Abstract
高含量的活性氧物种（ROS）可能导致细胞的氧化还原状态对氧化应激条件的变化。这种情况会导致分子（脂质，DNA，蛋白质）的氧化，并导致细胞死亡。氧化应激也影响一些病理状况如糖尿病，视网膜病，神经退行性疾病和癌症的进展。因此，重要的是定义工具不仅在单细胞水平，而且在整个生物体的情况下，调查氧化应激的条件。在这里，我们考虑的斑马鱼胚胎在体内系统中一个有用的执行这样的研究，并提出了一个协议来测量体内氧化应激。利用荧光探针活性氧和斑马鱼转基因荧光线，我们开发两种不同的方法来测量氧化应激在体内 ：I）的“全胚胎ROS的检测方法”对氧化应激的定性测量和ii）“单细胞ROS的检测方法“对氧化应激的定量测量。在此，我们证明这些程序的有效性由氧化剂剂和生理或遗传方式增加氧化应激的组织。该协议是服从正向遗传筛选，这将有助于ROS的地址因果关系中的氧化应激相关的疾病，如神经系统疾病和癌症的动物模型。
Introduction
氧化应激被专门定义为一个条件，结果从不平衡细胞的氧化还原状态。这通常发生在细胞内复杂的氧化还原反应确定细胞的氧化还原状态。氧化还原反应包括的所有化学反应，包括在电子生物分子产生减少和分子（ 即氧化还原反应）的氧化原子之间的转移。这些反应是通过电子方式激活产物（ 即亲氧化性物质），其特征在于，一个极端的结构不稳定性和其与邻近的生物分子交换不平衡的电子的自发活化催化。这些不规则的反应结果放入DNA损伤，蛋白羧化和脂质过氧化，最终导致细胞死亡1。氧化应激水平的增加已经与衰老和不同的病理状态2的进展相关。氧化应激有据报道，负责血管改变在糖尿病和心血管疾病3,4。它还在神经元变性阿尔茨海默病的关键作用和帕金森氏病5。另外，氧化应激已被证明是在管癌的进展和转移的事件6,7的一个关键因素。此外，炎症和免疫反应可能引发进一步的支持氧化应激8。
在活细胞中，亲氧物种是来自氧（ROS，活性氧物种）或氮（RNS;活性氮）。活性氧包括羟基自由基，超氧阴离子（OH）（O 2 - ）和过氧化氢 （H 2 O 2）。主要RNS是一氧化二氮（NO。）可以通过自发的相互作用来产生betwee一系列继发反应物种的ÑROS和RNS或游离金属离子9。例如，超氧阴离子自由基与氮氧化物发生反应，形成peroxynitrate（ONOO - ），而H 2 O 2反应，以Fe 2 +产生的羟自由基。 ROS和RNS，由于其与几种生物分子发生反应的能力，被认为是生理氧化还原状态10维护一个危险的威胁。以保持氧化还原状态的细胞都配备了一系列解毒抗氧化剂分子和酶。超氧化物歧化酶（SOD），过氧化氢 酶，谷胱甘肽过氧化物酶和Peroxiredoxins基本上构成了抗氧化酶法，阿森纳，从亲氧化物质提供细胞保护包括H 2 O 2，OH和过氧化亚硝酸盐- 11。还抗氧化分子，如维生素C和E，多酚和辅酶Q10（辅酶Q10）是至关重要的淬火ROS和他们的危险去衍生参数12,13。然而，过量生产的ROS和RNS，或者在抗氧化剂系统功能障碍，为转移细胞的氧化还原状态的朝向氧化应激14。
除了他们的贬义，活性氧可以在不同来源的细胞发挥不同的生理作用。正常细胞产生的ROS作为信号分子介导正常的生理活动，如宿主防御和修复创面15-17。反应性物质是响应信号因子，生长因子，和钙的水平18,19的胞内波动通常生产中的细胞通过细胞内的酶，如氮氧化物（NADPH氧化酶）和XO（黄嘌呤氧化酶）。据报道，活性氧可能差异调节的重要核因子如p53或细胞组分，如ATM激酶的DNA损伤反应20的主调节器的活性。类似的ROS强烈调解日影响细胞信号Ê氧化和蛋白质酪氨酸磷酸酶酶（PTPs），其被建立为信号转导21的关键调节剂失活。此外，基于蛋白质组学的方法证明RNS还负责特定的蛋白质修饰和分子信号的改变。 RNS反应与半胱氨酸的巯基修饰成S-nitrothiols（SNO）和触发伴随着病理状态，如炎症和自身免疫性疾病，22,23的分子途径。
由于细胞培养实验中只是部分地重现了众多的演技在体内的因素，它是非常感兴趣的动物模型24,25进行氧化还原的研究。为了实现这一目标，在斑马鱼一直被认为是合适的脊椎动物的动物模型来研究氧化应激动力学26。斑马鱼是给予几个优势，在脊椎动物的开发研究细胞和基因活动的新模式系统elopment和疾病。可以生成和提供每周一次实验需要大型集群胚胎。此外斑马鱼胚胎的非凡的光学清晰度，以及它们的小尺寸，使单细胞成像和动态跟踪在整个生物体27。在过去的十年中，已经产生了相当多的斑马鱼突变体来模拟人类的病理状况，如癌症和遗传疾病28-31。最重要的是，大量的转基因株系已经产生，允许基因和生物操纵32的广泛的机会。例如，转基因的组织特异性的斑马鱼线被经常用于体内研究。这些行表示一个选择的启动子的控制下的荧光蛋白质，提供识别单个细胞在体内的功能，以及它们含有的解剖结构。
几个毒理学研究已经采用t他斑马鱼来评估化学品对氧化还原平衡在体内的作用，提示这种脊椎动物的适用性作为动物模型，药物发现和氧化应激33-35的领域。即使一些荧光探针已经过测试，以监测氧化应激的斑马鱼幼虫36,37，有没有既定的分析检测和测量氧化应激在斑马鱼组织中的水平和活细胞。在这里，我们描述了用于在体内量化氧化应激在活斑马鱼胚胎细胞的过程。成像工具，流式细胞仪分选，荧光探针和促氧化条件都结合在一起，生成一个简单的化验检测和氧化物质的定量分析在斑马鱼胚胎和组织。
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Protocol
仪器和工作方案1。准备
- 制备的鱼水溶液。使原液通过将2克加入50ml蒸馏水海盐“即时海洋'的。加入1.5毫升储鱼水至1升蒸馏水中，制备准备用鱼水（60微克/毫升海盐最终浓度）。高压灭菌的准备使用前用鱼水。此溶液用作斑马鱼胚胎培养基中。
- 准备甲基纤维素胚胎安装。溶解1.5克甲基纤维素在50毫升无菌水中的鱼。通过使用磁铁上的搅拌盘促进溶解。粉末完全溶解，可能需要几个小时。检查的清晰度和分装成小管的解决方案。储存在-20°C为个月，解冻分装于使用。使用之前离心甲基纤维素在950×g离心5分钟。避免等分的冻融循环。
- 准备加入50ml三卡因/乙酸乙酯3 - 氨基苯甲酸米乙磺酸盐（原液）中溶解200mg的三卡因在100毫升水中，用Tris-盐酸1 M（pH为9），调节pH值至7.0。存储此股票在4℃不超过30天。注意：三卡因是有毒的。使用按照适当的处理准则。
- 诱导氧化应激在斑马鱼胚胎
- 准备通用氧化应激诱导的氧化性溶液：请加入50ml氧化剂溶液中加入H 2 O 2贮备液（过氧化氢; 100毫米）鱼水。使用2毫米和100微米之间的最终浓度H 2 O 2。用法前不久准备这个解决方案。氧化剂溶液可以同时应用于整个安装ROS检测和单细胞的ROS检测方法。不要将本解决方案。注意：H 2 O 2是危险的，吸入有害，如果吞食。与可燃物料接触可能会引起火灾。处理在通风橱和穿戴适当的个人ONAL防护装备。
- 准备线粒体源性氧化应激诱导的氧化性溶液：用2毫升二甲基亚砜（DMSO）溶解3.9毫克鱼藤酮制作氧化剂原液（5毫米）。保持该溶液于室温下在黑暗中。
- 鱼藤酮溶解原液〜10毫升水的鱼，使即用的解决方案。使用鱼藤酮在5-50微米之间的浓度存在。在浓度大于100微米高，不要使用鱼藤酮。以合适的浓度，这氧化剂溶液可以同时应用于整个安装ROS检测和单细胞的ROS检测方法。注意：鱼藤酮是有毒有害的。根据相应的提示语句处理。
- 通过基因诱导氧化应激击倒：敲倒在斑马鱼胚胎nrf2a基因表达的吗啉注射如先前报道Timme-Laragy A. 等 ，2012 38。
- 诱发OXID组织损伤后ative应力：产生一个伤口边缘在72个高倍视野尾鳍斑马鱼胚胎作为先前由Niethammer 等 ，2009 39描述。
- 配制成5毫升的单细胞ROS的检测方法ROS检测的解决方案：
- 解决方法一般ROS的检测：将通用的ROS敏感的分子探针在HBSS（汉克斯平衡盐溶液），以便准备工作溶液（浓度范围：2.5〜10微米）。该解决方案必须使用不久之前做好准备。
- 溶液为诱导线粒体特异性检测ROS：不久，使用前溶解线粒体活性氧敏感的探针的DMSO 5mM储备溶液。溶解原液在HBSS中，以制备工作溶液（浓度范围：2.5〜10微米）。
注意：避免活性氧检测工作方案的光线和氧气接触及彼等各自的储备液。通过使用保护管的光铝箔。不要存放或溶解在HBSS再利用探针。存储储备溶液在-20℃下一个月。
小心：分子探针和DMSO在通风橱按照适当的指引。
- 制备5毫升整个安装ROS检测方法的ROS检测溶液：将通用的ROS敏感探针原液（稳定化的DMSO）的HBSS中以制备工作溶液（浓度范围：2.5-5微米）。避免光线和氧气接触。从光保护管。使用前准备这个解决方案。不要储存或再使用此解决方案。小心：在通风橱分子探针按照适当的指引。
- 使25毫升终止液中加入10胎牛血清毫升到15的PBS 1X中的溶液。保持无菌的解决方案。该存储解决方案，在4°C。 ROS的检测方法 - 这种解决方案只适用于单细胞必需的。
- 将空气中的斑马鱼在孵化28＆＃176; C。
- 为单细胞的ROS检测方法中设置的离心机于4℃。
成人鱼类2。配套和选择斑马鱼的胚胎
- 根据标准协议40建立成年斑马鱼对跨越。根据具体实验需要选择适当的转基因株系。
- 收集鸡蛋，把它们摆放成90毫米的菜有鱼水/胚胎培养基。鸡蛋保持在28°C，直到胚胎会发展壮大到所需的发育阶段（ 例如 ，48 HPF，72 HPF; HPF：小时受精后）。
- 屏幕胚胎发育。排除所有未受精的卵子或胚胎不发达。
- 通过在50毫升水中的鱼加入1ml三卡因（原液）的麻醉胚胎。
- 选择在立体显微镜下的Tg荧光的胚胎。
胚胎3。治疗氧化剂
- 使用48小时之间至少有30胚胎pF和72％不同的条件HPF。为了消除三卡因与新鲜的鱼水冲洗两次胚胎。
- 分裂荧光的胚胎分为三个菜。把不超过30个胚/皿。
- 除去洗涤溶液并加入10 ml的氧化剂溶液或10毫升鱼水作为对照溶液。
- 胚胎孵育10分钟至1小时，在28°C。潜伏期取决于由氧化应激来诱导在特定组织的水平。短期内是最好的，因为受氧化应激细胞逐渐发生细胞死亡。
- 胚胎转移到含有HBSS和冲洗胚胎纷飞一道新菜。预暖的HBSS在28°C。
4，全山ROS的检测方法
- 氧化剂处理后收集的胚胎，并把不超过10个胚胎中的小管。冲洗用HBSS尽可能。使用铝箔光保护管。
- 加入1 ml的活性氧检测解决方案每管。
- 孵育在黑暗中15分钟胚胎在28℃，以避免光线照射。
- 在孵化时间准备全胚胎分析载玻片上。把300μl的甲基纤维素上的“抑郁症”的载玻片并用移液管尖铺在玻璃表面上。避免气泡，同时释放所述甲基纤维素。
- 在温育时间结束时，立即取出ROS-检测溶液中并用2ml的HBSS洗两次。通过倒转试管几次洗涤胚胎。不要吸管或旋涡。
- 吸出胚胎成一个玻璃巴斯德吸管。附近的移液管的开口部，并轻轻位置胚胎喷射成的甲基纤维素。用细尼龙线适当定向的胚胎。
- 比较控制胚胎处理的胚胎的荧光。可替换地，固定，使所有的胚胎都使用相同的成像的荧光立体显微镜或共焦显微镜的参数图像设置。
5，单细胞ROS的检测方法
- 启动步骤：3.5。请确保至少有35胚胎每个条件。
- 胚胎转移到一个新的菜。除去鱼水尽可能。加入10毫升冰冷的PBS 1X和400微升的蛋白酶抑制剂鸡尾酒。手动dechorionate胚胎钳，取出蛋黄麻袋用细针。注意：删除黄麻袋，确保干净样品进行以下FACS分析。这一步可以根据FACS仪器加以避免。
- 转移去yolked胚胎成24孔多孔板（15胚胎/孔），并删除所有的鱼水。
- 添加300μl的HBSS中，30微升的胶原酶P，加入50μl胰蛋白酶-EDTA在每个孔中。
- 通过轻轻地上下吹打均匀化的胚胎具有紧吸头（1,000微升）。
- 孵育28℃20分钟，吹打，每5分钟均质样品。
- 检查组织DISRuption通过观察匀浆在复式显微镜等分。吹打促进单细胞悬液。不要胚胎培养超过30分钟。
- 停止反应，加入200微升终止液。轻轻吹打混匀。
- 转移细胞悬液至预冷的管的紧下方。保持管上的冰和避免光线照射。
- 离心5分钟，在250×g离心在4℃下
- 轻轻吹打去除上层相和重悬细胞用冰冷的HBSS。
- 计数细胞，并确保你有细胞在所有的样本数相同。不使用小于2×10 6个细胞。
- 离心细胞5分钟，在250×g离心在4℃下
- 除去上清液并暂停沉淀用1 ml冰冷的HBSS含有活性氧敏感的探头。
- 孵育所述管在室温下在黑暗中3分钟。根据氧化应激的水平发生变化的温育时间和到吨探针的他的灵敏度。
- 细胞转移到FACS管。保持管上的冰和避免FACS分析前曝光。
- 排序细胞用荧光激活细胞分选术（FACS）。波长集合按照Tg的组织荧光（ 例如 ，GFP）和用于检测的ROS（ 例如 ，特定的线粒体活性氧敏感的探针，一般的活性氧敏感的探针）的分子探针的激发/发射光谱。
- 对于每个条件，通过采用相同的设置，流式细胞仪测量所有的样品在相同的实验会话中。计算荧光细胞不同生物学重复的平均值的百分比。分析至少两个重复为每个条件。
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Representative Results
通过应用这里介绍的方法，我们可以很容易地测量和检测氧化应激（和ROS的水平）在斑马鱼胚胎组织。穿越成年斑马鱼后，鸡蛋收集，并使其在28°C至发展到72小时受精后（HPF）。为了诱导的氧化应激，我们提出了两种不同的方法：胚胎1）具有较强的促氧化试剂处理或2）组织损伤后促进活性氧的形成。
过氧化氢 （H 2 O 2），作为通用的细胞ROS形成剂，和鱼藤酮，作为特定的线粒体ROS驱动程序：在第一种方法中，我们根据具体需要采用两种不同的试剂。鱼藤酮是的等等，这些放松管制的氧化应激41的致病复合物I抑制剂。
在第二个方法中，我们诱导的ROS的积累通过在尾鳍斑马鱼胚胎的产生伤39，另外，氧化应激条件可以通过敲除与吗啉注射Nrf2的抗氧化响应途 径是对氧化应激38的细胞毒作用的主要细胞防御促进了斑马鱼的组织。
一旦氧化应激诱导在斑马鱼胚胎中的活性氧物种（ROS）的积累可以通过使用通用的或特定的线粒体ROS敏感探头，它成为荧光激活时（ 即氧化）来测量。
处理的胚胎可以通过使用整个安装ROS的检测方法或通过将单个细胞的ROS的检测方法概述于图1中进行分析。方法之间的选择依赖于是否需要执行的氧化应激的定性或定量测定。这两种方法的有代表性的结果表示在图2中图3。
全山ROS的检测方法
图2示出了用于氧化应激的体内成像的整个装载ROS的检测方法的应用。尤其是，这种方法已被应用到遵循由外源性促氧化剂的治疗以及由多个生理条件，如伤口损伤或基因缺失产生的“低”氧化应激产生的两个“强”氧化应激。
氧化性物质的生理水平是通过产生72个高倍视野尾鳍活斑马鱼胚胎的微损伤或宽的伤口引起的。它已被证实损伤后，H 2 O 2的伤口39后积聚在伤口边缘20分钟。为了可视化的氧化应激在伤口边缘的积累，胚胎培养与一个通用的ROS敏感探头，炸伤39后成像在20分钟。通过比较完好尾翼与受伤的尾巴，能够分辨荧光探针的积累在伤口边缘（ 图2A）。非特异性弱荧光信号检测各地在这两个条件的尾鳍组织。
为了验证该活性氧敏感的探针在伤口边缘的特定堆积，H 2 O 2水平在伤口已经除由药理学途径。因为它已经证明，在伤口裕量H 2 O 2的积累是向DUOX抑制剂VAS2870 39极为敏感，胚胎伤人之前预处理与此抑制剂。活性氧敏感的探针的荧光进行比较，从VAS前处理的胚胎和相应的控制，表示该信号是依赖于ROS的积累（ 即 H 2 O 2的）（ 图2B）。
此外，我们通过将斑马鱼胚胎与鱼藤酮产生的斑马鱼组织中高水平的氧化性物种。鱼藤酮处理的胚胎和对照物与一个通用的ROS敏感的探针特异性检测活性氧物种。之后，探针被洗去，将胚胎在荧光立体显微镜下成像。在胚胎（ 图2C）的整个身体被检测到的氧化应激。高放大率图像显示解剖区域，其中所述探针被成功代谢（ 图2D）。明场图像（上图）区分解剖结构，而荧光图像（下图）表明ROS阳性细胞。所表现出的荧光图像的结果，主要是氧化应激的检测，这是由与处理的胚胎比较，控制实现的定性报告。
单细胞-ROS的检测方法
图3报告代表FACS图和氧化应激通过将单个细胞的ROS的检测方法定量。这种方法已经被用于测量氧化应激水平，斑马鱼细胞进行了亲氧化剂条件中所报协议并在图的说明详细介绍。如上所述，氧化应激已通过培养解离成单细胞与ROS敏感的分子探针斑马鱼组织中进行了测量。由于分离程序和FACS本身可能造成的细胞损伤，样品的分析要求，只有“活细胞”被认为是对氧化应激的定量。因此，分离的细胞可以通过选择细胞显示“活细胞”的物理参数（ 图3A）的馏分，并通过排除死细胞（ 图3B）进行分析。因此，将样品定量供根据活性氧敏感的探针的荧光，并用于示出诸如阳性的GFP（ 图3C）的内源荧光的氧化应激水平。对ROS敏感探针的阴性对照样品中应包括为了评估诱导的处理和技术程序的氧化应激（ 图3C;面板：控制- ）。流式细胞仪相对定量的情节展现在直方图显示不同的生物学重复（ 图3D-E）的测量。
除了 在过氧化氢 处理的氧化应激水平的定量，该方法已被应用到在nrf2a morphants与各自对照（ 图3F）的生理条件，例如我们内定量的氧化应激水平。
此外，由单细胞的ROS的检测方法与特定的活性氧敏感的探针，例如我们结合线粒体ROS-敏感的探针，但也可以测量氧化应激中的特定线粒体靶向促氧化剂处理（ 图3G）的上下文。
图1。方法用于测量ROS水平在斑马鱼胚胎的原理图。斑马鱼成人越过适当的繁殖坦克。受精卵然后收集到的菜肴，并存储在28℃，以允许胚胎充分开发可以以不同的方式来实现。诱导的氧化应激，或者通过药物治疗或通过遗传或物理辱骂。可选地，在壳体的基因突变分析，有可能跳过这一孵化和向前移动。在这一点上，也能够继续进行以下两种不同的方法。据“整个米'mount ROS检测“的方法（左），斑马鱼胚胎孵育立即用荧光活性氧敏感的探针（1），然后用荧光或共聚焦显微镜（2）分析。在“单细胞ROS检测”的方法（右），斑马鱼的胚胎被解离成单细胞（1）中，温育，用荧光活性氧敏感探测器（2）并通过FACS进行荧光检测和定量（3）进行分析。而“整装-ROS的检测”方法允许氧化应激检测在活胚胎主要为定性分析，“单细胞为基础的”法补助定性和氧化应激水平的定量测量。
图2。整个安装ROS检测方法的代表性结果 。 甲）斑马鱼胚胎在72个高倍视野经受伤人如先前所描述的Niethammer 等人 ，2009年39。代表共聚焦图像显示亲氧（ROS）的积累（箭头）在受伤的尾鳍伤口边缘。氧化性物质已被发现与一般的活性氧探头（CellROX; 2.5微米）已经取得了20分钟后伤口。比例尺为20μm。B）示出在72 HPF斑马鱼胚胎中的伤口边缘代表共焦图象。胚胎被预处理VAS2870（20μM）或DMSO中进行90分钟的伤口已经取得之前。 ROS已检测到具有通用ROS敏感探测器（CellROX; 2.5μM）伤后20分钟。比例尺为20μm。 三）全身图像显示在斑马鱼胚胎鱼藤酮诱导的氧化应激。氧化应激在图D所示的胚胎）的尾部区域强烈检测。鱼藤酮是线粒体ETC的强效抑制剂，主要影响的skel等人的肌肉细胞在斑马鱼。比例尺，180微米。
图3的单细胞的ROS检测方法的代表性结果 。 甲）代表性FACS图，显示斑马鱼胚胎中的一个典型的样品解离为单细胞。活细胞都符合FSC-H和SSC-H参数门控R1区。 SSC-H：539（电压），1.0（AmpGain），模式：线性; FSC-H：E00（电压），2.1（AmpGain）B）的代表性FACS图，显示斑马鱼胚胎中的一个典型的样品解离为单细胞。 FACS分析前，样品被温育用碘化丙锭（PI，1微克/毫升），5分钟。死细胞会根据使用PI荧光（FL2-H通道）选通R2上的区域。 FSC-H：E00（电压），2.1（AmpGain），模式：线性，SSC-H：539（电压），1.0（AmpGain），模式：李附近。电压通道：FL-2：613日志C）代表FACS图显示分离遭受促氧化处理（H 2 O 2）和相应的控制斑马鱼胚胎。内皮细胞通过GFP通道可视化。 FACS图代表了UL和UR受到氧化应激（ROS）的所有单元格。阴性细胞被绘制在下部象限（LL和LR）。 TG（Kdrl：GFP）S843斑马鱼胚胎在48hpf培养与H 2 O 2（2 毫米）或H 2 O作为控制10分钟。 FACS分析前，胚胎在协议中描述的处理。受氧化应激细胞通过使用通用的ROS敏感荧光探针（; 2.5μMCellROX）进行检测。不育与活性氧敏感探头的样本已被列入作为阴性对照。进行亲氧化剂治疗与各自对照样品相比较，细胞的数目在上象限（UL + UR）绘制更高。流式细胞仪ACQUIS银行足球比赛的设置如下：电压通道：FL-1：582日志; FL-4：410日志D）的直方图表示细胞的UL + UR）在H 2 O 2处理的胚胎和相应的控制受到氧化应激的百分比（。测量都涉及到在C中所示的样品。受氧化应激细胞通过使用通用的ROS敏感荧光探针（; 2.5μMCellROX）进行检测。结果是n = 2的不同生物学重复±标准差E）柱状图显示内皮细胞（）在H 2 O 2处理的胚胎和相应的控制受到氧化应激（ROS +）的百分比的GFP +的平均值。测量都涉及到在C中所示的样品。结果是n = 2的不同生物学重复±标准差F）的直方图显示在nrf2a morphants受到氧化应激（ROS +）nrf2a MO）细胞的百分比（和相应的控制均值（CTRL MO）在24 HPF。结果是n = 2的不同生物学重复±SD G）的直方图显示受线粒体氧化应激的处理的胚胎细胞的百分比（鱼藤酮的平均值;在72 HPF DMSO）;相应的控制（按Ctrl 10微米）和。解离胚胎成单个细胞后，线粒体氧化应激（线粒体ROS +）的测定使用线粒体特异的探针（MitoSOX; 5μM）。结果是n = 3的不同生物学重复±标准差的平均值。
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Discussion
关键步骤
对氧化应激的检测在本文中所描述的斑马鱼胚胎的过程包括两个不同的方法。整个安装ROS检测方法主要是定性测定活性氧检测用，而单 细胞ROS的检测方法允许更具体的定量测量（ 图1）。这两种方法提供了一种快速简便的方法来评估对斑马鱼胚胎的体内活性氧检测。然而，他们都提出了一些关键步骤。
关键步骤相关的方法我
第一种方法为整装ROS的检测有很大的优势，轻松地检测氧化应激的活胚胎（ 图2）的所有组织。然而，存在必须加以考虑和可能影响测定的结果的三个重要关键方面：探针1）的渗透性胚胎组织，2）所述探针的毒性和3）个Ë探头的灵敏度要低活性氧的浓度。
第一方面特别涉及到在体内的应用的方法42。活性氧敏感的探针的“细胞渗透性”属性是为实现该测定的一个重要特征。理想情况下，所有的水溶性化学品是最佳的分娩活斑马鱼胚胎;然而大多数的试剂氧化应激的检测是不溶于水。因此，通常建议使用探针可溶于DMSO（二甲亚砜）。
有关于胚胎链接到ROS探针的浓度可能的毒性作用。副作用是由组织损伤（ 即坏死）或探针的加速新陈代谢通常表示。斑马鱼胚胎与hydroethidine探头事业胚胎死亡的漫长孵化期（天），而高剂量的5 - （和6） - 羧基-2'，7'-二氯二乙酸酯结果在正在特定的积累在肠道（未发表数据）的荧光。为了克服这个问题与探针孵育期间监测胚胎是很重要的。几种浓度和孵育时间用相同的探针的测试将是有益的为好。最佳培养时间允许传递的分子探针无表面组织损伤和氧化。利用化学探针（0.5-10微米）的孵育时间通常可以固定在10-30分钟的范围内，并应不超过1小时。这种情况可以是相当棘手的设置，特别是当氧化物质的量是接近生理水平，或当它被限制在内部的胚胎组织。事实上，当全生物体孵育具有活性氧检测用化学探针，最表面的组织（ 即皮肤，眼睛和心脏）是其中探针主要被氧化并变成荧光。以后，探针被逐渐传递到内脏器官，肝脏或已经ssels。作为一个结果，一个合适的时间为斑马鱼胚胎的活性氧检测用探针的孵育是至关重要的，以检测氧化应激的所有组织中。
最后，使用这种方法时，必须考虑探头由组织表达的氧化应激水平的灵敏度是重要的。大部分市售的探针不精细特征为他们的灵敏度，这意味着，对于特定应用的最佳探头必须根据经验来确定。所有的ROS敏感的探测器通常检测高水平的氧化应激，但大部分都不是氧化应激水平43的最小变化敏感。
为了限制这一缺点，并允许更详细和精确的分析，建议应用基于单细胞的检测氧化应激的第二方法。
关键步骤相关的方法二
在S英格尔细胞ROS的检测方法提出了一些关键步骤。它们主要由1）胚胎细胞解离的效率，并通过2）相关联，以测定活性氧敏感的探针的类型确定。
胚胎的离解成单个细胞是改编自斑马鱼细胞分析先前的协议，使用流式细胞仪44，并提出了强烈地影响整个程序的结果的两个重要方面。第一方面涉及用于分离胚的方法，而第二个是与分离的细胞的恢复。
胚胎的离解成单细胞，主要由离解的试剂的浓度（ 即胶原酶P和胰蛋白酶）来控制。然而，必须考虑到组织离解的效率依赖于胚胎培养和它们的发育阶段的数目。在早期发育阶段的斑马鱼胚胎（24 HPF-48 HPF）是因为增长45渐进组织更明智的解离试剂比幼虫（96 HPF-120高倍视野）。因此，与斑马鱼胚胎在超过72个高倍视野不同发育阶段的工作时所需的解离过程中的调整。过度的孵化与试剂导致细胞死亡，而试剂的浓度降低只能部分离解的胚胎。因为它正确地分解组织很重要，但同样重要的是收集和保存单个细胞。一个重要的考虑是在该细胞组织分裂后回收的温度。它以在离心过程中保持细胞在冰上或在4℃下以限制的氧化应激继发于组织或处理程序的机械破坏是非常重要的。
关于相关联的探针的第二个关键步骤是联系在一起的分析在感兴趣的特定组织。检测小区波波尔最简单的方法通报BULLETIN在斑马鱼是由转基因株系的广泛已建立在最近几十年46,47提供。但是所选择的转基因系的荧光必须与活性氧检测用探针兼容。关键的是要避免背景组织荧光和低，但由探头发射的特定荧光信号之间的串扰。
本议定书中的应用
考虑这两种方法提供一种简单和成本有效的测定法来测量氧化应激在体内 ，有可能这个协议适用于几个条件：
氧化应激在不同的遗传（ 如病理）测量条件
氧化剂和抗氧化基因可以通过注射吗啉（丧失功能的）或mRNA（功能获得性的）的易于调制在斑马鱼胚胎。基因敲减及microin最近报道的实验皑皑的mRNA在斑马鱼胚胎jection建立了抗氧化Nrf2a和Nrf2b基因在发育过程中保护细胞免受氧化应激不同的角色。基因表达调节的方法评估哺乳动物和斑马鱼在神经细胞38,48缺氧反应和氧化应激之间的进化上保守的轴。此外，一个很好的机会来研究氧化应激是由几个斑马鱼突变系提供。例如，在斑马鱼ducttrip（DTP）突变体代表了一个有趣的例子为氧化应激有关的病理状态的表征。在DTP突变携带不足为S-腺苷水解酶（ahcy）基因及其表征表明Ahcy失去活性通过影响ROS水平49导致肝脏变性。等价地，斑马鱼突变体Nrf2的fh318，背着一个损失-的函数的转录因子Nrf2基因的n个突变，一直被视为具有相当大的兴趣，以调查这起抗氧化基因在低等脊椎动物50的保护作用。
氧化还原状态的测量，通过药物化合物引发
斑马鱼胚胎小的药物治疗可以抑制或激活氧化应激。最近，我们证明诱导的氧化应激可通过辅酶Q10治疗51收回斑马鱼胚胎的他汀类药物治疗。另外，在斑马鱼动物模型为人类RYR1相关肌病的氧化应激的分析突出作为肌肉疾病52一个潜在的治疗方法的抗氧化剂药物的NAC（N-乙酰半胱氨酸）的作用。
小分子和毒品来表征其氧化性能的大规模筛选
斑马鱼是一种行之有效的动物模EL的大型化工审查。在斑马鱼中发现的抗氧化剂，作为多巴胺能神经元存活，这是严重的影响在哺乳动物的神经变性疾病如帕金森氏病53调制器执行的小分子的最近的一个化学筛选。此方法可用于筛选新的亲或抗氧化剂分子在体内 。
意义与局限
这两个“整装”和“单细胞”活性氧检测方法的突出依赖于氧化应激的体内测量通过使用简单的实验技术和基本设备来执行的能力。斑马鱼作为与活性氧检测用探针结合的动物模型中的应用程序允许氧化应激不仅单纯的启示，而且其在生物体和定量在单一组织中的水平的情况下检测。重要的是，这些分析可以与市售的工具来执行的，不需要去实现具体的专业知识。此外，这两种方法都不是费时的程序，并且可以用适当的时间被应用于大样本集。所有这些共同的实际优势使得具有特殊意义这些方法来提高体内氧化应激的分析。
然而这些测定也表现出一定的局限性。一般来说，大多数的ROS敏感的探头现在市售不被看重的氧化应激水平在活细胞的细定性和定量分析。采用基于荧光的检测54，尤其是当，但最近关于他们的特殊性有关人士提出， -常用hydroethidine和MitoSOX探针被设计用于检测超氧化物（O 2）。类似地报道一些先进的专用的H 2对二氯二乙酸酯（DCFH-DA）的疑惑2传感55,56。此外，这些氧化还原活性的荧光探针的特点是局部的非特异性激活（ 即组织的自发荧光）和不氧化后是可逆的。一旦荧光探针活性氧氧化不能返回其非荧光还原态。因此ROS的波动与时间分辨率的检测是通过应用这种化学探针43的限制。
有相当的限制这个字段是由缺乏探针专用RNS检测的表示。最近，基于蛋白质组学的方法证明了RNS诱导蛋白修饰被认为是亚硝基活性应力的生物标志物，并且可以通过免疫测定法通过使用特异性抗体的蛋白质氧化/硝化（ 例如 ，抗-SNO-半胱氨酸，反-3 -进行评价硝基酪氨酸）22,23。然而，所有这些测定是仅间接氧化STRE的测量由RNS SS触发，在大多数情况下，他们需要的细胞提取，这意味着它们并不适用于活细胞或活斑马鱼胚胎。
一个有效的替代传统的探头是由基因编码的氧化还原敏感的荧光蛋白表示。这个小组的主要成分是：roGFP，从绿色荧光蛋白，rxYFP和cpYFP，无论是从黄色荧光蛋白和超探头，一个特定的H 2 O 2敏感的荧光探针57衍生而得。所有由荧光蛋白质创建这些工程化的氧化还原探针允许基于荧光的比例量化，使更高的时间分辨率（从几秒到几分钟）比化学探针58。 体内应用这些生物传感器中，也可以作为证明通过表达超斑马鱼的转基因系内源性H 2 O 2水平39,59的实时检测。我mplementing的斑马鱼基因编码的传感器提供了一个最佳的系统调查氧化应激，但需要建立的转基因动物线和适当的成像工具。对氧化应激检测在斑马鱼这里介绍的过程比遗传方法不太精确，但是是快，并提供了主要测定法用于体内检测高浓度的助氧化的物种的。个体的活性氧和/或氮物种的精确测量是目前该研究领域的限制。在未来，即将纳米级氧化还原传感器可以帮助解决这个问题。纳米颗粒和纳米管为基础的氧化还原传感器的成功应用，在几个体外研究过测试，但不能作为体内试验到现在为止60。
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Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Hydrogen peroxide solution | SIGMA | 516813 | DO NOT STORE DILUITIONS |
| Hank's Balanced Salt Solution 1x | GIBCO | 14025 | |
| Methyl cellulose | SIGMA | M0387 | |
| Instant Ocean Aquarium Sea Salt Mixture | INSTANT OCEAN | SS15-10 | |
| Tricaine | SIGMA | A5040 | |
| Cgeneric ROS-sensitive probe: CellROX Deep Red Reagent | INVITROGEN | C10422 | |
| Mitochondria specific ROS-sensitive probe: MitoSOX | INVITROGEN | M36008 | dissolve one vial with 13 μl of DMSO |
| Hydroethidine | INVITROGEN | D23107 | |
| Rotenone | SIGMA | R8875 | Prepare 5 mM stock solution in DMSO. |
| Dimethyl sulfoxide | SIGMA | D2650 | |
| VAS2870; 3-Benzyl-7-(2-benzoxazolyl)thio-1,2,3-triazolo(4,5-d)pyrimidine | EnzoLifeScience | BML-EI395 | dissolve the powder in DMSO; diluite in fish water |
| Propidium Iodide | Molecular probes (Life Technologies) |
P3566 | |
| 7-aminoactinomycin D (7-AAD) | Molecular probes (Life Technologies) |
A1310 | |
| Nrf2a Morpholino | GeneTools | 5'-CATTTCAATCTCCAT CATGTCTCAG-3' |
Ref: Timme-LaLaragy et al.; 2012 (PMID: 22174413); Kobayashi et al.; 2002 (PMID:12167159) |
| Collagenase P | ROCHE | 11213857001 | Dissolve the powder at 100 mg/ml in sterile HBSS. Store aliquots at -20 °C |
| Phosphate-Buffered Saline (PBS) | GIBCO | 10010-056 | |
| Fetal Bovine Serum | GIBCO | 10082-147 | |
| Complete Protease Inhibitor Cocktail Tablets | ROCHE | Dissolve one tablet in 1 ml of water | |
| 0.5% Trypsin-EDTA (10x), no phenol red | GIBCO | 15400-054 | Prepare 1x working solution before usage |
| Compound microscope | ZEISS | ||
| Stereo microscope with fluorescent illumination | Nikon | AZ100 | |
| Camera | ZEISS | AxioCamMRm | |
| software for fluorescence image acquisition | ZEISS | ZEN 2011 | |
| Fluorescence-activated cell sorter | BD FACSCalibur | ||
| Centrifuge | Eppendorf | 5417R | |
| FACS tubes | BD | 342065 | |
| Multiwell Plate | BD Falcon | 353047 | |
| Sterilized, non treated Petri dishes 90 mm | VWR | 391-1915 | |
| Confocal microscope | Leica | Leica SP5 |
References
- Alfadda, A. A., Sallam, R. M. Reactive oxygen species in health and disease. J Biomed Biotechnol. 2012, (2012).
- Lu, T., Finkel, T. Free radicals and senescence. Exp Cell Res. 314, 1918-1922 (2008).
- Chen, A. F., et al. Free radical biology of the cardiovascular system. Clin Sci (Lond. 123, 73-91 (2012).
- Selvaraju, V., et al. Diabetes, oxidative stress, molecular mechanism, and cardiovascular disease--an overview. Toxicol Mech Methods. 22, 330-335 (2012).
- Gandhi, S., Abramov, A. Y. Mechanism of oxidative stress in neurodegeneration. Oxid Med Cell Longev. 2012, (2012).
- Shi, X., Zhang, Y., Zheng, J., Pan, J. Reactive oxygen species in cancer stem cells. Antioxid Redox Signal. 16, 1215-1228 (2012).
- Cui, X. Reactive oxygen species: the achilles' heel of cancer cells. Antioxid Redox Signal. 16, 1212-1214 (2012).
- Park, H., Bourla, A. B., Kastner, D. L., Colbert, R. A., Siegel, R. M. Lighting the fires within: the cell biology of autoinflammatory diseases. Nat Rev Immunol. 12, 570-580 (2012).
- Nathan, C., Ding, A. SnapShot: Reactive Oxygen Intermediates (ROI). Cell. 140, 951-951 (2010).
- Brown, G. C., Borutaite, V. Interactions between nitric oxide, oxygen, reactive oxygen species and reactive nitrogen species. Biochem Soc Trans. 34, 953-956 (2006).
- Brieger, K., Schiavone, S., Miller, F. J., Krause, K. H. Reactive oxygen species: from health to disease. Swiss Med Wkly. 142, (2012).
- Littarru, G. P., Tiano, L., Belardinelli, R., Watts, G. F. Coenzyme Q(10), endothelial function, and cardiovascular disease. Biofactors. 37, 366-373 (2011).
- Landete, J. M. Dietary intake of natural antioxidants: vitamins and polyphenols. Crit Rev Food Sci Nutr. 53, 706-721 (2013).
- Finkel, T. Oxidant signals and oxidative stress. Curr Opin Cell Biol. 15, 247-254 (2003).
- Murphy, M. P. How mitochondria produce reactive oxygen species. Biochem J. 417, 1-13 (2009).
- Sarsour, E. H., Kumar, M. G., Chaudhuri, L., Kalen, A. L., Goswami, P. C. Redox control of the cell cycle in health and disease. Antioxid Redox Signal. 11, 2985-3011 (2009).
- Nathan, C., Shiloh, M. U. Reactive oxygen and nitrogen intermediates in the relationship between mammalian hosts and microbial pathogens. Proc Natl Acad Sci U S A. 97, 8841-8848 (2000).
- Finkel, T. Signal transduction by reactive oxygen species. J Cell Biol. 194, 7-15 (2011).
- Autreaux, B., Toledano, M. B. ROS as signalling molecules: mechanisms that generate specificity in ROS homeostasis. Nat Rev Mol Cell Biol. 8, 813-824 (2007).
- Maryanovich, M., Gross, A. A ROS rheostat for cell fate regulation. Trends Cell Biol. 23, 129-134 (2013).
- Tonks, N. K. Redox redux: revisiting PTPs and the control of cell signaling. Cell. 121, 667-670 (2005).
- Antelmann, H., Helmann, J. D. Thiol-based redox switches and gene regulation. Antioxid Redox Signal. 14, 1049-1063 (2011).
- Foster, M. W., Hess, D. T., Stamler, J. S. Protein S-nitrosylation in health and disease: a current perspective. Trends Mol Med. 15, 391-404 (2009).
- Albrecht, S. C., Barata, A. G., Grosshans, J., Teleman, A. A., Dick, T. P. In vivo mapping of hydrogen peroxide and oxidized glutathione reveals chemical and regional specificity of redox homeostasis. Cell Metab. 14, 819-829 (2011).
- Knoefler, D., et al. Quantitative in vivo redox sensors uncover oxidative stress as an early event in life. Mol Cell. 47, 767-776 (2012).
- Fang, L., Miller, Y. I. Emerging applications for zebrafish as a model organism to study oxidative mechanisms and their roles in inflammation and vascular accumulation of oxidized lipids. Free Radic Biol Med. 53, 1411-1420 (2012).
- White, R. M., et al. Transparent adult zebrafish as a tool for in vivo transplantation analysis. Cell Stem Cell. 2, 183-189 (2008).
- Amatruda, J. F., Patton, E. E. Genetic models of cancer in zebrafish. Int Rev Cell Mol Biol. 271, 1-34 (2008).
- Jing, L., Zon, L. I. Zebrafish as a model for normal and malignant hematopoiesis. Dis Model Mech. 4, 433-438 (2011).
- Shin, J. T., Fishman, M. C. From Zebrafish to human: modular medical models. Annu Rev Genomics Hum Genet. 3, 311-340 (2002).
- Lieschke, G. J., Currie, P. D. Animal models of human disease: zebrafish swim into view. Nat Rev Genet. 8, 353-367 (2007).
- Lawson, N. D., Wolfe, S. A. Forward and reverse genetic approaches for the analysis of vertebrate development in the zebrafish. Dev Cell. 21, 48-64 (2011).
- Duan, J., Yu, Y., Li, Y., Sun, Z. Cardiovascular toxicity evaluation of silica nanoparticles in endothelial cells and zebrafish model. Biomaterials. 34, 5853-5862 (2013).
- Sobrino-Figueroa, A. S. Evaluation of oxidative stress and genetic damage caused by detergents in the zebrafish Danio rerio (Cyprinidae). Comp Biochem Physiol A Mol Integr Physiol. 165, 528-532 (2013).
- Xu, H., et al. Oxidative stress and immune related gene expression following exposure to di-n-butyl phthalate and diethyl phthalate in zebrafish embryos. Ecotoxicol Environ Saf. 93, 39-44 (2013).
- Hermann, A. C., Millard, P. J., Blake, S. L., Kim, C. H. Development of a respiratory burst assay using zebrafish kidneys and embryos. J Immunol Methods. 292, 119-129 (2004).
- Rieger, S., Sagasti, A. Hydrogen peroxide promotes injury-induced peripheral sensory axon regeneration in the zebrafish skin. PLoS Biol. 9, (2011).
- Timme-Laragy, A. R., et al. Nrf2b, novel zebrafish paralog of oxidant-responsive transcription factor NF-E2-related factor 2 (NRF2). J Biol Chem. 287, 4609-4627 (2012).
- Niethammer, P., Grabher, C., Look, A. T., Mitchison, T. J. A tissue-scale gradient of hydrogen peroxide mediates rapid wound detection in zebrafish. Nature. 459, 996-999 (2009).
- Murphy, M. P., et al. Perspective. Cell Metabolism. 13 (4), 361-366 (2011).
- Li, N., et al. Mitochondrial complex I inhibitor rotenone induces apoptosis through enhancing mitochondrial reactive oxygen species production. J Biol Chem. 278, 8516-8525 (2003).
- Rhee, S. G., Chang, T. S., Jeong, W., Kang, D. Methods for detection and measurement of hydrogen peroxide inside and outside of cells. Mol Cells. 29, 539-549 (2010).
- Murphy, M. P., et al. Unraveling the biological roles of reactive oxygen species. Cell Metab. 13, 361-366 (2011).
- Covassin, L., et al. Global analysis of hematopoietic and vascular endothelial gene expression by tissue specific microarray profiling in zebrafish. Dev Biol. 299, 551-562 (2006).
- Kimmel, C. B., Ballard, W. W., Kimmel, S. R., Ullmann, B., Schilling, T. F. Stages of embryonic development of the zebrafish. Dev Dyn. 203, 253-310 (1995).
- Beis, D., Stainier, D. Y. In vivo cell biology: following the zebrafish trend. Trends Cell Biol. 16, 105-112 (2006).
- Pan, Y. A., et al. Zebrabow: multispectral cell labeling for cell tracing and lineage analysis in zebrafish. Development. 140, 2835-2846 (2013).
- Moussavi Nik, S. H., et al. The BACE1-PSEN-AbetaPP regulatory axis has an ancient role in response to low oxygen/oxidative stress. J Alzheimers Dis. 28, 515-530 (2012).
- Matthews, R. P., et al. TNFalpha-dependent hepatic steatosis and liver degeneration caused by mutation of zebrafish S-adenosylhomocysteine hydrolase. Development. 136, 865-875 (2009).
- Mukaigasa, K., et al. Genetic evidence of an evolutionarily conserved role for Nrf2 in the protection against oxidative stress. Mol Cell Biol. 32, 4455-4461 (2012).
- Mugoni, V., et al. Ubiad1 is an antioxidant enzyme that regulates eNOS activity by CoQ10 synthesis. Cell. 152, 504-518 (2013).
- Dowling, J. J., et al. Oxidative stress and successful antioxidant treatment in models of RYR1-related myopathy. Brain. 135, 1115-1127 (2012).
- Sun, Y., Dong, Z., Khodabakhsh, H., Chatterjee, S., Guo, S. Zebrafish chemical screening reveals the impairment of dopaminergic neuronal survival by cardiac glycosides. PLoS One. 7, (2012).
- Zielonka, J., Kalyanaraman, B. Hydroethidine- and MitoSOX-derived red fluorescence is not a reliable indicator of intracellular superoxide formation: another inconvenient truth. Free Radic Biol Med. 48, 983-1001 (2010).
- Chen, X., Zhong, Z., Xu, Z., Chen, L., Wang, Y. 2',7'-Dichlorodihydrofluorescein as a fluorescent probe for reactive oxygen species measurement: Forty years of application and controversy. Free Radic Res. 44, 587-604 (2010).
- Karlsson, M., Kurz, T., Brunk, U. T., Nilsson, S. E., Frennesson, C. I. What does the commonly used DCF test for oxidative stress really show. Biochem J. 428, 183-190 (2010).
- Belousov, V. V., et al. Genetically encoded fluorescent indicator for intracellular hydrogen peroxide. Nat Methods. 3, 281-286 (2006).
- Bjornberg, O., Ostergaard, H., Winther, J. R. Measuring intracellular redox conditions using GFP-based sensors. Antioxid Redox Signal. 8, 354-361 (2006).
- Yoo, S. K., Starnes, T. W., Deng, Q., Huttenlocher, A. Lyn is a redox sensor that mediates leukocyte wound attraction in vivo. Nature. 480, 109-112 (2011).
- Uusitalo, L. M., Hempel, N. Recent Advances in Intracellular and In Vivo ROS Sensing: Focus on Nanoparticle and Nanotube Applications. Int J Mol Sci. 13, 10660-10679 (2012).
