Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Biology
Click here for the English version

Biology

Bedöma Artspecifika Bidrag Till Kraniofaciala utveckling Använda Quail-anka chimärer

Published: May 31, 2014 doi: 10.3791/51534
Automatic Translation
1, 1
1Department of Orthopaedic Surgery, University of California at San Francisco

Summary

Den här artikeln beskrivs en metod för att generera chimära embryon som är utformade för att testa artspecifika bidrag neurallisten och / eller annan vävnad till kraniofaciala utveckling.

Abstract

Den generation av chimära embryon är ett utbrett och kraftfull metod för att studera cellöden, vävnadsinteraktioner och artspecifika bidrag till histologiska och morfologiska utvecklingen av ryggradsdjur embryon. I synnerhet har användningen av chimära embryon etablerat betydelsen av neural crest att rikta artspecifik morfologi craniofacial komplex. Förfarandet som beskrivs häri utnyttjar två fågelarter, anka och vaktel, med anmärkningsvärt annorlunda craniofacial morfologi. Denna metod underlättar i hög grad utredning av molekylära och cellulära reglering av artspecifikt mönster i kraniofaciala komplexet. Experiment i vaktlar och Anka chimära embryon har redan avslöjat neurallist-medierad vävnadsinteraktioner och cell-autonoma beteenden som reglerar artspecifika mönster i kraniofaciala skelett, muskulatur, och hölje. Den stora mångfalden av neurallist derivat tyder på betydande potentialför framtida tillämpningar av vaktel-anka chimär systemet att förstå ryggradsdjur utveckling, sjukdom, och evolution.

Introduction

Den ansiktsskelett till tillväxt och fusion av flera ansikts processer som är sammansatta av neurallisten och mesodermalt mesenkym omgiven av ektodermala och endodermala epiteliala skikten 1-11. Morfogenetiska händelser inom varje process styrs av distinkta signalerings interaktioner mellan mesenkymet och omgivande epitel 12-16. Ändringar av dessa signalerings interaktioner och / eller deras nedströms effekten bidrar till sjukdoms fenotyper och kan också ha betydelse för utvecklingen av det kraniofaciala skelettet 17, 18. Därför belysa hur och av vävnadsinteraktioner har stor potential för att öka vår förståelse för utvecklings-och evolutionsbiologi av ansiktsskelettet.

Användningen av chimära embryon för att undersöka vävnadsinteraktioner har en lång historia i utvecklingsbiologi. Detta tillvägagångssätt var uppfunnen av Hans Spemann och hans labbsom upptäckte embryonala "arrangörerna" genom att transplantera vävnad mellan embryon av olika grodarter. Spemann var en mästare på mikro-kirurgiska tekniker vars hand-kompetens kompletterades av hans utveckling av särskilda verktyg, särskilt Spemann pipett. Viktor Hamburger var doktorand i laboratorium av Hans Spemann i Freiburg under 1920-talet, vilket är när originaltransplantationsexperiment som ledde till Spemann Nobelpris utfördes. När Hamburger flyttade till Washington University i St Louis 1935, detaljerade han processen att göra en Spemann mikropipett i sin handbok för experimentell embryologi 19. Drew Noden var en doktorand i Hamburger labb vid Washington University fram till 1972. Efter att ha flyttat till University of Massachusetts, Amherst och sedan till Cornell University, Noden fortsatte tillverka och använda Spemann mikropipetter för sina kirurgiska transplantationer involverar vaktel-chick chimärer. &# 160;. Medan en doktorand, en av författarna (Rich Schneider) tränade med Drew Noden vid Cornell 1995-1998 Följande protokoll för att göra en Spemann mikropipett bygger på beskrivningar skrivna av hamburgare och Noden, och innehåller följande ändringar som gjorts Schneider.

Användningen av vaktel-chick chimärer för studier av kraniofaciala utveckling och framför allt för att förstå de bidrag neurallistceller var uppfunnen av Noden och Le Douarin i början av 1970-talet, över i Le Douarin et al 20. Detta tillvägagångssätt har i stort sett antagit i många studier och av många andra forskare 1, 4, 5, 21-38. Motsvarande tillväxttakt och morfologi av vaktlar och chick gör transplantationer inom dem idealiska för studier av cellens öde och härstamning spårning. Men på grund av likheterna mellan vaktel och chick, morfologiska förändringar induced av donatorceller är svåra att tyda. Däremot har andra fågel chimära system ingår inhemska anka som ett sätt att studera mekanismer som gör embryon anatomiskt distinkta 39-50. Mer specifikt erbjuder vaktel-anka chimär systemet flera fördelar för kräsna effekterna av givaren på värden, och vice versa. Först, vaktlar och Anka embryon är avgränsade i kroppsstorlek och form, vilket ger ett direkt sätt att utforska donator-eller värdspecifika mekanismer för mönsterbildning genom analys av differential domäner av genuttryck (figur 1 A och B). För det andra, vaktlar och Anka embryon har avsevärt olika takt av mognad, med vaktel kläckning i 17 dagar och anka kläckning i 28 dagar. Transplanterade neurallist behåller sin inneboende mognadstakt i värdmiljön, och därmed är det möjligt att identifiera tidsmässiga förändringar i genuttryck, vävnadsinteraktioner, histogenes och morphogenesis51-57. Slutligen har den anti-vaktel nukleär antikropp (Q ¢ PN) tillåter donator-och värd cellulära bidrag vara permanent särskiljas från varandra genom att känna igen ett protein, som ubiquitously uttrycks i vaktel celler men frånvarande från anka celler.

Protocol

1. Förbered Tungsten Needles

  1. Skär en volframstav i halv använder avbitare, så att stången inte böjer.
  2. Tråd staven genom den avsmalnande änden av en 5 3/4 i borsilikatglas pasteurpipett.
  3. Lämnar ungefär 3/4 in i staven fastnar ur glaset, hålla stången till pipettspetsen med en liten sträng av "smältlim" (HMA), vilket är den limstift som används för en limpistol. Den HMA bör snabbt smälts i en alkohol flamma, noga med att inte bränna limmet och generera svart rök.
  4. Med hjälp av en pincett, böja spetsen på volframstav (ca 1/4 in från den övre änden) tills en 45 ° vinkel.
  5. Håll pasteurpipett och placera ca 1/8 in i spetsen på volframstav i lågan från en propanbrännare. Håll spetsen stadigt och exakt vinkelrätt mot lågan.
  6. Dra ut nålen ur lågan för tillfället en liten apelsin fläck av volfram rtio flugor bort av nålen.

2. Förbered Spemann Pipettes

  1. Med användning av en Bunsen-brännare, värm den smala änden av en Pasteur-pipett tills glaset strax bortom avsmalningen börjar smälta. Ta bort från lågan och dra spetsen tills pipetten blir förseglade. Se till att det fortfarande finns en del av den avsmalnande delen som har en OD på ca 0,7-1,0 mm. Bryt den förseglade änden av ca 4 cm från konan.
  2. Bifoga omkring 2 fot (60 cm) av gummislangen till den breda (öppna) änden av pipetten. Blås på den andra änden av gummislangen för att säkerställa att ingen luft kan passera genom den avsmalnande delen av pasteurpipett.
  3. Med hjälp av en gasolbränsle cylinder med en bifogad penna låga fackla, värma ett ovalt område på ena sidan av pipetten strax under början av konan. Blås mycket försiktigt och kontinuerligt genom gummislangen med en liten mängd av tryck (approximativt mängden tryck som behövs för att säga i början av letter "P" vid samtal nivå). När glaset blir mjuk på ena sidan och börjar att buckla utåt, snabbt ta bort pipetten från flamman och blåser hårt och stabilt genom gummislangen. Detta kommer att orsaka den uppvärmda delen av glaset för att bilda en korv-formad bubbla som kan dyka, vilket är bra. Om bubblan är för liten, försök att smälta och blåsa glaset igen. Den slutliga öppna fönstret i glaset bör vara cirka 0,25 tum (6,35 mm) bred och 0,5 cm (12,7 mm) lång.
  4. Pekar den avsmalnande änden uppåt, skrapa bubblan i en glasavfallsbehållare samtidigt försiktigt blåser genom slangen för att förhindra glasfragment kommer in i pipetten.
  5. Med användning av propanflamma, bränna bort de återstående kanterna på bubblan och brand-polish sidorna av det öppna fönstret. Se till att inte smälta axeln av pipetten.
  6. Med hjälp av en diamantspets penna, poäng den avsmalnande änden av pipetten approximativt 1,25 cm (30 mm) från fönstret och bryta av spetsenmed pincett så att pipetten öppning har rent (kasta fångst överbord pipetter med trasiga eller ojämna tips).
  7. Använd pincett och kanten av en flamma från en alkohol-brännare, böja den smala delen av pipetten 0,375 tum (9,5 mm) från spetsen till en vinkel av ungefär 60 °, så att den böjda delen är i ett vertikalt plan när fönstret öppnas är vid 01:00 positionen för högerhänt användning och 11:00 för vänsterhänt användning. Detta steg sker bäst i ett dragfritt hölje.
  8. Brand-polish spetsen med hjälp av alkohol lågan under ett dissekera mikroskop. Glöm inte att stänga av spetsen, utan snarare hålla öppningsrundan och smidig utan förträngning.
  9. Skär en 1 tum (25 mm) bit gummislang, spraya slang med 70% etanol, och skjut slangen över axeln av pipetten tills fönsteröppningen är helt täckt. Detta fungerar som "membran" i Spemann pipett.
  10. Placera en latexgummi 2 ml glödlampaöver den öppna nedre delen av pipetten. Lampan bibehåller undertryck i Spemann pipett.
  11. Att träna med hjälp av en Spemann pipett kromatografi pärlor av cirka 100-200 nm i diameter från en markerad plats i en petriskål med en markerad plats i en annan under ett mikroskop.
  12. För att rengöra Spemann pipett bort gummi lampan och plats pipett spets ner, i en hög bägare fodrad med bomull eller gasbinda på botten och fyllda med destillerat vatten och glas rengöringsmedel.

3. Sterilisera och Inkubera ägg

  1. Torka ägg med 70% etanol och placera äggen på plast ägg brickor.
  2. Ställ ägg i en uppvärmd inkubator vid 37,5 ° C och 85 till 87%.
  3. Inkubera ägg tills de når HH9.5, ca 26 h för vaktel och 48 timmar för anka.

4. Window Ägg

  1. Ta bort en liten bit av yttre skal från toppen av ägget med pincett, noga med att inte punktera det inre skalet membrane.
  2. Med hjälp av en spruta med en 18 G av en-tums nål, peta ett hål i den smalaste spetsen av ägget och dra tillbaka cirka 1-2 ml albumin.
  3. Placera genomskinlig tejp över hålet och punkteringstecken i skalet.
  4. Skär ett "fönster" längs den övre ytan av ägget (genom den transparenta tejpen) med användning böjd sax.

5. Visualisera Embryon och förbereda för kirurgi

  1. Med hjälp av en glasstav försiktigt borsta en liten mängd neutralt rött (0,02 g / ml i Hanks BSS) över embryot.
  2. Skär vitellinmembranet och dra det över embryo med hjälp av en brand vässade volfram nål.
  3. Re-försegla ägget genom att placera genomskinlig tejp över fönstret.

6. Separera Donor Vävnad från Donor Embryo

  1. Ta bort tejpen från fönstret på ägget givarens embryot.
  2. Att skära neurala gånger från den intilliggande ektoderm givarens embryot, gör slitsar på båda sides av neuralröret, med hjälp av en flamma-vässade volfram nål (framställd såsom beskrivits ovan).
  3. Sedan skär tvärs neuralröret vid önskade främre och bakre nivåerna av transplantatet och separera implantatet från resten av det neurala röret.
  4. Avlägsna det neurala vecket från donatorn embryo med användning av antingen en Spemann pipett eller annan typ av mikropipetten.
  5. Sedan tar du bort tejpen från fönstret på värd ägg och använda Spemann pipetten för att placera givaren neurala veck vid sidan av värd embryot gränsar till regionen av neuralröret som kommer att få transplantationen.

7. Separera värdvävnaden och Transgivar Tissue

  1. Separera den neurala vecket från neuralröret hos värden embryot, som görs med givaren. Var noga med att ta bort ett transplantat av samma storlek som givarvävnaden.
  2. Tryck försiktigt denna värdvävnaden långt bort från embryot.
  3. Då, med en trubbig volfram nål eller den rundade spetsen på en milcropipette, rör försiktigt givaren neurala vänd ner i värd neuralrörsdefekter, upprätthålla rätt antero-posterior och dorso-ventrala orienteringar. Se till att transplantatet är undangömt längs sidorna, men tänk på att inte peta eller skador i underliggande vävnad. För att hålla reda på den ursprungliga orienteringen notera någon asymmetri i vävnadsdonator eller differentiell färgning från neutralrött. Vi har även foto-dokument donatorn embryot med medföljande exciderad vävnad, såväl som chimären omedelbart efter operation.
  4. Steril koksaltlösning bör läggas till ägget, om den mottagande embryot visar tecken på uttorkning.
  5. Nu, omsorgsfullt åter tätning och märka ägg, och försiktigt tillbaka den till en hög luftfuktighet inkubator (70-80%), där den chimära embryot kan utvecklas till önskad scen för analys.

8. Insamling av chimärer

  1. Se till att samla chimära embryon i nybakade kall Serra fixativ och omedelbart placera dem på en rocker vid 4 ° C i en O / N-fixering. Detta kommer att möjliggöra känsligare detektion av vaktel celler med anti-vaktel antikropp.
  2. För genuttryck analyser via RT-qPCR, frysa embryon direkt i flytande kväve före RNA-extraktion.

Representative Results

Före vidare analys, måste effektiviteten av transplantatet som skall analyseras. För histologiska analyser morfologisk eller genuttryck på vävnadsprov, bör vaktel celler detekteras med immunohistokemi med Q ¢ PN antikropp som beskrivs 36. För RNA-analyser, kan artspecifika bidrag till vävnader av intresse beräknas med hjälp av en PCR-baserad strategi 58. Efter det att effekten av transplantatet har validerats kan ytterligare morfologiska eller molekylära effektmått utvärderas i chimärerna. Interaktioner mellan givar neurallistceller och omgivande värd-härledda vävnader som ligger bakom ordentlig histogenes och morfogenes av den kraniofaciala komplexet har tidigare studerats. I synnerhet riktar neurallisten mesenkym artspecifik morfologi av ansiktet 7, 13, 51, 59, fjädermönster 52, muskelmönster 56 upp>, och brosk 53, 57 genom reglering av värd genuttryck. Till exempel dikterar neurallist mesenkymet när ben bildas i underkäken genom tidsmässigt reglera Bmp4 uttryck 55.

Nyligen har undersökningar inriktade på vävnadsinteraktioner förekommer mycket tidigt i kraniofaciala utveckling. I detta avseende har experiment med användning vaktel-anka chimärer visas embryon värd påverka neurallisten migration genom att bestämma morfologiska gränser. Det är, i chimära quck embryon donator vaktel neurallistceller migrera in i värd anka mandibular bågen i en anka-liknande mönster (figur 1D). Trots denna värd bidrag till storleken av neurallisten befolkning fortsätter donator neurallisten att generera en mandibular skelett som är vaktel-liknande i storlek och form (figur 1E).

e 1 "fo: innehåll-width =" 6in "fo: src =" / files/ftp_upload/51534/51534fig1highres.jpg "src =" / files/ftp_upload/51534/51534fig1.jpg "/>
Figur 1. Quail-Duck chimär System. (A) Quail och (B) anka skallar visar betydande skillnader i storlek och form, och således är mycket lämpliga för användning av en chimär system för att studera craniofacial utveckling (modifierad från Tokia et al. 56). (C) Experimentell design för att generera ensidiga chimära quck embryon från scenen matchade HH9.5 vaktlar och Anka embryon. Den neurala veck avlägsnas från ena sidan av vaktel embryon och transplanteras in Anka embryon efter en motsvarande del av det neurala vecket har tagits bort. (D) Quail donatorceller (gröna) kan följas i chimärer använda en anti-vaktel antikropp (Q ¢ PN) såsom visas i ventrala vy av HH12 chimärt embryo. (F) I quck mandibles vid HH38, vaktel donatorhärledda Meckel7, s brosk är kortare och rakare än vad som observerades för den kontralate anka värdhärledda Meckels brosk, som är större och krökt. Omtryckt Tokita et al. Dev. Bio. 306, 377 (2007) med tillstånd från Elsevier.

Discussion

Neurallisten är en transient embryonisk cellpopulation som huvudsakligen sprids i stor omfattning i hela embryot och differentierar in i olika celltyper, inklusive kondrocyter och osteoblaster, som bidrar till den kraniofaciala skelettet. Transplantation neurallist i vaktel-anka chimär systemet har starkt bidragit till vår förståelse av vävnadsinteraktioner och signalvägar som reglerar utvecklingen av det kraniofaciala skelettet. Men med tanke på den stora potential neurallisten att även generera glatta muskelceller, adipocyter, melanocyter, Schwann celler och neuroner, har vaktel-anka chimär systemet enorm potential för framtida tillämpningar, särskilt i samband med den snabba utvecklingen av stamcellsbiologi och regenerativ medicin. Eftersom vaktel och anka är både kommersiellt uppfödda arterna, finns en färdig leverans av relativt billiga befruktade ägg från en mängd olika gårdar. Sålunda bör denna teknik vara tillgängligt för researchennes verksamma inom en rad olika budgetar och anläggning utrymme.

Även om denna teknik är mycket kraftfull, finns det fortfarande ett antal begränsningar. Liksom andra kirurgiska tekniker, kvalitet och hållbarhet på vaktel-anka chimärer är beroende av de kirurgiska kompetensen hos forskaren, och därför kommer det att finnas mer inter-och intra-individuell variation mellan experiment som jämfört med andra modeller, t.ex. de som använder musen genetik. Dessutom finns det även variationer i frekvensen av utveckling och stadier av enskilda embryon som bidrar till reproducerbarhet och framgång för varje transplantation. Fågelembryon är också mycket känsliga för uttorkning och därmed kritiska steg under operation inkluderar hålla ljusnivåerna låga, tiden under mikroskop till ett minimum, äggen förseglade med tejp så mycket som möjligt, och hög luftfuktighet i det postoperativa inkubator till undvika uttorkning.

När det gäller lönsamheten av chimärer, usually mellan 50-75% överlever, även om dessa procentsatser kan minska den äldre samlingen scenen. I en typisk 4-6 tim session kirurgi, kan en erfaren kirurg generera 10-15 chimärer. Framgången för transplantat beror också i hög grad på kvaliteten på de verktyg. Bra verktyg leda till mer konsekventa, reproducerbara resultat. Med hjälp av en gasolbrännare för att göra volfram nålar låter extremt vassa nålar som ska göras. Den typ av ficklampa som används gör stor skillnad eftersom det styr storleken på flamman. Elektrolytisk skärpning kan också användas, men detta tillvägagångssätt är inte ens nära att producera nålar som skarp. Använd volfram stavar istället för buffras tråd så att nålarna kan göras direkt.

Den Spemann mikropipett, medan tidskrävande och svårt att göra, är ett idealiskt instrument för vävnadsöverföring. Pipetten kan anpassas med olika stora öppningar, och kan användas flera gånger. En kritisk faktor för usinga Spemann mikropipett är att ha lite vätska i pipetten innan du vidrör spetsen på ytan av embryot. En del av vätskan kommer alltid att strömma ut när kontakt sker med menisken över embryot. Genom att trycka på membranet ger vätska och transplantat vävnad som ska kastas ut mycket noggrant, medan något låta upp på membranet suger försiktigt givaren transplantat vävnad i pipetten. Att upprätthålla en bit av positivt tryck på membranet håller givartransplantatvävnad vid spetsen av pipetten under överföringen, och lite extra tryck på membranet tillåter givaren transplantatvävnad för att avsiktligt placerade i värden.

För skydd av Spemann pipetten under lagring och sterilisering, bort glödlampan ur den breda änden och försiktigt in den avsmalnande spetsen i lampan. Placera Spemann pipetten i ett provrör av glas, täcka toppen med aluminiumfolie och autoklav före operation. Efter flera pipetter är ready att steriliseras igen för kirurgi, invertera pipetterna, värma dem nästan till en koka i samma lösning av destillerat vatten och glasvaror tvättmedel och sedan skölja upprepade gånger med destillerat vatten. Autoklav pipetter i deras individuella rör. Den gummislang som bildar membranet och gummi lampan bör bytas ut efter flera steriliseringar eller när de blir mörkare och stel.

Många av komponenterna i detta protokoll innebär farlig utrustning. Till exempel, förfarandet för att göra en Spemann Mikropipett omfattar tre typer av flammor samt uppvärmning, dra, blåser, bockning, skärning och polering av glas. Därför bär lämplig personlig skyddsutrustning (PPE) som ökar säkerheten, t.ex. skyddsglasögon och skyddsrock är kritisk. Dessutom, eftersom många människor lider av, eller har potential att utvecklas, ägg allergi, använd alltid handskar vid hantering av ägg. Med dessa försiktighetsåtgärder i åtanke, vaktel-anka chimär systemet isa säker, effektiv och relativt tillgänglig metod som har många framtida tillämpningar.

Disclosures

Författarna har ingenting att lämna ut.

Acknowledgments

Detta arbete har finansierats av en National Institute of Dental och Craniofacial Research (NIDCR) F32 bidrag (DE021929) till JLF och en NIDCR R01 bidrag DE016402 till RAS

Materials

Name Company Catalog Number Comments
1x PBS TEK TEKZR114
Hank’s BSS w/o phenol red Invitrogen 14025-092
Neutral Red Sigma Aldrich N4638-5G 0.22 µm filter-sterilized
18 G Needles BD 305195
5 ml syringe BD 309646
No. 5 Dumont forceps Fine Science Tools 11252-20
Straight Scissors Fine Science Tools 14028-10
Curved Scissors Fine Science Tools 14029-10
Spemann Pipette Hand-made in lab
Egg Holder Glass ashtray and modeling clay
Alcohol Burner Fisher 04-245-1
Transparent Tape 3M Scotch 600
Glass Stirring Rod Fisher 11-380C Tip is narrowed and rounded using a flame
Tungston wire (0.004 x 3 inches) A-M Systems 7190 Tip is flame-sharpened in a propane torch
Bunsun Burner Fisher Scientific S49117
Pasteur Pipette Fisherbrand 22-183-632 9-inch (229 mm)
Rubber Tubing Fisher Scientific 14-178C amber, thin wall natural rubber; wall thickness: 0.0625 in/1.6 mm; O.D.: 0.375 in/9.5 mm; I.D.: 0.25 in/6.4 mm
Propane Fuel Cylinder BernzOmatic UL2317 TX-9 with torch style "A" with a screw-on brass "pencil flame" torch
Diamond Point Pencil Fisher Scientific 22-268912
Rubber Bulbs Fisherbrand S32325

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Le Lièvre, C. S., Le Douarin, N. M. Mesenchymal derivatives of the neural crest: analysis of chimaeric quail and chick embryos. J Embryol Exp Morphol. 34, 125-154 (1975).
  2. Le Lièvre, C. S. Participation of neural crest-derived cells in the genesis of the skull in birds. J Embryol Exp Morphol. 47, 17-37 (1978).
  3. Noden, D. M. An analysis of the migratory behavior of avian cephalic neural crest cells. Dev Biol. 42, 106-130 (1975).
  4. Noden, D. M. The control of avian cephalic neural crest cytodifferentiation. I. Skeletal and connective tissues. Dev Biol. 67, 296-312 (1978).
  5. Couly, G. F., Coltey, P. M., Le Douarin, N. M. The triple origin of skull in higher vertebrates: a study in quail-chick chimeras. Development. 117, 409-429 (1993).
  6. Noden, D. M., Schneider, R. A. Neural crest cells and the community of plan for craniofacial development: historical debates and current perspectives. Adv Exp Med Biol. 589, 1-23 (2006).
  7. Schneider, R. A. Developmental mechanisms facilitating the evolution of bills and quills. J Anat. 207, 563-573 (2005).
  8. Sperber, G. H. Craniofacial embryology. , 4th edn, Wright. (1989).
  9. Chai, Y., Maxson, R. E. Recent advances in craniofacial morphogenesis. Dev Dyn. 235, 2353-2375 (2006).
  10. Gitton, Y., et al. Evolving maps in craniofacial development. Semin Cell Dev Biol. 21, 301-308 (2010).
  11. Szabo-Rogers, H. L., Smithers, L. E., Yakob, W., Liu, K. J. New directions in craniofacial morphogenesis. Dev Biol. 341, 84-94 (2010).
  12. Francis-West, P. H., Tatla, T., Brickell, P. M. Expression patterns of the bone morphogenetic protein genes Bmp-4 and Bmp-2 in the developing chick face suggest a role in outgrowth of the primordia. Dev Dyn. 201, 168-178 (1994).
  13. Schneider, R. A. How to tweak a beak: molecular techniques for studying the evolution of size and shape in Darwin's finches and other birds. Bioessays. 29, 1-6 (2007).
  14. Richman, J. M., Lee, S. H. About face: signals and genes controlling jaw patterning and identity in vertebrates. Bioessays. 25, 554-568 (2003).
  15. Graham, A., Okabe, M., Quinlan, R. The role of the endoderm in the development and evolution of the pharyngeal arches. J Anat. 207, 479-487 (2005).
  16. Neubüser, A., Peters, H., Balling, R., Martin, G. R. Antagonistic interactions between FGF and BMP signaling pathways: a mechanism for positioning the sites of tooth formation. Cell. 90, 247-255 (1997).
  17. Wilkie, A. O., Morriss-Kay, G. M. Genetics of craniofacial development and malformation. Nature reviews. Genetics. 2, 458-468 (2001).
  18. Fish, J. L., et al. modularity, and the evolvability of the vertebrate jaw. Evol Dev. 13, 549-564 (2011).
  19. Hamburger, V. A Manual of Experimental Embryology. , Chicago. (1942).
  20. Le Douarin, N. M., Creuzet, S., Couly, G., Dupin, E. Neural crest cell plasticity and its limits. Development. 131, 4637-4650 (2004).
  21. Baker, C. V., Bronner-Fraser, M., Le Douarin, N. M., Teillet, M. A. Early- and late-migrating cranial neural crest cell populations have equivalent developmental potential in vivo. Development. 124, 3077-3087 (1997).
  22. Baker, C. V., Stark, M. R., Marcelle, C., Bronner-Fraser, M. Competence, specification and induction of Pax-3 in the trigeminal placode. Development. 126, 147-156 (1999).
  23. Borue, X., Noden, D. M. Normal and aberrant craniofacial myogenesis by grafted trunk somitic and segmental plate mesoderm. Development. 131, 3967-3980 (2004).
  24. Cobos, I., Shimamura, K., Rubenstein, J. L., Martinez, S., Puelles, L. Fate map of the avian anterior forebrain at the four-somite stage, based on the analysis of quail-chick chimeras. Dev Biol. 239, 46-67 (2001).
  25. Couly, G., Le Douarin, N. M. Head morphogenesis in embryonic avian chimeras: evidence for a segmental pattern in the ectoderm corresponding to the neuromeres. Development. 108, 543-558 (1990).
  26. Couly, G. F., Coltey, P. M., Le Douarin, N. M. The developmental fate of the cephalic mesoderm in quail-chick chimeras. Development. 114, 1-15 (1992).
  27. Köntges, G., Lumsden, A. Rhombencephalic neural crest segmentation is preserved throughout craniofacial ontogeny. Development. 122, 3229-3242 (1996).
  28. Noden, D. M., Francis-West, P. The differentiation and morphogenesis of craniofacial muscles. Dev Dyn. 235, 1194-1218 (2006).
  29. Le Douarin, N. M. A biological cell labelling technique and its use in experimental embryology. Dev Biol. 30, 217-222 (1973).
  30. Lwigale, P. Y. Embryonic origin of avian corneal sensory nerves. Dev Biol. 239, 323-337 (2001).
  31. Marcucio, R. S., Cordero, D. R., Hu, D., Helms, J. A. Molecular interactions coordinating the development of the forebrain and face. , (2005).
  32. Noden, D. M. The Role of the Neural Crest in Patterning of Avian Cranial Skeletal, Connective, and Muscle Tissues. Dev Biol. 96, 144-165 (1983).
  33. Noden, D. M. Patterning of Avian Craniofacial Muscles. Dev Biol. 116, 347-356 (1986).
  34. Olivera-Martinez, I., Coltey, M., Dhouailly, D., Pourquie, O. Mediolateral somitic origin of ribs and dermis determined by quail-chick chimeras. Development. 127, 4611-4617 (2000).
  35. Schienda, J., et al. Somitic origin of limb muscle satellite and side population cells. Proc Natl Acad Sci U S A. 103, 945-950 (2006).
  36. Schneider, R. A. Neural crest can form cartilages normally derived from mesoderm during development of the avian head skeleton. Dev Biol. 208, 441-455 (1999).
  37. Schneider, R. A., Hu, D., Rubenstein, J. L., Maden, M., Helms, J. A. Local retinoid signaling coordinates forebrain and facial morphogenesis by maintaining FGF8 and SHH. Development. 128, 2755-2767 (2001).
  38. Selleck, M. A. J., Bronner-Fraser, M. Origins of the avian neural crest: The role of neural plate-epidermal interactions. Development. 121, 525-538 (1995).
  39. Waddington, C. H. Developmental mechanics of chick and duck embryos. Nature. 125, 924-925 (1930).
  40. Waddington, C. H. Experiments on the Development of Chick and Duck Embryos, Cultivated in vitro. Philosophical transactions of the Royal Society of London. 221, 179-230 (1932).
  41. Hampe, A. Role of mesoderm and ectoderm of leg bud in exchanges between duck and chicken. C R Hebd Seances Acad Sci. 244, 3179-3181 (1957).
  42. Zwilling, E. Interaction between ectoderm and mesoderm in duck-chicken limb bud chimaeras. J Exp Zool. 142, 521-532 (1959).
  43. Pautou, M. P. Determining role of the mesoderm in the specific differentiation of the leg in birds. Arch Anat Microsc Morphol Exp. 57, 311-328 (1968).
  44. Sohal, G. S., et al. Development of the trochlear nucleus in quail and comparative study of the trochlear nucleus, nerve, and innervation of the superior oblique muscle in quail, chick, and duck. Journal of Comparative Neurology. 239, 227-236 (1985).
  45. Sohal, G. S. Effects of reciprocal forebrain transplantation on motility and hatching in chick and duck embryos. Brain Res. 113, 35-43 (1976).
  46. Sohal, G. S., et al. Synapse formation on quail trochlear neurons transplanted in duck embryos before naturally occurring motor neuron death. International Journal of Developmental Neuroscience. 8, 9-16 (1990).
  47. Yamashita, T., Sohal, G. S. Development of smooth and skeletal muscle cells in the iris of the domestic duck, chick and quail. Cell and Tissue Research. 244, 121-131 (1986).
  48. Yamashita, T., Sohal, G. S. Embryonic origin of skeletal muscle cells in the iris of the duck and quail. Cell and Tissue Research. 249, 31-37 (1987).
  49. Dhouailly, D. Analysis of the factors in the specific differenciation of the neoptile feathers in the duck and chicken. J Embryol Exp Morphol. 18, 389-400 (1967).
  50. Dhouailly, D. The determination of specific differentiation of neoptile and teleoptile feathers in the chick and the duck. J Embryol Exp Morphol. 24, 73-94 (1970).
  51. Schneider, R. A., Helms, J. A. The cellular and molecular origins of beak morphology. Science. 299, 565-568 (2003).
  52. Eames, B. F., Schneider, R. A. Quail-duck chimeras reveal spatiotemporal plasticity in molecular and histogenic programs of cranial feather development. Development. 132, 1499-1509 (2005).
  53. Eames, B. F., Schneider, R. A. The genesis of cartilage size and shape during development and evolution. Development. 135, 3947-3958 (2008).
  54. Lwigale, P. Y., Schneider, R. A. Other chimeras: quail-duck and mouse-chick. Methods Cell Biol. 87, 59-74 (2008).
  55. Merrill, A. E., Eames, B. F., Weston, S. J., Heath, T., Schneider, R. A. Mesenchyme-dependent BMP signaling directs the timing of mandibular osteogenesis. Development. 135, 1223-1234 (2008).
  56. Tokita, M., Schneider, R. A. Developmental origins of species-specific muscle pattern. Dev Biol. 331, 311-325 (2009).
  57. Solem, R. C., Eames, B. F., Tokita, M., Schneider, R. A. Mesenchymal and mechanical mechanisms of secondary cartilage induction. Dev Biol. 356, 28-39 (2011).
  58. Ealba, E. L., Schneider, R. A. A simple PCR-based strategy for estimating species-specific contributions in chimeras and xenografts. Development. 140, 3062-3068 (2013).
  59. Jheon, A. H., Schneider, R. A. The cells that fill the bill: neural crest and the evolution of craniofacial development. J Dent Res. 88, 12-21 (2009).

Tags

Utvecklingsbiologi neural crest vaktel-anka chimärer kraniofaciala utveckling epitel-mesenkymala interaktioner vävnadstransplantationer evolutionär utvecklingsbiologi
Bedöma Artspecifika Bidrag Till Kraniofaciala utveckling Använda Quail-anka chimärer
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Fish, J. L., Schneider, R. A.… More

Fish, J. L., Schneider, R. A. Assessing Species-specific Contributions To Craniofacial Development Using Quail-duck Chimeras. J. Vis. Exp. (87), e51534, doi:10.3791/51534 (2014).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter