Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Biology
Click here for the English version

Biology

Vurdere artsspesifikke bidrag til Kraniofacial Development Bruke Quail-duck Chimeras

Published: May 31, 2014 doi: 10.3791/51534
Automatic Translation
1, 1
1Department of Orthopaedic Surgery, University of California at San Francisco

Summary

Denne artikkelen beskriver en metode for å generere kimære embryoer som er utformet for å teste artsspesifikke bidrag fra neural crest og / eller andre vev til kraniofaciale utvikling.

Abstract

Den generasjonen av kimære embryoer er en utbredt og kraftfull tilnærming til å studere celle skjebner, vev interaksjoner, og artsspesifikke bidrag til histologiske og morfologiske utviklingen av virveldyr embryoer. Spesielt har anvendelse av kimære embryoer etablerte viktigheten av neural crest i regi artsspesifikke morfologi av craniofacial kompleks. Metoden er beskrevet i dette dokumentet benytter to fuglearter, andebryst og vaktel, med bemerkelsesverdig annerledes craniofacial morfologi. Denne metoden blir enklere etterforskningen av molekylær og cellulær regulering av artsspesifikke mønster i kraniofaciale kompleks. Eksperimenter i vaktel og anda kimære embryoer har allerede avslørt neural crest-mediert vev interaksjoner og celle-autonom atferd som regulerer artsspesifikk mønster i kraniofaciale skjelett, muskulatur, og integument. Det store mangfoldet av neural crest derivater antyder betydelig potensialfor fremtidige anvendelser av vaktel-ande chimeriske systemet til å forstå vertebrate utvikling, sykdom og evolusjon.

Introduction

Ansikts skjelett utvikler seg fra vekst og fusjon av flere ansikts prosesser som er sammensatt av neural crest og mesodermal mesenchyme omgitt av ectodermal og endodermal epiteliale lag 1-11. Morphogenetic hendelser innen hver prosess er styrt av forskjellige signal interaksjoner mellom mesenchyme og omkringliggende epithelia 12-16. Endringer i disse signal interaksjoner og / eller deres nedstrøms effektbokser bidrar til sykdoms fenotyper og kan også være relevant for utviklingen av kraniofaciale skjelett 17, 18. Derfor belyse timing og natur vev interaksjoner har et stort potensial til å øke vår forståelse av utviklingsmessige og evolusjonsbiologi av ansikts skjelett.

Bruken av kimære embryoer å undersøke vev interaksjoner har en lang historie i utviklingsbiologi. Denne tilnærmingen ble utviklet av Hans Spemann og hans labsom oppdaget embryonale "arrangørene" ved å transplantere vev mellom embryoer fra ulike amfibier. Spemann var en mester i mikro-kirurgiske teknikker som hånd-ferdigheter ble supplert med hans utvikling av spesialiserte verktøy, særlig Spemann pipette. Viktor Hamburger var en graduate student i laboratoriet av Hans Spemann i Freiburg i løpet av 1920, som er når de opprinnelige transplantasjon eksperimenter som ledet til Spemann Nobels fredspris ble utført. Når Hamburger flyttet til i St. Louis Washington University i 1935, detaljerte han prosessen med å lage en Spemann micropipette i hans Manual of Experimental Embryology 19. Drew Noden var en graduate student i Hamburger laboratorium ved Washington University til 1972. Etter å ha flyttet til University of Massachusetts, Amherst og deretter til Cornell University, Noden fortsatte fabrikkere og hjelp Spemann mikropipetter for sine kirurgiske transplantasjoner involverer vaktel-chick chimeras. &# 160;. Mens en graduate student, en av forfatterne (Rich Schneider) trente med Drew Noden ved Cornell 1995-1998 Følgende protokoll for å lage en Spemann micropipette er basert på beskrivelser som er skrevet av Hamburger og Noden, og omfatter etterfølgende endringer gjort av Schneider.

Bruken av vaktel-chick chimeras for studiet av kraniofaciale utvikling og spesielt for å forstå bidragene fra neural crest cellene ble utviklet av Noden og ved Le Douarin i 1970-årene, anmeldt i Le Douarin et al 20. Denne tilnærmingen har vært bredt vedtatt i mange studier og ved en rekke andre etterforskere 1, 4, 5, 21-38. De tilsvarende tallene for vekst og morfologi av vaktel og dama gjør transplantasjoner i dem ideelle for studier av celle skjebne og avstamning sporing. Imidlertid, på grunn av likhetene mellom vaktel og kylling, morfologiske endringer indproduseres av skipsdonorceller er vanskelige å tyde. I motsetning til dette har andre fugle kimære systemer inkludert innenlands anda som en måte for å studere mekanismene som gjør embryoer anatomisk forskjellig 39-50. Mer spesifikt gir den vaktel-ande chimeriske system flere fordeler for kresne virkningene av donor på verten, og vice versa. Først, vaktel og anda embryoer er distinkt i kroppsstørrelse og form, noe som gir en direkte måte å utforske donor-eller vertsspesifikke mekanismer av mønsterdannelse ved å analysere for differensial domener av genekspresjon (Figurene 1 A og B). For det andre, vaktel og anda embryoer har vesentlig forskjellige priser av modning, med vaktel klekking i 17 dager og duck klekking i 28 dager. Transplantert neural crest opprettholder sin iboende modningshastighet i vertsmiljøet, og dermed er det mulig å identifisere tidsmessige endringer i genekspresjon, vev-vekselvirkninger, histogenesis og morphogenesis51-57. Til slutt, den anti-vaktel atom antistoff (Q ¢ PN) kan donor-og vertcelle bidrag til å være permanent skilles fra hverandre ved å gjenkjenne et protein som er ubikvitært uttrykt i vaktel-celler, men fraværende fra ande celler.

Protocol

En. Forbered Tungsten Needles

  1. Skjær en wolfram stang i to ved hjelp av en avbitertang slik at stanga ikke bøyes.
  2. Tråd stangen gjennom den koniske ende av en 5 3/4 i borsilikatglass Pasteur pipette.
  3. Leaving omtrent 3/4 av stangen stikker ut av glasset, holder stangen i pipettespissen med en liten perle av "hot melt lim" (HMA), som er en limstift som brukes for limpistol. Den HMA bør smeltet raskt i en alkohol flamme, tar seg ikke å brenne limet og generere svart røyk.
  4. Ved hjelp av en pinsett, bøyes tuppen av wolfram tangen (omtrent 1/4 i fra den øvre enden) til en vinkel på 45 ° er nådd.
  5. Holde Pasteur pipette, plasserer ca 1/8 in på tuppen av wolfram stang inn i flammen av en propanbrenner. Hold tuppen jevn og nøyaktig vinkelrett på flammen.
  6. Trekk nålen ut av flammen i øyeblikket en liten oransje flekk av tungstenti fluer av av nålen.

To. Forbered Spemann Pipettes

  1. Ved hjelp av en Bunsen-brenner, varmes den smale ende av en Pasteur pipette til glassets kort tid ut over den koniske begynner å smelte. Fjern fra flammen og trekk spissen før pipetten blir forseglet. Vær sikker på at det gjenstår et parti av den koniske del som har en ytterdiameter på omtrent 0,7 til 1,0 mm. Bryt forseglet slutten av ca 4 cm fra taper.
  2. Fest omkring 2 fot (60 cm) av gummislangen til bred (åpne) ende av pipetten. Blås på den andre enden av gummislangen for å sikre at ingen luft kan passere gjennom den koniske delen av Pasteur pipette.
  3. Ved hjelp av en propan sylinder med en tilknyttet blyant flammebrenner, varmes et ovalt område på en side av pipetten like under begynnelsen av avsmalningen. Blås luft veldig forsiktig og stadig gjennom gummislangen med en liten mengde press (omtrent det antallet press for å si i begynnelsen av Letter "P" på samtale-nivå). Når glasset blir mykt på den ene side og begynner å spenne utover, raskt fjerne pipetten fra flammen og blåse hard og jevn gjennom gummislangen. Dette vil føre til at den oppvarmede delen av glasset for å danne en pølse-formet boble som kan dukke, som er greit. Hvis boblen er for liten, kan du prøve å smelte og blåser glasset igjen. Den endelige åpent vindu i glasset bør være rundt 0,25 i (6.35 mm) bred og 0,5 i (12,7 mm) lang.
  4. Peker den spisse enden oppover, skrape boblen i et glass avfallsbeholder mens forsiktig blåser gjennom slangen for å hindre at glassbitene fra å komme inn i pipetten.
  5. Ved hjelp av propan flamme, brenne av de gjenværende kantene av boblen og brann-polish sidene av det åpne vindu. Pass på å ikke smelte skaftet av pipetten.
  6. Ved hjelp av en diamantspiss blyant, scorer den koniske enden av pipetten ca 1,25 i (30 mm) fra vinduet og brekker av tuppenmed tang slik at pipetten åpningen er rent kuttet (forkast pipetter med ødelagte eller ujevne tips).
  7. Ved hjelp av pinsetter og kanten av en flamme fra en alkoholbrenner, bøyes den smale delen av pipetten 0.375 i (9,5 mm) fra spissen til en vinkel på omtrent 60 °, slik at den bøyde del er i et vertikalplan når vindusåpningen er ved 01:00 posisjon for høyrehendt bruk og 11:00 for bruk venstrehendt. Dette trinnet er best gjennomføres i et trekkfritt kabinett.
  8. Brann-polsk spissen bruker alkohol flamme under en dissekere mikroskop. Pass på ikke å stenge av spissen, men heller holde åpningsrunden og glatt uten noen innsnevring.
  9. Skjær en 1 i (25 mm) stykke gummi slangen, spray stykke slange med 70% etanol, og skyv slangen over skaftet av pipetten til vindusåpningen er helt dekket. Dette fungerer som "diafragma" av Spemann pipette.
  10. Plasser en lateksgummi 2 ml pæreover den åpne bunn av pipetten. Pæren opprettholder undertrykk i Spemann pipette.
  11. For å praktisere ved hjelp av en Spemann pipette, overføres kromatografi perler av rundt 100 til 200 mikrometer i diameter fra en markert plass i en petriskål i en markert sted i en annen under et mikroskop.
  12. For å rengjøre Spemann pipette, fjern gummi pære og sted pipette spissen ned, i et høyt beger foret med bomull eller gasbind på bunnen og fylt med destillert vann og glass vaskemiddel.

Tre. Steriliser og Inkuber Eggs

  1. Tørk egg med 70% etanol og plassere egg på plast egg skuffer.
  2. Sett eggene i en oppvarmet inkubator ved 37,5 ° C og 85 til 87%.
  3. Ruge egg før de når HH9.5, ca 26 timer for vaktel og 48 timer for duck.

4. Window Eggs

  1. Ta en liten bit av ytre skall fra toppen av egget med pinsett, ta vare for ikke å punktere det indre skallet membrane.
  2. Ved å bruke en sprøyte med en 18 G ved en-tommers nål, rote et hull på den smaleste enden av egget og trekke seg omtrent 1-2 ml av albumin.
  3. Plasser gjennomsiktig tape over hullet og punktering mark i skallet.
  4. Skjær et "vindu" langs den øvre overflate av egget (gjennom den gjennomsiktige tape) ved hjelp av buede saks.

5. Visual embryo og forberede deg til operasjonen

  1. Ved hjelp av en glasstav, forsiktig børste en liten mengde Neutral Red (0,02 g / ml i Hanks BSS) over fosteret.
  2. Skjær vitelline membran og trekk den over fosteret ved hjelp av en flamme-skjerpet wolfram nål.
  3. Re-forsegle egg ved å plassere gjennomsiktig tape over vinduet.

6. Separer Donor vev fra Donor Embryo

  1. Fjern tapen fra vinduet på egg av donor embryo.
  2. Å kutte nevrale fold fra tilstøtende Ektoderm av donor embryo, lage åpninger på begge sides av det nevrale røret, ved hjelp av en flamme-spisset nål wolfram (fremstilt som beskrevet ovenfor).
  3. Deretter kuttes på tvers av neural røret på den ønskede fremre og bakre nivåer av transplantatet, og separere transplantatet fra resten av det nevrale røret.
  4. Fjern det nevrale fold fra donor embryoet ved hjelp av enten en Spemann pipette eller en annen type mikropipette.
  5. Deretter fjerner tapen fra vinduet på verten egg og bruke Spemann pipette å plassere donor nevrale fold sammen verts embryo ved siden av regionen av nevralrøret som vil motta transplantasjon.

7. Separer Host Tissue og Transplant Donor Tissue

  1. Separer det nevrale fold fra neural tube av verts embryo, som gjøres med donoren. Pass på å fjerne en pode av lik størrelse som donor vev.
  2. Skyv denne verten vev langt borte fra embryo.
  3. Deretter, med en stump nål wolfram eller den avrundede spissen av en micropipette, forsiktig flytte donor nevrale vend det inn i verts nevralrøret, opprettholde riktig Antero-posterior og dorso-ventral orientering. Kontroller at pode er gjemt i langs sidene, men pass på å ikke rote eller skade på underliggende vev. For å holde styr på den opprinnelige orientering notat noe asymmetri i donor vev eller differensial flekker fra Neutral Red. Vi har også foto-dokument donor embryo med tilhørende fjernet vev, så vel som den chimera umiddelbart etter kirurgi.
  4. Sterilt saltvann bør legges til egget hvis verts fosteret viser tegn på uttørking.
  5. Nå, omhyggelig re-tetning og merke egg, og forsiktig returnere den til en høy fuktighetsinkubator (70-80%), hvor det kimære embryo kan utvikle seg til det ønskede stadium for analyse.

8. Innsamling av hjernespinn

  1. Pass på å samle kimære embryoer i rykende kald Serras fiksativ og umiddelbart plassere dem på en rocker ved 4 ° C i en O / N fiksering. Dette vil gi rom for mer sensitiv deteksjon av vaktler celler med anti-vaktel antistoff.
  2. For genuttrykk analyser via RT-qPCR, fryse embryo direkte i flytende nitrogen før RNA ekstraksjon.

Representative Results

Forut for videre analyse, må effektiviteten av transplantatet som skal undersøkes. For histologisk, analyserer morfologiske, eller genuttrykk på vevsprøver, bør vaktel celler påvises ved immunhistokjemi hjelp Q ¢ PN antistoff som beskrevet 36. For RNA analyser, kan artsspesifikke bidrag til vev av interesse beregnes ved hjelp av en PCR-basert strategi 58. Etter effekten av transplantasjon har blitt validert, kan evalueres ytterligere morfologiske eller molekylære utfallsmål i chimeras. Interaksjoner mellom giver neural crest cellene og omkringliggende verts-avledet vev som ligger til grunn riktig histogenesis og morphogenesis av kraniofaciale kompleks har tidligere blitt grundig studert. Spesielt retning og neural crest mesenchyme artsspesifikke morfologi av ansiktet 7, 13, 51, 59, fjær mønster 52, muskel mønster 56 opp> og brusk 53, 57 gjennom regulering av verts genekspresjon. For eksempel tilsier neural crest mesenchyme når bein former i kjeven ved timelig regulere Bmp4 uttrykk 55.

Nylig, har undersøkelser sentrert på vev interaksjoner forekommer svært tidlig i kraniofaciale utvikling. I denne forbindelse har eksperimenter utnytte vaktel-duck chimeras vist verts embryoer påvirke neural crest migrasjon ved å bestemme morfologiske grenser. Det er, i kimere Quck embryoer, donor vaktel neural crest cellene vandrer inn i verts duck underkjevens arch i en andeliknende mønster (figur 1D). Til tross for denne verten bidrag til størrelsen av neural crest populasjonen, fortsetter donor neural crest å generere en kjeve skjelett som er vaktel-like i størrelse og form (figur 1E).

e en "fo: content-width =" 6in "fo: src =" / files/ftp_upload/51534/51534fig1highres.jpg "src =" / files/ftp_upload/51534/51534fig1.jpg "/>
Figur 1. Quail-Duck Chimerisk System. (A) Quail og (B) ande skulls vise betydelige forskjeller i størrelse og form, og således, er ideelt egnet for bruk av et kimært system for å studere kraniofacial utvikling (modifisert fra Tokia et al. 56). (C) Eksperimentell design for å generere ensidige kimære Quck embryoer fra scenen matchet HH9.5 vaktel og anda embryoer. Det nevrale fold er fjernet fra ene siden av vaktel embryoer og transplantert inn i duck embryoer etter en tilsvarende bit av det nevrale fold er fjernet. (D) Quail donorceller (grønn) kan følges i kimærer ved hjelp av et anti-antistoff vaktel (Q ¢ PN), som vist i ventral syn på TT12 kimert embryo. (F) I Quck kjever på HH38, vaktel donor-avledet Meckels7, s brusk er kortere og skarpere enn det som ble observert for den kontralaterale and host-avledet Meckels brusk, som er større og buet. Gjengitt Tokita et al., Dev. Bio. 306, 377 (2007) med tillatelse fra Elsevier.

Discussion

Neural crest er en forbigående embryonale cellepopulasjon som vandrer mye i hele embryo og skiller i ulike celletyper, inkludert chondrocytes og osteoblaster, som bidrar til kraniofaciale skjelettet. Transplantere neural crest i vaktel-duck kimert systemet har bidratt sterkt til vår forståelse av vev interaksjoner og signalveier som regulerer utviklingen av kraniofaciale skjelettet. Men gitt det store potensialet av neural crest til også generere glatte muskelceller, fettceller, melanocytter, Schwann celler og nevroner, har vaktel-duck chimera system enormt potensial for fremtidige anvendelser, spesielt i forbindelse med den raske utviklingen av stamcellebiologi og regenerativ medisin. Siden vaktel og anda er både kommersielt avlet arter, en klar tilførsel av relativt billig befruktede egg er tilgjengelig fra en rekke gårder. Derfor bør denne teknikken være tilgjengelig for researchennes opererer innenfor et bredt spekter av budsjetter og anlegget plass.

Selv om denne teknikken er veldig kraftig, er det fortsatt flere begrensninger. Som andre kirurgiske teknikker, kvalitet og levedyktigheten til vaktel-duck chimeras stole på de kirurgiske ferdigheter av forsker, og derfor vil det være mer inter-og intraindividuell variasjon mellom eksperimenter som sammenlignet med andre modeller, slik som de benytter mus genetikk. Videre er det også variasjoner i satsene for utvikling og fasene av de enkelte embryoer som bidrar til reproduserbarhet og suksessen til hver transplantasjon. Avian embryoer er også svært utsatt for dehydrering og derfor kritiske trinn i løpet av kirurgi inkluderer holde lysnivåer lav, den gang under mikroskopet til et minimum, eggene forseglet med tape så mye som mulig, og høy luftfuktighet i den postoperative kuvøse til unngå uttørking.

I form av levedyktighet av chimeras, usually mellom 50-75% overlever, selv om disse prosentsatsene kan redusere den eldre samlingen scenen. I en typisk 4-6 timers sesjon for kirurgi, kan en erfaren kirurg generere 10-15 chimeras. Suksessen med transplantasjoner avhenger også i stor grad av kvaliteten av verktøyene. Gode ​​verktøy føre til mer konsistente, reproduserbare resultater. Ved hjelp av en propanbrenner for å gjøre tungsten nåler gir utrolig skarpe nåler til å bli gjort. Typen av brenneren anvendes har stor betydning fordi den bestemmer størrelsen på flammen. Elektrolytisk skarphet kan også brukes, men denne tilnærmingen ikke engang komme i nærheten av å produsere nåler så skarp. Bruk wolfram stenger i stedet for spolet tråd, slik at nålene kan gjøres direkte.

Den Spemann mikropipette, mens tidkrevende og vanskelig å lage, er et ideelt instrument for tissue transfer. Pipetten kan tilpasses med forskjellige størrelser åpninger, og kan anvendes gjentatte ganger. En kritisk faktor for usinga Spemann mikropipette er å ha noen væske i pipetten før berøring spissen til overflaten av embryoet. Noe av fluidet vil alltid strømme ut når det kommer i kontakt med menisk over fosteret. Ved å trykke på membranen tillater fluid og transplantat-vev som skal mates ut med stor presisjon, mens lett lar seg på membranen suger forsiktig donor graft vevet inn i pipetten. Å opprettholde en litt positivt trykk på membranen holder donor graft vev på spissen av pipetten under overføring, og en liten ekstra trykk mot membranen kan donor graft vevet som skal med hensikt plassert i verten.

For beskyttelse av Spemann pipette under lagring og sterilisering, fjerne pære fra den brede enden og forsiktig sette inn konisk spiss inn i pære. Plasser Spemann pipetten i et glass prøverør, dekk toppen med aluminiumsfolie, og autoklav før operasjonen. Etter flere pipetter er reAdy skal steriliseres på nytt for kirurgi, invertere pipetter, varme dem nær ved å koke i den samme oppløsning av destillert vann og glass vaskemiddel, og deretter skylles flere ganger med destillert vann. Autoclave pipetter i sine individuelle rør. Den gummislangen som danner membranen og gummi pære bør skiftes etter flere steriliseringer eller når de blir formørket og stiv.

Mange av komponentene i denne protokollen medføre farlig utstyr. For eksempel, prosedyren for å lage en Spemann Mikropipette omfatter tre typer flammer samt oppvarming, trekking, blåser, bøying, kapping, og polering glass. Derfor, iført riktig personlig verneutstyr (PVU) som øker sikkerheten som briller og en labfrakk er kritisk. I tillegg, fordi mange mennesker lider av, eller har potensial til å utvikle, eggallergi, bruk alltid hansker ved håndtering av egg. Med disse forholdsreglene i bakhodet, vaktel-duck kimert system iSA trygg, effektiv og relativt tilgjengelig metode som har mange fremtidige søknader.

Disclosures

Forfatterne har ingenting å avsløre.

Acknowledgments

Dette arbeidet ble finansiert av en National Institute of Dental og kraniofaciale Research (NIDCR) F32 stipend (DE021929) til JLF og en NIDCR R01 stipend DE016402 til RAS

Materials

Name Company Catalog Number Comments
1x PBS TEK TEKZR114
Hank’s BSS w/o phenol red Invitrogen 14025-092
Neutral Red Sigma Aldrich N4638-5G 0.22 µm filter-sterilized
18 G Needles BD 305195
5 ml syringe BD 309646
No. 5 Dumont forceps Fine Science Tools 11252-20
Straight Scissors Fine Science Tools 14028-10
Curved Scissors Fine Science Tools 14029-10
Spemann Pipette Hand-made in lab
Egg Holder Glass ashtray and modeling clay
Alcohol Burner Fisher 04-245-1
Transparent Tape 3M Scotch 600
Glass Stirring Rod Fisher 11-380C Tip is narrowed and rounded using a flame
Tungston wire (0.004 x 3 inches) A-M Systems 7190 Tip is flame-sharpened in a propane torch
Bunsun Burner Fisher Scientific S49117
Pasteur Pipette Fisherbrand 22-183-632 9-inch (229 mm)
Rubber Tubing Fisher Scientific 14-178C amber, thin wall natural rubber; wall thickness: 0.0625 in/1.6 mm; O.D.: 0.375 in/9.5 mm; I.D.: 0.25 in/6.4 mm
Propane Fuel Cylinder BernzOmatic UL2317 TX-9 with torch style "A" with a screw-on brass "pencil flame" torch
Diamond Point Pencil Fisher Scientific 22-268912
Rubber Bulbs Fisherbrand S32325

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Le Lièvre, C. S., Le Douarin, N. M. Mesenchymal derivatives of the neural crest: analysis of chimaeric quail and chick embryos. J Embryol Exp Morphol. 34, 125-154 (1975).
  2. Le Lièvre, C. S. Participation of neural crest-derived cells in the genesis of the skull in birds. J Embryol Exp Morphol. 47, 17-37 (1978).
  3. Noden, D. M. An analysis of the migratory behavior of avian cephalic neural crest cells. Dev Biol. 42, 106-130 (1975).
  4. Noden, D. M. The control of avian cephalic neural crest cytodifferentiation. I. Skeletal and connective tissues. Dev Biol. 67, 296-312 (1978).
  5. Couly, G. F., Coltey, P. M., Le Douarin, N. M. The triple origin of skull in higher vertebrates: a study in quail-chick chimeras. Development. 117, 409-429 (1993).
  6. Noden, D. M., Schneider, R. A. Neural crest cells and the community of plan for craniofacial development: historical debates and current perspectives. Adv Exp Med Biol. 589, 1-23 (2006).
  7. Schneider, R. A. Developmental mechanisms facilitating the evolution of bills and quills. J Anat. 207, 563-573 (2005).
  8. Sperber, G. H. Craniofacial embryology. , 4th edn, Wright. (1989).
  9. Chai, Y., Maxson, R. E. Recent advances in craniofacial morphogenesis. Dev Dyn. 235, 2353-2375 (2006).
  10. Gitton, Y., et al. Evolving maps in craniofacial development. Semin Cell Dev Biol. 21, 301-308 (2010).
  11. Szabo-Rogers, H. L., Smithers, L. E., Yakob, W., Liu, K. J. New directions in craniofacial morphogenesis. Dev Biol. 341, 84-94 (2010).
  12. Francis-West, P. H., Tatla, T., Brickell, P. M. Expression patterns of the bone morphogenetic protein genes Bmp-4 and Bmp-2 in the developing chick face suggest a role in outgrowth of the primordia. Dev Dyn. 201, 168-178 (1994).
  13. Schneider, R. A. How to tweak a beak: molecular techniques for studying the evolution of size and shape in Darwin's finches and other birds. Bioessays. 29, 1-6 (2007).
  14. Richman, J. M., Lee, S. H. About face: signals and genes controlling jaw patterning and identity in vertebrates. Bioessays. 25, 554-568 (2003).
  15. Graham, A., Okabe, M., Quinlan, R. The role of the endoderm in the development and evolution of the pharyngeal arches. J Anat. 207, 479-487 (2005).
  16. Neubüser, A., Peters, H., Balling, R., Martin, G. R. Antagonistic interactions between FGF and BMP signaling pathways: a mechanism for positioning the sites of tooth formation. Cell. 90, 247-255 (1997).
  17. Wilkie, A. O., Morriss-Kay, G. M. Genetics of craniofacial development and malformation. Nature reviews. Genetics. 2, 458-468 (2001).
  18. Fish, J. L., et al. modularity, and the evolvability of the vertebrate jaw. Evol Dev. 13, 549-564 (2011).
  19. Hamburger, V. A Manual of Experimental Embryology. , Chicago. (1942).
  20. Le Douarin, N. M., Creuzet, S., Couly, G., Dupin, E. Neural crest cell plasticity and its limits. Development. 131, 4637-4650 (2004).
  21. Baker, C. V., Bronner-Fraser, M., Le Douarin, N. M., Teillet, M. A. Early- and late-migrating cranial neural crest cell populations have equivalent developmental potential in vivo. Development. 124, 3077-3087 (1997).
  22. Baker, C. V., Stark, M. R., Marcelle, C., Bronner-Fraser, M. Competence, specification and induction of Pax-3 in the trigeminal placode. Development. 126, 147-156 (1999).
  23. Borue, X., Noden, D. M. Normal and aberrant craniofacial myogenesis by grafted trunk somitic and segmental plate mesoderm. Development. 131, 3967-3980 (2004).
  24. Cobos, I., Shimamura, K., Rubenstein, J. L., Martinez, S., Puelles, L. Fate map of the avian anterior forebrain at the four-somite stage, based on the analysis of quail-chick chimeras. Dev Biol. 239, 46-67 (2001).
  25. Couly, G., Le Douarin, N. M. Head morphogenesis in embryonic avian chimeras: evidence for a segmental pattern in the ectoderm corresponding to the neuromeres. Development. 108, 543-558 (1990).
  26. Couly, G. F., Coltey, P. M., Le Douarin, N. M. The developmental fate of the cephalic mesoderm in quail-chick chimeras. Development. 114, 1-15 (1992).
  27. Köntges, G., Lumsden, A. Rhombencephalic neural crest segmentation is preserved throughout craniofacial ontogeny. Development. 122, 3229-3242 (1996).
  28. Noden, D. M., Francis-West, P. The differentiation and morphogenesis of craniofacial muscles. Dev Dyn. 235, 1194-1218 (2006).
  29. Le Douarin, N. M. A biological cell labelling technique and its use in experimental embryology. Dev Biol. 30, 217-222 (1973).
  30. Lwigale, P. Y. Embryonic origin of avian corneal sensory nerves. Dev Biol. 239, 323-337 (2001).
  31. Marcucio, R. S., Cordero, D. R., Hu, D., Helms, J. A. Molecular interactions coordinating the development of the forebrain and face. , (2005).
  32. Noden, D. M. The Role of the Neural Crest in Patterning of Avian Cranial Skeletal, Connective, and Muscle Tissues. Dev Biol. 96, 144-165 (1983).
  33. Noden, D. M. Patterning of Avian Craniofacial Muscles. Dev Biol. 116, 347-356 (1986).
  34. Olivera-Martinez, I., Coltey, M., Dhouailly, D., Pourquie, O. Mediolateral somitic origin of ribs and dermis determined by quail-chick chimeras. Development. 127, 4611-4617 (2000).
  35. Schienda, J., et al. Somitic origin of limb muscle satellite and side population cells. Proc Natl Acad Sci U S A. 103, 945-950 (2006).
  36. Schneider, R. A. Neural crest can form cartilages normally derived from mesoderm during development of the avian head skeleton. Dev Biol. 208, 441-455 (1999).
  37. Schneider, R. A., Hu, D., Rubenstein, J. L., Maden, M., Helms, J. A. Local retinoid signaling coordinates forebrain and facial morphogenesis by maintaining FGF8 and SHH. Development. 128, 2755-2767 (2001).
  38. Selleck, M. A. J., Bronner-Fraser, M. Origins of the avian neural crest: The role of neural plate-epidermal interactions. Development. 121, 525-538 (1995).
  39. Waddington, C. H. Developmental mechanics of chick and duck embryos. Nature. 125, 924-925 (1930).
  40. Waddington, C. H. Experiments on the Development of Chick and Duck Embryos, Cultivated in vitro. Philosophical transactions of the Royal Society of London. 221, 179-230 (1932).
  41. Hampe, A. Role of mesoderm and ectoderm of leg bud in exchanges between duck and chicken. C R Hebd Seances Acad Sci. 244, 3179-3181 (1957).
  42. Zwilling, E. Interaction between ectoderm and mesoderm in duck-chicken limb bud chimaeras. J Exp Zool. 142, 521-532 (1959).
  43. Pautou, M. P. Determining role of the mesoderm in the specific differentiation of the leg in birds. Arch Anat Microsc Morphol Exp. 57, 311-328 (1968).
  44. Sohal, G. S., et al. Development of the trochlear nucleus in quail and comparative study of the trochlear nucleus, nerve, and innervation of the superior oblique muscle in quail, chick, and duck. Journal of Comparative Neurology. 239, 227-236 (1985).
  45. Sohal, G. S. Effects of reciprocal forebrain transplantation on motility and hatching in chick and duck embryos. Brain Res. 113, 35-43 (1976).
  46. Sohal, G. S., et al. Synapse formation on quail trochlear neurons transplanted in duck embryos before naturally occurring motor neuron death. International Journal of Developmental Neuroscience. 8, 9-16 (1990).
  47. Yamashita, T., Sohal, G. S. Development of smooth and skeletal muscle cells in the iris of the domestic duck, chick and quail. Cell and Tissue Research. 244, 121-131 (1986).
  48. Yamashita, T., Sohal, G. S. Embryonic origin of skeletal muscle cells in the iris of the duck and quail. Cell and Tissue Research. 249, 31-37 (1987).
  49. Dhouailly, D. Analysis of the factors in the specific differenciation of the neoptile feathers in the duck and chicken. J Embryol Exp Morphol. 18, 389-400 (1967).
  50. Dhouailly, D. The determination of specific differentiation of neoptile and teleoptile feathers in the chick and the duck. J Embryol Exp Morphol. 24, 73-94 (1970).
  51. Schneider, R. A., Helms, J. A. The cellular and molecular origins of beak morphology. Science. 299, 565-568 (2003).
  52. Eames, B. F., Schneider, R. A. Quail-duck chimeras reveal spatiotemporal plasticity in molecular and histogenic programs of cranial feather development. Development. 132, 1499-1509 (2005).
  53. Eames, B. F., Schneider, R. A. The genesis of cartilage size and shape during development and evolution. Development. 135, 3947-3958 (2008).
  54. Lwigale, P. Y., Schneider, R. A. Other chimeras: quail-duck and mouse-chick. Methods Cell Biol. 87, 59-74 (2008).
  55. Merrill, A. E., Eames, B. F., Weston, S. J., Heath, T., Schneider, R. A. Mesenchyme-dependent BMP signaling directs the timing of mandibular osteogenesis. Development. 135, 1223-1234 (2008).
  56. Tokita, M., Schneider, R. A. Developmental origins of species-specific muscle pattern. Dev Biol. 331, 311-325 (2009).
  57. Solem, R. C., Eames, B. F., Tokita, M., Schneider, R. A. Mesenchymal and mechanical mechanisms of secondary cartilage induction. Dev Biol. 356, 28-39 (2011).
  58. Ealba, E. L., Schneider, R. A. A simple PCR-based strategy for estimating species-specific contributions in chimeras and xenografts. Development. 140, 3062-3068 (2013).
  59. Jheon, A. H., Schneider, R. A. The cells that fill the bill: neural crest and the evolution of craniofacial development. J Dent Res. 88, 12-21 (2009).

Tags

Developmental Biology neural crest vaktel-duck chimeras kraniofaciale utvikling epitelial-mesenkymale interaksjoner vev transplantasjoner evolusjonær utviklingsbiologi
Vurdere artsspesifikke bidrag til Kraniofacial Development Bruke Quail-duck Chimeras
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Fish, J. L., Schneider, R. A.… More

Fish, J. L., Schneider, R. A. Assessing Species-specific Contributions To Craniofacial Development Using Quail-duck Chimeras. J. Vis. Exp. (87), e51534, doi:10.3791/51534 (2014).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter