Summary
Marginale grafts, for eksempel fettlever, grafts fra eldre givere, eller lever hentet etter hjertedød (DCD) tolererer konvensjonell, kald statisk lagring bare dårlig. Vi utviklet en ny modell av subnormothermic ex vivo leverperfusjon for bevaring, vurdering og reparasjon av marginale lever grafts før transplantasjonen.
Abstract
Suksessen til levertransplantasjon har resultert i en dramatisk organ mangel. I de fleste transplanterte regioner 20-30% av pasienter på venteliste for levertransplantasjon dø uten å motta et organ transplantasjon eller strykes for sykdomsprogresjon. En strategi for å øke donor pool er utnyttelse av marginale grafts, slik som fettlever, grafts fra eldre givere, eller donasjon etter hjertedød (DCD). Den nåværende bevaring teknikk for kaldt statisk lagring er bare dårlig tolerert av marginale lever resulterer i betydelig organskade. I tillegg vil kald statisk organ lagring ikke tillate graft vurdering eller reparasjon før transplantasjonen.
Disse svakhetene i kaldt statisk bevaring har utløst en interesse i varmt perfundert organbevaring for å redusere kald iskemisk skade, vurdere lever grafts under bevaring, og utforske muligheten til å reparere marginale lever før transplantasjonen. De optimale pressure og strømningsforhold, perfusjon temperatur, sammensetning av perfusjons-løsning, og behovet for en oksygenbærer har vært kontroversielt tidligere.
Til tross for lovende resultater i flere dyrestudier, har kompleksiteten og kostnadene forhindret en bredere klinisk anvendelse så langt. Nylig, med forbedret teknologi og en bedre forståelse av leveren under fysiologiske ex vivo perfusjon utfallet av varm leverperfusjon har forbedret og konsekvent gode resultater kan oppnås.
Denne oppgaven vil gi informasjon om leveren innhenting, lagring teknikker, og isolert leverperfusjon hos gris. Vi vil illustrere a) krav for å sikre tilstrekkelig oksygentilførsel til det organ, b) tekniske betraktninger om perfusjon maskinen og perfusjon løsning, og c) biokjemiske aspekter av isolerte organer.
Introduction
Levertransplantasjon er eneste behandlingsalternativ for pasienter med terminal leversykdom eller avansert leverkreft. For de siste 25 årene, har antall venteliste kandidater gradvis økt og overgikk antall tilgjengelige grafts. Antallet hjertet slo givere har gått ned det siste tiåret. Samtidig, har antallet marginale transplantat, for eksempel etter donasjon hjertedød (DCD), så vel som gamle og fettlever økte 1,2.
Marginale grafts er ofte falt for levertransplantasjon på grunn av høyere sjanse for primær pode lende eller forsinket funksjon. I DCD grafts, er utvikling av iskemisk typen galle strikturer (ITBS) av spesiell bekymring. Med den konvensjonelle statiske kaldt bevaring teknikk, ITBS forekommer i omtrent 10-40% av DCD grafts. I de fleste pasientene, fører ITBS å re-transplantasjon eller pasienten død. Spesielt langvarig varme og kalde iskemiske klokkeslett er risikofaktorer for ITBS 3-7. Donor alder, har genetiske predisposisjoner (som CCR5 delta 32), og valget av bevaring løsning også vært diskutert som ekstra risikofaktorer 7-10. Delvis microthrombosis av de peribiliary skip har blitt foreslått som mulig mekanisme for ITBS etter levertransplantasjon med DCD grafts 11.
Før det kliniske innføring av levertransplantasjon, har ex vivo lever perfusjoner blitt brukt til å studere hepatisk metabolisme og fysiologi 12,13. Etter levertransplantasjon funnet sin vei inn i klinisk setting i 1960, har utallige gjort forsøk på å bruke ex vivo leverperfusjon som en konserveringsmetode ved å etterligne fysiologiske ernæring og oksygene forhold. Sin nytteverdi for bevaring av marginale grafts har blitt undersøkt i det siste tiåret, men det nådde ikke standard klinisk omsorg. Vi har nylig beskrevet en reduksjon i gallegang skade i DCD levertransplantasjon ved ex vivo perfundert bevaring 14. Ulike tilnærminger vedrørende perfusjon løsningen ble gjort. Det merkede varierer fra cellulære løsninger som helblod fra giveren dyr eller pakkede rød celler i kombinasjon med human plasma, til acellulære tilnærminger som maskinen University of Wisconsin-løsning, IGL løsning eller Steen løsningen 14-19.
Temperaturen varierer 4-37 ° C 20. Nomenklaturen i hypothermic, subnormothermic, og Normotermisk er svært variabel og inkonsekvent. Alle forskjellige teknikker, løsninger og temperaturinnstillinger sikte på 1) stabil perfusjon forhold, 2) tilstrekkelig oksygenering, og 3) re-etablering av organfunksjon. En forbedret bevaring kapasitet samt evne organ vurdering og behandling under Normotermisk og subnormothermic perfusjon ansikter høyere teknisk kompleksitet og kostnader i forhold til hypotermisk perfusjon 20,21.
Vi har utviklet en subnormothermic ex vivo leverperfusjon system i løpet av de siste 4 årene. Systemet kan brukes til å 1) "lade" den hepatiske energiinnhold, 2) å vurdere pode kvalitet, og 3) å reparere marginale lever før transplantasjon. Følgende protokoll inneholder all informasjon for en stabil lever perfusjon.
Protocol
En skjematisk oversikt over protokoll er presentert i figur 1.
Figur 1. Studer protokollen. Den svin studiedesign for leverskade er basert på en donasjon etter hjertedød (DCD) modell. Etter disseksjon av alle lever skip er hjertedød indusert etterfulgt av 45 min av varm pode iskemi. For å simulere en pode transport i mellom giver og mottaker sykehus i en klinisk setting, er pode lagret på is i 4 timer etter kald, dual flush. Etter kjølelager, er orgelet subnormothermic perfundert for 6 hr for å vurdere perfusjon stabilitet. I en transplantasjon modell, kunne perfusjon tiden være kortere for å lade energilagring og å vurdere organ levedyktighet. Vennligst klikk hanre for å se en større versjon av dette tallet.
1. Dyr
MERK: Mann Yorkshire griser, 30-35 kg, ble brukt i denne studien. Alle dyrene fikk human behandling i samsvar med de '' Principles of Laboratory Animal Care '' formulert av National Society for Medical Research og '' Guide for omsorg av forsøksdyr '' utgitt av National Institutes of Health. The Animal Care komiteen i Toronto Generelt Research Institute godkjent alle studier.
2. Organ Retrieval
- Hus hann Yorkshire griser i forskningsanlegg for en uke før perfusjon / transplantasjon for å redusere nivået av stress og å venne dyrene til boligforholdene. Mindre enn to dager av boliger inne i anlegget vil føre til en stress-indusert fysisk reaksjon, som kan endre perfusjon utfall 22,23.
- Bedøve griserved intramuskulær (im) injeksjon av en blanding av ketamin (25 mg / kg), atropin (0,04 mg / kg), og midazolam (0,15 mg / kg).
- Før intubasjon, sikre grisen puster spontant 2 L av O 2 dosert med 5% isofluran. Spray stemmebåndene med 2% lidokain 2 min før intubasjon for å unngå stemmebånd spasmer. For eksempel, for en 35 kg gris bruke en 6.5 fr. tracheal tube. Blokker trakeal røret med 3-5 ml av romluft.
- Etter intubasjon, bruker capnometry å bekrefte riktig intubering. Senk isofluran gass til 2%. Sett ventilator til 14-16 pust / min og et tidevolum på 10 ml / kg kroppsvekt.
- Plasser en 20 G intravenøs (iv) kateter i en av øre årer for å tillate infusjon av Ringers laktatoppløsning (200 ml per time). Deretter skrubbe gris og dekke det med sterile forheng.
- Lag en midtlinjen snitt fulgt av en venstre lateral forlengelse. Bruk et håndkle til å dekke store og små tarmer og flytte dem til venstre side.
- Separat inferior vena cava (IVC) og distale aorta fra hverandre; ligate aorta grener på baksiden; isolere og gratis nyrearteriene fra tilhenger vev.
- Fordel falciforme ligament og den trekantede ligament ved hjelp kirurgi.
- Slipp portalen blodåre ved et snitt av peritoneum mellom bukspyttkjertelen og portvenen. Feste årer drenering fra bukspyttkjertelen til portvenen.
- Dissekere cøliaki bagasjerommet under portvenen og følg den bakover til aorta. Omgi det mesenteriske arterie med en 2-0 tie; omgir spleniske og venstre mage arteriene, som forgrener posteriorly til cøliaki bagasjerommet. Dissekere cøliaki stammen av portvenen.
- Ligate lymfeårer innenfor hepatoduodenal ligament å hindre lymfatisk lekkasje. Dele den rette magepulsåren mellom bånd. Ligate mindre årer. Separer gallegang fra ligament og dele det distalt etter ligation.
- Dissekere aorta bak membranen mellom hjertet og cøliaki trunk; plassere en 2-0 uavgjort rundt aorta.
- Slipp leveren fra nedre cava på høyre side ved hjelp av elektrokirurgi; bruke saks for den øvre delen mellom cava og leveren.
- Fjern galleblæren og cauterize blødere fra galleblæren seng.
- Administrer iv 1000 IE / kg donor vekt heparin. For en DCD-modell, indusere hjertestans ved intracardial injeksjon av 40 mval KCl 3 min etter heparin. Sett hjertestans som utgangspunkt for varm iskemi.
- For perfusjon, samle 1.6 L av gris blod i CPDA poser (citrate, fosfat, dekstrose, adenosin) umiddelbart etter hjertedød. Utfør en myk spinn (2000 xg uten brems). Fjern plasma og Buffy Coat under sterile forhold (biosikkerhet kabinett klasse II) og lagre erytrocytter i CPDA poser for transfusjon.
- Cannulate portvenen og aorta med orgel flush linjer. Tie av den tidligere angitte bånd rundt lår, renal, milten, mesenteric, og venstre mage kunstrier, så vel som den øvre aorta. For et hjerte slo donor (HBD) modell, utfør kanylering av aorta og portvenen etter hjertet slo forhold.
- Etter 45 min varm iskemi, skylle leveren med University of Wisconsin (UW) løsning med dual perfusjon via aorta (trykk bag) og portvenen (tyngdekraften drevet).
- Skjær leveren ut av grisen, forlate alle resterende skipene lang.
- Under back-tabellen forberedelse, klemme den øvre IVC bruker en Satinsky klemme og skylle leveren en gang med ca 0,5 L av UW-løsning retrogradely via lavere IVC til portvenen utstrømningen er klart.
- Feste alle arterielle grener fra aorta og cøliaki bagasjerommet. Utfør en arteriell back-tabellen press perfusjon med ca 0,5 L av UW-løsning.
- Skyll gallegang ved hjelp av UW-løsning.
- Cannulate øvre og nedre deler av IVC bruker 1/2 "x 3/8" reduksjonsgir med Luer Lock; cannulate portvenen og leverpulsåren ved hjelp av 3/8 "; x 1/4 "og 1/4" x 3/8 "reduksjonsgir med Luer Lock. Bruk den øvre og nedre vena cava som venøs drenering.
- Plasser lever i et organ bag, lukke orgel bag, og lagre leveren på is inntil perfusjon har startet.
3. Ex vivo leverperfusjon
- Klargjør perfusjon oppløsning inneholdende 2,000 ml Steen-løsning, vasket 400 ml erytrocytter, 550 mg natrium-pyruvat, 100 ml aminosyreløsning (10% Travasol), 10 mg kalsium-glukonat, 1000 IE hurtigvirkende insulin, 1 g cefazolin, 500 mg metronidazol, og 10.000 IE heparin. Legg til andre molekyler for vasodilatasjon, immunsuppresjon, fjernere av reaktive oksygenarter, eller levercellebehandling basert på den bestemte studieprotokoll.
- For dialyse komponent, bruke standard dialysat inneholdende 3,5 mM kalium, 25 mM bikarbonat, 27 mM glukose, så vel som 275 mg / L pyruvat.
- Sett opp perfusjon krets (skjema se figur 2).
Figur 2. Circuit satt opp. Kommer fra hovedreservoaret som start og sluttpunkt, er perfusjon løsning drevet av en sentrifugalpumpe gjennom en oksygenator. Rett etter oksygenering av løsningen, deler kretsen til en mindre linje som går til en dialyzer enhet for elektrolytt homeostase og en større linje som går til en leukocytt filter for reduksjon av rest hvite blodceller (WBC). Løsningen som går gjennom dialyzer returnerer til hovedreservoaret. Etter leukocytter filter, deler kretsen opp igjen i to like linjer. En linje går under høyt trykk (ca. 60 mm Hg) direkte inn i aorta til perfuse leverpulsåren. Den andre linjen drenerer inn i et andre reservoar. Fra dette reservoaret portvenen er perfundert. Trykket av portalen perfusjon avhenger av høyden energien av reservoarets løsning nivå (omkring 2-6 mm Hg). Alle væsker er drained via infrastruktur og supra-lever cava tilbake i hovedreservoaret. For reduksjon av tyngdekraften og homogen perfusjon, er leveren plassert i et basseng fylt med temperaturregulert vann. Det er skilt fra vannet av en ugjennomtrengelig membran og den svømmer i en perfusjon suspensjon. Vennligst klikk her for å se en større versjon av dette tallet.- Samle alle væsker fra kretsen i en 3 L reservoar (hovedreservoaret) og klemme utstrømningen.
- Koble strøm til en sentrifugalpumpe etterfulgt av en kommersiell oxygenator.
- Bak oxygenator, delt opp slangen inn to linjer. Koble en linje til en dialyzer og tøm den tilbake i hovedreservoaret. Koble den andre linjen til en leukocytt filter for reduksjon.
- Splittet linjen etter at leukocytt reduksjon filteret inn i en arteriell-linje, som leverer perfusjon løsning på den hepatiske arterien, og en portal vgent linje leverer perfusjon oppløsning til en andre beholder, som drenerer inn i portvenen ved tyngdekraft utstrømning. Klem portal tilsig.
- Koble den arterielle linje til en vena cava linje drenering i hovedreservoaret for væske erindring.
- For samling av ascites eller lekkasje av perfusjons-løsning fra leveren, forberede en sugeledning som er koblet til hovedreservoaret.
- Slipp utstrømningen klemmen fra hovedreservoaret og fyll krets med perfusjon løsning. Start sentrifugalpumpe på 1500 runder / min. Perfusjon løsningen vil kjøre gjennom den arterielle linje inn i vena cava linjen tilbake til hovedreservoaret. Pass på at all luft er drevet ut kretsen.
- Slå på gasstilførselen til oxygenator.
- Ta leveren utenfor isen. Skylle ut UW løsning ved hjelp av saltvann.
- Plasser leveren, med sin konvekse side ned for å lette tilgangen til fartøyene, ideelt i et tyngdekraft-fritt miljø for å unngåorgan kompresjon på kontaktflaten. Bruk en varme og coolable vannbad. Sett starttemperaturen av kretsen og vann-bad til 20 ° C. Dekk vannbad med en ugjennomtrengelig membran og legg leveren på at membranen. Reduser tyngdekraften drevet kompresjon ved å senke leveren med perfusjon løsning.
- Reduser hastighet av sentrifugalpumpen til 1000 runder / min og plassere to klemmer ved tilkobling av arterielle og vena cava linjer. Deretter kapper slangen mellom klemmene. Ved hjelp av en 3-veis-kontakt, bli både cava utbetalinger og koble dem til vena cava linje.
- Slipp klemmen fra den arterielle linje, hell perfusjon løsning i arteriell kanyle å kvitte seg med bobler, og koble linjen til kanyle. Øk sentrifugalpumpe til 1500 runder / min. Slipp den andre klemmen fra vena cava linje.
- Slipp klemmen fra portvene reservoaret for å fylle den opp. La perfusjon løsning helles i portalen cannula og koble den. Ta spesielt vare på stabile væskenivåer i portalen reservoaret.
- Koble trykkledninger til luer låser av den arterielle, portal, og vena cava kanyler.
- Å etterligne fysiologiske forhold, gjelder behandlinger i riktig beholder. Injisere glukose inn i portvenen og ikke inn i den arterielle linje for å etablere en gradient ligne en økt portvene glukose gradient og indusere glykogen syntese 24,25.
- Etter tilkobling av leveren til kretsen, øke temperaturen til 33 ° C i løpet av 60 min.
- Målet for en arteriell startstrøm på omtrent 250 ml / min ved 40 mmHg. Dette kan nå 700 ml / min under perfusjon når trykket økes opp til 70 mmHg.
- På starttemperaturen, mål for en portal vene flyt av 500-600 ml / min ved 3-5 mmHg. Etter heving av temperaturen, å overvåke portvenestrømning, noe som vil øke opp til 1100 ml / min ved 4-6 mm Hg. Unngå å overskride portal trykk over fysiologiskel verdier (rundt 8 mmHg) for å beskytte sinusformet fenestrations 26. Unngå over 2000 ml / min stiger totale strømning for å hindre skader på organet. Sett strøm til -2 mmHg ved å senke hovedreservoaret for å hindre leveren lunger ved funksjonell obstruksjon.
- Tilsett dialyse komponenten til kretsen for å ekvilibrere perfusjon løsningen på forhånd bestemte verdier 27. Sett dialysatet strøm til 500 ml / time. Ta spesiell oppmerksomhet for å justere dialyse utstrømming slik at perfusjon løsningen verken fortynnet eller konsentrert. Innen den første timen av perfusjon hovedreservoaret må følges nøye!
- Sikre en homogen oksygenering av vev for å gjenopprette og vedlikeholde organfunksjon ved hjelp av en hovedgassblanding komponent i O 2 (95-98%) og CO2 (2-5%). Bruk variabel gass under perfusjon siden leveren skifter metabolismen og dens pH etterspørsel under perfusjon.
- Holde en lav pH under starten avperfusjon for å beskytte det organ ved hjelp av paradoks pH konseptet 28 og unngå alvorlig vevsskade som kan følge av raske forbindelser til fysiologisk pH-verdi mindre enn reoxygenation, siden etter lagring i UW-løsning, har det organ acidose pH under 7. Juster partialtrykket av CO 2 kontinuerlig ned til 25-30 mm Hg, slik at pH-verdien vil nå et fysiologisk nivå innen en time.
- Legg natrium-eller kalium-bikarbonat til kretsen for å oppnå en fysiologisk konsentrasjon av standard-bikarbonat i perfusjon løsning. Injisere den nøye etter repeterende blodgass og elektrolyttkontroll.
- Overvåke perfusjon av tidsskriftet venøse og arterielle blodgass og AST analyser. Vene PO 2 holder seg over 175 mmHg under perfusjon. Overvåk vaskulær mengde og trykk og merk en stabil perfusjon av en konstant vaskulær motstand.
- Hold perfusjon systemet stabilt for opp til 8 timers. Ved slutten av den ex vivo perfusjon periode, kulnedover perfusjon systemet til 20 ° C og, etter frakobling kretsens rør fra leveren, skylle perfusjon løsningen ut leveren dually med iskald UW-løsning. Oppbevar leveren igjen satt på is i en steril pose organ.
Representative Results
Nedenfor vil vi presentere resultatene av fem perfusjon eksperimenter med DCD-grafts etter 45 min varm-og fire timers kald iskemi før starten av subnormothermic ex vivo perfusjon.
Hovedmålet for en ex vivo leverperfusjon er å sikre et tilstrekkelig oksygentilførsel til orgelet. Iskemi forårsaker vasokonstriksjon, og dermed øke perfusjon motstand. Oppnå konstant vaskulære strømmer med stabile press er en god indikator på tilstrekkelig oksygenering. I løpet av en induksjonsperiode på 1-2 timer perfusjon løsning og det organ er varmet opp til 33 ° C, noe som deceases vaskulær resistens i leveren. Når måltemperaturen på 33 ° C er oppnådd, strømningsverdier nivået på en konstant, nesten fysiologiske området for resten av den 6 timers perfusjon tid (figurene 3A-3D).
På samme tid blir metabolsk aktive organ. Figur 4A viser det venøse pO <sub> 2, en markør for oksygenforbruket. Innenfor den innledende 2 hr de venøse PO 2 synker til en konstant platå. På dette metabolsk aktiv tilstand, begynner leveren å produsere galle (Figur 4B). Den dialyzer gir en balansert elektrolytt homeostase (Tall 4C-4D). En innledende hyperkalemia er raskt flatet ut. Online AST måling fungerer som overvåking av levercelleskade. Figur 5 viser bare et grunt lineær AST økning over hele perfusjonsperioden. H & E farging etter 6 timer for perfusjon avslører nekrose av hepatocytter <5% med et intakt lobær og sinusformet struktur (figur 6). PAS-farging samtidig Point viser fylles cellulær glykogenlagring, sammenlignet med utmattet lagring i kald konserverte DCD-grafts (figur 7).
Figur 3. perfusjon strømmer og trykk (n = 5, feilfelt viser standardavvik). (A, B) leverpulsåren (HA) olje under trykk: i løpet av oppvarmingsfasen i de første 1-2 timer, strømningen øker ved stabile trykk og er konstant etterpå. Ser vi på den synkende portvenetrykket (C), kan økningen av HA strømmen mot slutten av perfusjonen være en autoregulatory reaksjon av leveren. (C, D) portvene (PV) strømningen øker svarende til HA strømmen under de 2 første time av oppvarmingen. Presset forbli relativt stabil.
Figur 4. Overvåkings parametere (n = 5, feilfelt viser standardavvik). (A) Den venøse pO 2 som en markør for oksygenbehov og metabolske aktiviteten avtar innen den innledende fasen av oppvarmingen skyldes aktivert Cellular metabolisme; den forblir stabil etterpå (B) Bile produksjon som en markør av metabolsk aktivitet begynner ved temperaturer rundt 30 ° C, og dermed mellom den første og den andre timen av perfusjon (C, D) dialyzer sikrer elektrolytten homeostase..; en innledende hyperkalemia er raskt balansert.
Figur 5. AST (n = 5, feilfelt viser standardavvik) AST er en sensitiv markør for leverskade.; den grunne økningen antyder ingen vesentlig skade under ex vivo perfusjon.
Figur 6. H & E farging (20X forstørrelse). (A) Sham leverprøve før varm iskemi, en representant leveren lobule med intakt architecture (B). Liver prøven etter 45 minutter med varm ischemi, 4 timers kald ischemi, og 6 timer av subnormothermic perfusjon, er den lobul arkitektur intakt uten nekrose og bare minimal celle svelling, er sinusformet mellomrom svakt utvidet i forhold til humbug prøven.
Discussion
I en gris modell som etterligner DCD levertransplantasjon, viste vi at subnormothermic leverperfusjon med en mobil perfusjon løsning resulterer i stabile perfusjon parametere, minimal hepatocytter skade, og aktiv levermetabolisme. Vår subnormothermic perfusjon satt opp har vist seg å gjenopprette en hepatocellulær homeostase og metabolisme. Glykogen lagring er restaurert og metabolitter forkastes.
Ex vivo leverperfusjon som bevaring teknikk tilbyr for første gang mulighet til å vurdere markører for organfunksjon og skade under organbevaring og før transplantasjonen. Ved siden av makroskopisk evaluering av graftet perfusjon homogenitet, strømningsverdier gir en god indikator av graftet levedyktighet og omfanget av den ischemiske skaden det hadde lidd tidligere 29. Oksygenforbruk og galle produksjon er markører for metabolsk funksjon. Nivåer av leverenzymer som AST kan brukes til såSess graden og dynamikk av leverskade 30. Denne grundige pode vurdering kan tillate en pålitelig diskriminering mellom transplant og ikke-transplant marginale organer.
Vi valgte en subnormothermic temperatur på 33 ° C i vårt perfusjon system fordi temperaturen er tilstrekkelig til at forbrenningen samt ATP og glykogensyntese. På samme tid gir den en redusert oksygenforbruk i forhold til Normotermisk perfusjon innstillinger som gir ekstra sikkerhet mot iskemisk skade. Generelt har perfusjon temperaturer over 30 ° C vist seg å minimalisere kaldt iskemisk skade og gi tilstrekkelig metabolsk aktivitet 31.
I motsetning til andre grupper, fikk vi ikke bruke fullblod som perfusat, men en Normo-osmotisk albuminoppløsning (Steen) med vasket og filtrert røde blodceller. Ved å ekskludere plasma komponenter samt trombocytter og leukocytter, er de perfusjon løsningsignert for å minimere pro-inflammatorisk signale under ex vivo perfusjon.
I tillegg til den podede vurdering, stabile perfusjon forhold over flere timer lar graftet behandling. Mange molekyler har vist seg å dempe reperfusjonsskade under eksperimentelle forhold 32. Imidlertid har nesten ingen behandling regime gjort sin vei inn i klinisk praksis, men likevel. En årsak synes å være mangel på mulighet til å bruke disse behandlingene under kjølelagring. En metabolsk aktive leveren på en ex vivo perfusjon system er optimalt for å anvende noen form for behandling. I denne forbindelse, til ikke bare behandlinger bøte reperfusjons-tilstander som demping av Kupffer celleaktivitet eller fjernere av reaktive oksygenarter er tenkelige, men også behandling som genterapi for å kondisjonere transplantatet, f.eks, mot Hepatitt C tilbakefall. Andre potensielle strategier kan inkludere reduksjon på steatose under ex vivo perfusjonperioden 33.
Oppsummert er ex vivo leverperfusjon en roman strategi for å minimere kald iskemisk skade og for å vurdere marginale lever grafts før levertransplantasjon. Den ex vivo perfusjon innstillingen gir unik mulighet til å reparere og tilstands grafts før transplantasjonen.
Disclosures
Forfatterne har ikke noe å avsløre.
Acknowledgments
Studien ble støttet av forskningsmidler i Roche Organ Transplant Research Foundation (ROTRF) og Astellas. Markus Selzner ble støttet av en ASTS Career Development Award. Matthias Knaak ble støttet av Astellas forskningsstipend. Vi takker Uwe Mummenhoff og Birmingham familie for deres generøse støtte.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| circuit | Maquet (Hirrlingen, GER) | custom made | main reservoir (3 L, 3/8" outflow) portal reservoir (1.5 L, 1/4", outflow) centrifugal pump oxygenator lycocyte filter |
| Tubing (1/4" x 1/16") | Raumedic (Helmbrechts, GER) | MED7506 | |
| Tubing (3/8" x 3/32") | Raumedic (Helmbrechts, GER) | MED7536 | |
| Tubing connectors | Raumedic (Helmbrechts, GER) | various sizes | |
| Dialysis filter, Optiflux F160NR | Fresenius Medical Care (Waltham, MA) | F160NR | |
| STEEN solution | XVIVO (Göteborg, SWE) | 19004 | 2 L |
| Dialysis acid concentrate A | Baxter (Mississauga, ON) | D12188M | 45 ml |
| Amino acid, Travasol 10% | Baxter (Mississauga, ON) | JB6760 | 100 ml |
| Sodium pyruvate | Sigma-Aldrich (St. Louis, MO) | P2256 | 1.1 g |
| Heparin | Sandoz Canada Inc (Toronto, ON) | 10750 | 40,000 iU |
| Calcium gluconate | Pharmaceutical Partners of Canada (Richmond Hill, ON) | C31110 | 10 mg |
| Fast acting insulin | various vendors | 1,000 iU | |
| Cefazoline | various vendors | 1 g | |
| Metronidazole | Baxter (Mississauga, ON) | JB3401 | 500 mg |
References
- , Department of Health and Human Service, Organ Procurement and Transplantation Service. Available from: http://optn.transplant.hrsa.gov (2013).
- Qiu, J., Ozawa, M., Terasaki, P. I. Liver transplantation in the United States. Clinical Transplants. , 17-28 (2005).
- Maheshwari, A., Maley, W., Li, Z., Thuluvath, P. J. Biliary complications and outcomes of liver transplantation from donors after cardiac death. Liver Transpl. 13 (12), 1645-1653 (2007).
- Reich, D. J., Hong, J. C. Current status of donation after cardiac death liver transplantation. Curr Opin Organ Transplant. 15 (3), 316-321 (2010).
- Grewal, H. P., et al. Liver transplantation using controlled donation after cardiac death donors: an analysis of a large single-center experience. Liver Transpl. 15 (9), 1028-1035 (2009).
- Nguyen, J. H., et al. Long-term outcomes of donation after cardiac death liver allografts from a single center. Clin Transplant. 23 (2), 168-173 (2009).
- Heidenhain, C., et al. Incidence of and risk factors for ischemic-type biliary lesions following orthotopic liver transplantation. Transpl Int. 23 (1), 14-22 (2010).
- Moench, C., Uhrig, A., Lohse, A. W., Otto, G. CC chemokine receptor 5delta32 polymorphism-a risk factor for ischemic-type biliary lesions following orthotopic liver transplantation. Liver Transpl. 10 (3), 434-439 (2004).
- Iacob, S., et al. Genetic, immunological and clinical risk factors for biliary strictures following liver transplantation. Liver Int. 32 (8), 1253-1261 (2012).
- Heidenhain, C., Puhl, G., Moench, C., Lautem, A., Neuhaus, P. Chemokine Receptor-5Delta32 Mutation is No Risk Factor for Ischemic-Type Biliary Lesion in Liver Transplantation. J Transplant. , (2009).
- Hashimoto, K., et al. Use of tissue plasminogen activator in liver transplantation from donation after cardiac death donors. Am J Transplant. 10 (12), 2665-2672 (2010).
- Staib, W., Scholz, R. Stoffwechsel der perfundierten Leber. , Springer. (1968).
- Brauer, R. W. Liver. Annu Rev Physiol. 18, 253-278 (1956).
- Boehnert, M. U., et al. Normothermic acellular ex vivo liver perfusion reduces liver and bile duct injury of pig livers retrieved after cardiac death. Am J Transplant. 13 (6), 1441-1449 (2013).
- Guarrera, J. V., et al. Hypothermic machine preservation in human liver transplantation: the first clinical series. Am J Transplant. 10 (2), 372-381 (2010).
- Fondevila, C., et al. Hypothermic oxygenated machine perfusion in porcine donation after circulatory determination of death liver transplant. Transplantation. 94 (1), 22-29 (2012).
- Rougemont, O., et al. One hour hypothermic oxygenated perfusion (HOPE) protects nonviable liver allografts donated after cardiac death. Ann Surg. 250 (5), 674-683 (2009).
- Chung, W. Y., et al. Addition of a kidney to the normothermic ex vivo perfused porcine liver model does not increase cytokine response. J Artif Organs. 15 (3), 290-294 (2012).
- Brockmann, J., et al. Normothermic perfusion: a new paradigm for organ preservation. Ann Surg. 250 (1), 1-6 (2009).
- Hessheimer, A. J., Fondevila, C., García-Valdecasas, J. C. Extracorporeal machine liver perfusion: are we warming up. Curr Opin Organ Transplant. 17 (2), 143-147 (2012).
- Vogel, T., Brockmann, J. G., Friend, P. J. Ex-vivo normothermic liver perfusion: an update. Curr Opin Organ Transplant. 15 (2), 167-172 (2010).
- Swindle, M. M., Smith, A. C. Best practices for performing experimental surgery in swine. J Invest Surg. 26 (2), 63-71 (2013).
- Smith, A. C., Swindle, M. M. Preparation of swine for the laboratory. ILAR J. 47 (4), 358-363 (2006).
- Cywes, R., et al. Effect of intraportal glucose infusion on hepatic glycogen content and degradation, and outcome of liver transplantation. Ann Surg. 216 (3), 235-246 (1992).
- Ishida, T., et al. Differential effects of oral, peripheral intravenous, and intraportal glucose on hepatic glucose uptake and insulin and glucagon extraction in conscious dogs. J Clin Invest. 72 (2), 590-601 (1983).
- Morsiani, E., Aleotti, A., Ricci, D. Haemodynamic and ultrastructural observations on the rat liver after two-thirds partial hepatectomy. J Anat. 4 (Pt 4), 507-515 (1998).
- Schön, M. R., et al. Liver transplantation after organ preservation with normothermic extracorporeal perfusion. Ann Surg. 233 (1), 114-123 (2001).
- Currin, R. T., Gores, G. J., Thurman, R. G., Lemasters, J. J. Protection by acidotic pH against anoxic cell killing in perfused rat liver: evidence for a pH paradox. FASEB J. 5 (2), 207-210 (1991).
- Derveaux, K., et al. Does ex vivo vascular resistance reflect viability of non-heart-beating donor livers? Transplant Proc. 37 (1), 338-339 (2005).
- Guarrera, J. V., et al. Hypothermic Machine Preservation of Human Liver Allografts: Markers of Reperfusion Injury [abstract# 1282]. Am J Transpl. 7, Suppl 2. 476 (2007).
- Tolboom, H., et al. Subnormothermic machine perfusion at both 20°C and 30°C recovers ischemic rat livers for successful transplantation. J Surg Res. 175 (1), 149-156 (2012).
- Vollmar, B., Menger, M. D. The hepatic microcirculation: mechanistic contributions and therapeutic targets in liver injury and repair. Physiol Rev. 89 (4), 1269-1339 (2009).
- Jamieson, R. W., et al. Hepatic steatosis and normothermic perfusion-preliminary experiments in a porcine model. Transplantation. 92 (3), 289-295 (2011).
