitado à compressão parece ser não-ou remotamente capazes de informar sobre o crescimento, que é um derivado de turgescência parede celular processo de estiramento. No entanto, para nossa própria medição supersize no meristema 9, 19 ou no hipocótilo (dados não publicados) indica uma correlação surpreendente entre a elasticidade medido através do jovem módulo e crescimento aparente. Esperamos que, no futuro, o desenvolvimento desta técnica vai ajudar a compreender este enigma.
Ométodo aqui apresentado apenas medido certos aspectos das propriedades mecânicas elásticas dos tecidos de plantas, como explicado acima. Mas os tecidos vivos também comportar viscosa, e a visco-elástico e comportamento combinada está previsto para ser importante para o crescimento e desenvolvimento de 16,20. Até agora não mencionado, observou-se respostas de paredes celulares de AFM micro-recortes que estavam sobre dezenas de segundos em função do tempo - esta resposta foi caracterizado como viscoelástico. Em nosso trabalho anterior, apresentamos um método AFM para avaliar essa resposta viscoelástica 9. Outra propriedade-mediadora importante crescimento de um tecido é a pressão de turgescência local de células. Para medir a pressão de turgescência, enfrentamos desafios semelhantes: uma técnica que mede a resolução de mesoescala através tecidos ainda não existe. Os microprobes pressão utilizados em plantas eram, até recentemente, limitado pelo raio da ponta de vidro, que é o tamanho das células meristemáticas (5 um) 12, 21. Outroavenida muito promissora de pesquisa é desenvolver este método AFM para uso em tecido não plasmolyzed; esperamos, deste modo, revelar a relação entre a pressão de turgescência célula única e o crescimento do tecido. Este método se aplica, basicamente, para a medição turgor AFM já desenvolvido por meio de recuo usando outros dispositivos e usado em células individuais 22-24.
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Disclosures
Os autores não têm nada a revelar.
Acknowledgments
Damos graças especiais para Yves Couder para muitas discussões úteis. Agradecemos Atef Asnacios para a calibração das consolas e discussão. Agradecemos Lisa Willis, Elliot Meyerowitz e Oliver Hamant para a leitura crítica. Este trabalho foi financiado em parte pelo Human Frontier Science Program RGP0062/2005-C subvenção; Agence Nationale de la Recherche projeta'' Growpec,'' e'''' Mechastem.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| AFM | JPK | NanoWizard | All the 3-generation are able to do the work with the same preferment. |
| AFM stage | JPK | CellHesion | Required for sample with low topography (less than 11 µm between the lowest and the highest point in the area of force scanning). |
| AFM optics | JPK | Top View Optics | Very important in order to position the sample. Could be replaced by long range binoculars or a microscope. |
| Stereo microscope | Leica | M125 | Any type of stereo microscope could do. |
| 150 nm mounted cantilever | Nanosensors Rue Jaquet-Droz 1Case Postale 216 CH-2002 Neuchatel, Switzerland | R150-NCL-10 | To measure only the cell wall at the surface of the epidermis use. |
| 1 µm mounted cantilever | Nanosensors Rue Jaquet-Droz 1Case Postale 216 CH-2002 Neuchatel, Switzerland | SD-Sphere-NCH-S-10 | To measure the mechanics of the cell wall orthogonal to the surface of the epidermis. |
| Tipless cantilever | Nanosensors Rue Jaquet-Droz 1Case Postale 216 CH-2002 Neuchatel, Switzerland | TL-NCH-20 | To measure the local mechanics of the tissue (2-3 cell wide) use a 5 µm mounted cantilever. We attached a 5 µm borosilicate bead to a tipless cantilever. |
| 5 µm silicon microspheres | Corpuscular | C-SIO-5 | |
| Araldite | Bartik S.A. 77170 Coubet, France | Araldite for fixing the bead to the tipless cantilever. | |
| Low melting agarose | Fisher Scientific Fair Lawn, New Jersey 07410 | BP160-100 | 34-45 °C gelation temperature |
| D-Mannitol | Sigma-Aldrich, 3050 Spruce Street, St. Louis, MO 63103 USA | M4125-500G | |
| 2 Stainless Steel No. 5 Tweezers | Ideal-Tek 6828 Balerna, Switzerland | 951199 |
References
- Cosgrove, D. J. Measuring in vitro extensibility of growing plant cell walls. Methods in molecular biology. 715, 291-303 (2011).
- Durachko, D. M., Cosgrove, D. J. Measuring plant cell wall extension (creep) induced by acidic pH and by alpha-expansin. Journal of visualized experiments : JoVE. , 1263 (2009).
- Durachko, D. anielM., C, D. J. Measuring Plant Cell Wall Extension (Creep) Induced by Acidic pH and by Alpha-Expansin. J. Vis. Exp.. , 25 (2009).
- Suslov, D., Verbelen, J. P., Vissenberg, K. Onion epidermis as a new model to study the control of growth anisotropy in higher plants. Journal of experimental botany. 60, 4175-4187 (2009).
- Parre, E., Geitmann, A. Pectin and the role of the physical properties of the cell wall in pollen tube growth of Solanum chacoense. Planta. 220, 582-592 (2005).
- Zerzour, R., Kroeger, J., Geitmann, A. Polar growth in pollen tubes is associated with spatially confined dynamic changes in cell mechanical properties. Developmental biology. 334, 437-446 (2009).
- Radotic, K., et al. Atomic force microscopy stiffness tomography on living Arabidopsis thaliana cells reveals the mechanical properties of surface and deep cell-wall layers during growth. Biophysical journal. 103, 386-394 (2012).
- Milani, P., et al. In vivo analysis of local wall stiffness at the shoot apical meristem in Arabidopsis using atomic force microscopy. The Plant journal : for cell and molecular biology. 67, 1116-1123 (2011).
- Peaucelle, A., et al. Pectin-induced changes in cell wall mechanics underlie organ initiation in Arabidopsis. Current biology : CB. 21, 1720-1726 (2011).
- Braybrook, S. A., Hofte, H., Peaucelle, A. Probing the mechanical contributions of the pectin matrix: Insights for cell growth. Plant signaling & behavior. 7, 1037-1041 (2012).
- Routier-Kierzkowska, A. L., et al. Cellular force microscopy for in vivo measurements of plant tissue mechanics. Plant physiology. 158, 1514-1522 (2012).
- Agudelo, C. G., et al. TipChip: a modular, MEMS-based platform for experimentation and phenotyping of tip-growing cells. The Plant journal : for cell and molecular biology. 73, 1057-1068 (2013).
- Miedes, E., et al. Xyloglucan endotransglucosylase/hydrolase (XTH) overexpression affects growth and cell wall mechanics in etiolated Arabidopsis hypocotyls. Journal of experimental botany. 64, 2481-2497 (2013).
- Byrne, M. E., et al. Asymmetric leaves1 mediates leaf patterning and stem cell function in Arabidopsis. Nature. 408, 967-971 (2000).
- Cook, S. M., et al. Practical implementation of dynamic methods for measuring atomic force microscope cantilever spring constants. Nanotechnology. 17, 20135-22145 (2006).
- Desprat, N., Richert, A., Simeon, J., Asnacios, A. Creep function of a single living cell. Biophysical journal. 88, 2224-2233 (2005).
- Peaucelle, A., Braybrook, S., Hofte, H. Cell wall mechanics and growth control in plants: the role of pectins revisited. Frontiers in plant science. 3, 121 (2012).
- Mittler, R., et al. ROS signaling: the new wave. Trends in plant science. 16, 300-309 (2011).
- Braybrook, S. A., Peaucelle, A. Mechano-chemical aspects of organ formation in Arabidopsis thaliana: the relationship between auxin and pectin. PLoS. 8, e57813 (2013).
- Asnacios, A., Hamant, O. The mechanics behind cell polarity. Trends in cell biology. 22, 584-591 (2012).
- Meister, A., et al. FluidFM: combining atomic force microscopy and nanofluidics in a universal liquid delivery system for single cell applications and beyond. Nano letters. 9, 2501-2507 (2009).
- Lintilhac, P. M., Wei, C., Tanguay, J. J., Outwater, J. O. Ball tonometry: a rapid, nondestructive method for measuring cell turgor pressure in thin-walled plant cells. Journal of plant growth regulation. 19, 90-97 (2000).
- Kroeger, J. H., Zerzour, R., Geitmann, A. Regulator or driving force? The role of turgor pressure in oscillatory plant cell growth. PloS one. 6, e18549 (2011).
- Forouzesh, E., Goel, A., Mackenzie, S. A., Turner, J. A. In vivo extraction of Arabidopsis cell turgor pressure using nanoindentation in conjunction with finite element modeling. The Plant journal : for cell and molecular biology. 73, 509-520 (2013).
