Summary
Для улучшения наших знаний о клеточной и молекулярной neotissue образования, мышиным модель TEVG Недавно был разработан. В трансплантаты были имплантированы как инфраренальной полой вены вмешательство трансплантатов в C57BL / 6 мышей. Эта модель достигает подобных результатов тем, которые достигаются в нашем клиническом исследовании, но за гораздо меньшее время цикла.
Abstract
Биологически леса, посеянные с одноядерных клеток костного мозга (контроллеров BMC) часто используются для реконструктивной хирургии для лечения врожденных сердечных аномалий. Долгосрочные клинические результаты показали отличные цены проходимости, однако, со значительным заболеваемости стеноза. Для исследования клеточных и молекулярных механизмов neotissue формирования сосудистой и предотвратить развитие стеноза в тканевых инженерии сосудистых трансплантатов (TEVGs), мы разработали модель мыши трансплантата с примерно 1 мм с внутренним диаметром. Во-первых, TEVGs были собраны из биоразлагаемых трубчатых лесов, изготовленных из нетканого материала полигликолевая кислоты чувствовал сетка с покрытием с ε-капролактона и L-лактида сополимера. Каркасах помещали в лиофилизатор, пылесосом в течение 24 ч и хранили в эксикаторе до посева клеток. Во-вторых, костный мозг брали из мышей-доноров и мононуклеарные клетки выделяли центрифугированием в градиенте плотности. В-третьих, приблизительно один миллион клеткивысевают на эшафоте и инкубировали O / N. И, наконец, отобранные леса были затем имплантируют в качестве инфраренального полой вены трансплантатов вмешательство в C57BL / 6 мышей. Имплантированные трансплантаты продемонстрировал отличную проходимость (> 90%) без признаков тромбоэмболических осложнений или образование аневризмы. Это мышиной модели поможет нам в понимании и количественной клеточные и молекулярные механизмы neotissue образования в TEVG.
Introduction
Врожденные пороки сердца серьезные условия, которые влияют почти 8% живорожденных в США. Примерно 25% из тех детей с врожденными пороками сердца или 2,4 на 1000 живорожденных, требуют инвазивных методов лечения в первый год их жизни 1. Наиболее эффективным средством для лечения врожденных пороков сердца является реконструктивная хирургия. К сожалению, осложнения, связанные с использованием имеющихся в настоящее время сосудистых трубопроводов являются наиболее существенной причиной послеоперационной заболеваемости и смертности.
Для решения этой проблемы мы разработали первые ткани инженерии сосудистых трансплантатов (TEVGs) для клинического применения 2. TEVGs были построены из биоразлагаемых полиэфирных труб посеянных с аутологичных костного мозга производного мононуклеаров (BM-МНК) и имплантированных как венозных каналов для врожденной сердечной хирургии. Результаты показали отличные показатели проходимости на 1-3 лет последующей деятельности, но со значительным заболеваемости стеноза
Мышиный IVC вмешательство модель добросовестно перечислил процесс neovessel образования, что происходит в больших животных и человека, но за гораздо более короткое время, конечно 6-9. Здесь подробный протокол для малого трансплантата производства с использованием биологически леса, сбор урожая БМ-MNC и изоляция, БМ-MNC посев на эшафот, и трансплантат имплантации в мышиной модели были описаны.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
ПРИМЕЧАНИЕ: Все животные процедуры были одобрены комитетом больницы Уходу за животными и использовать Национальная детская мимо.
1. Прививка Производство
- Сделать ε-капролактон и L-лактид сополимер P (LA / CL) решение, добавив 100 мг P (LA / CL) в 2 мл диоксана под вытяжкой. Поместите решение на вихрь и смешать непрерывно в течение 1-1,5 ч до полного растворения.
- В то же время, удалить лист полигликолевой кислоты (PGA) чувствовал из морозильника и вырезать несколько 5 х 8 мм разделов. Также отрезать кончик 0,1-10 мкл пипетки чуть выше фильтра.
- Вставка 19 G иглу (1,5 длина) в дистальный конец наконечника пипетки и обернуть PGA чувствовал вокруг иглы с помощью микро щипцы.
- Осторожно вставить войлок к дистальному концу наконечника пипетки, где просвет ровнее, чем проксимальной части, с помощью тупой иглы 18 G, в то время как 19 G игла вставлена в него.
- Пипетка40 мкл P (CL / LA) раствор в наконечник пипетки сверху. Насытить PGA чувствовал с решением. Затем нажмите пузырьки воздуха с помощью пипетки дозатор. Повторите этот процесс, если это необходимо.
- Место прививки в 50 мл трубки и поместить его в -80 ° C морозильник на 20 мин. Убедитесь, что глава игл лицом вниз.
- Передача трубку в лиофилизатор и вакууме в течение 24 часов. Убедитесь в том, чтобы открыть крышку трубки иметь воздушный поток.
- Выньте трансплантатов и удалить их из хвои. Отрежьте оба конца трансплантата, оставляя мм раздел ~ 5 и положил их обратно на иглы, чтобы сохранить свою форму. Держите трансплантатов в эксикаторе.
- Поместите на эшафот под УФ-светом в области биобезопасности капот O / N до посева клеток.
2. Костного мозга мононуклеарных клеток Заготовка и Изоляция
- Усыпить мышей с кетамин / ксилазина передозировки (кетамин, 200 мг / кг и ксилазина, 20 мг / кг).
- Удалить кости (бедраг Большеберцовые кости) от 3 мышей в течение 10 привитых имплантаций и поместить в чашку Петри с 10 см RPMI. Отрежьте оба конца костей и флеш костного мозга с помощью шприца с 25 G иглой в новую чашку Петри с 3 см RPMI. Сбор костный мозг и решение RPMI в 15 см трубки и мыть чашку Петри с дополнительным 2 см RPMI собрать оставшуюся часть BM.
- Возьмите образец (5-10 мкл) и количество клеток с использованием автоматического счетчика клеток или гемоцитометра. Запись результат.
- Положите 5 см Ficoll в 15 см трубки центрифуги и добавить костный мозг и решение RPMI. Добавить решение очень осторожно, чтобы не допустить его смешения с фиколла.
- Центрифуга в 528 мкг в течение 30 мин с "НИ Тормоз" при 24 ° С
- Снимите верхнюю розовый слой. Сбор средний прозрачный слой рисунок 1, который является слой MNC, и разбавить его с PBS 1:1.
- Центрифуга разбавленный MNC решение на 528 мкг в течение 10 мин при 24 ° С
- Удалить супернатант и дилютневая осадок с 5 мл PBS.
- Центрифуга гранул решение на 528 мкг в течение 10 мин при 24 ° С
- Удалить супернатант. Развести гранул с соответствующим объемом RPMI (~ 200 мкл).
- Возьмите 5-10 мкл пробы и подсчета клеток с использованием автоматического счетчика клеток или гемоцитометра. Запись результат. Повторите ячейку считая еще раз и рассчитать среднее количество клеток.
- Развести концентрации клеток до 1000000 cells/10 мкл с использованием RPMI.
3. Сотовый Посев
- Предварительно смочите эшафот добавлением 5 мкл RPMI люминально в течение 5 мин, затем снимите RPMI.
- Добавить 10 мкл костного мозга, полученных моно ядерных клеток в RPMI с шага 2.12 до лесов просвета и ждать 10 минут, чтобы позволить клеткам прикрепляться на эшафот.
- Вырежьте иглу 19 G 1 см длиной и положил иглу в просвет эшафот, чтобы держать форму на эшафот. Поместите образец в 24-луночный планшет. </ Li>
- Добавить 1000 мкл RPMI в каждую лунку и инкубировать O / N в инкубаторе.
4. Прививка Имплантация
- Автоклав все хирургические инструменты перед операцией: 1x тонких ножниц, 3x микро щипцы, 2x микро сосудистые зажимы, 1x зажим, применяющие щипцы, 1x микро держатель иглы, 1x весенние ножницы, 1x втягивающим.
- 6-8 недель женский C57BL / 6 используются в качестве ткани инженерии сосудистых получателей привитых. Удалить мыши из клетки и взвешивают его, а затем анестезию путем внутрибрюшинной инъекции в правом нижнем квадранте живота с кетамин / ксилазина коктейль (кетамин, 100 мг / кг и ксилазина, 10 мг / кг). Кетопрофен (5 мг / кг, внутрибрюшинно) используется в качестве предварительной анестезии анальгетик.
- Проверьте уровень седации по сказке щипать, то клип брюшной волосы. Смажьте глаза стерильной глазной мази, и поместите курсор в спинной позиции отдохновение на площадку. Лечить живот бетадином и алкогольной колодки. КолорадоVer мышь с стерильной драпировки и разоблачить область разреза только.
- Сделайте срединный лапаротомии разрез от ниже xyphoid к надлобковой области, и вставить самоудерживающиеся втягивающим. Оберните кишечник в солевом смоченной марлей. Грубо определить инфраренальной аорту и полую вену.
- Поместите два микро сосудистые зажимы на обоих проксимальных и дистальных сторон аорты и полой вены, то тупо отделить аорты от полой вены Разрез полой вены. При необходимости перевязывать брюшной аорты ветви с 10-0 мононити швов на конических игл.
- Имплантировать нижней полой вены вмешательство трансплантата с проксимального и дистального конца до конца анастомозов с помощью стерильного 10-0 шов. Обрежьте трансплантата, как правило, 1-2 мм, в зависимости от анатомии мыши. Закрепите трансплантата с одной строчкой на обоих ближним и дальним концами и начать сшивать непрерывно с 4-5 Stiches с другой стороны трансплантата. После окончания переднюю сторону, перевернуть зажимы и трансплантатовна другую сторону и шов заднюю сторону трансплантата. Во время имплантации, промойте трансплантат раствором гепарина часто, чтобы предотвратить острый тромбоз.
- Снимите ближний зажим и контролировать кровотечение, применяя актуальные рассасывающиеся стерильную кровоостанавливающего средства. Когда кровотечение останавливается полностью, удалить дистальный зажим и контролировать кровотечение так же. Убедитесь, что потоки крови через трансплантат.
- Закройте брюшной мускулатуры и кожи в два слоя с использованием 6-0 черный полиамид мононити шов с включенным резьбовым иглы.
- Введите 0,5 мл физиологического раствора подкожно и поместите курсор в восстановление клетке на потепление площадку, пока мышь не является полностью мобильным. После восстановления, возвращения мышь на новую клетку с бумажной постельные принадлежности. Дайте обезболивающее (ибупрофен, 30 мг / кг, питьевой воды) в течение 48 часов.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Схема TEVG имплантации показано на рисунке 1. Костный мозг был собран из мыши-донора и моно ядерные клетки выделяли с помощью центрифугирования плотности, а затем высевали на биоразлагаемого строительных лесов. В очищенных от семян леса инкубировали O / N и имплантировали в мыши-реципиента в качестве нижней полой вены разъединительных трансплантата.
На рисунке 2 показан сканирующей электронной микроскопии в PGA-Р (CL / LA) эшафот. Внутренний диаметр был приблизительно 1 мм, а толщина стенки была приблизительно 0,17 мм. Общая пористость составила 78,5% и средний размер пор были 45,4 ± 17,6 мкм.
Валовая образ TEVG вставленной в НПВ от C57BL / 6 мышей показано на рисунке 3. Сразу после имплантации (А) и 2 недели после имплантации (B). (С) показывает валовую образ родной IVC в сравнении. Очевидно, чтотрансплантат был заполнен neotissue, однако, он все еще продолжал форму исходного трансплантата. Наш предыдущий результат показал, что общая деградация трансплантата занимает до 12 недель 10.
Ультразвуковая допплерография в В-режиме и цветное изображение 2 недели имплантированных TEVG 4А-B, чтобы показать проходимость имплантированных графтов. Уроженец IVC изображения был добавлен для сравнения (рис. 4, C). Сотовый посева улучшена проходимость трансплантата значительно, patencies на 2 недели для Unseeded и сеяных трансплантатов являются 65% и 91%, соответственно (р <0,05, точный критерий Фишера).
На рисунке 5 показана клеток инфильтрации и внеклеточного матрикса отложение в TEVG после 2 недель после имплантации. Эксплантированных трансплантаты, окрашенные H & E окрашивания показал neotissue образование на протяжении трансплантата и остатки каркасного материала (А). Оленей и трехцветный пятно Массона показал отложение эластина в инtimal слой (B) и коллагена в медиальном слое (С). Эндотелиальных клеток подкладка наблюдалось в течение всего интимы слоя (D) и сливные гладкомышечные клетки присутствовали в районе TEVG, особенно ниже ЕК накладки (E), как показано на CD31 и окрашивания αSMA, соответственно. Ко второй неделе после имплантации, инфильтрацию макрофагов было видно, как указано с F4/80 окрашивания (F).
Рисунок 1. Схема TEVG имплантации. Ядерные клетки костного мозга моно собирали из мыши-донора, высевали на биоразлагаемой эшафот, а затем имплантировали в качестве разъединительных трансплантата IVC к мыши-реципиента.
тонкий страницах = "всегда"> 
Рисунок 2. Сканирующей электронной микроскопии образы эшафот. Средняя наружный диаметр был 1.45 мм, диаметра просвета составила 1,1 мм, а длина 3 мм.
Рисунок 3. Имплантированного TEVG через 2 недели и родной IVC. А) Сразу после имплантации, B) через 2 недели после имплантации и С) родной IVC для сравнения.
fig4.jpg "/>
Рисунок 4. Ультразвуковые изображения 2 недели и родной IVC. А) В-режим и В) Цвет Доплера образ TEVG через 2 недели. C) Родной IVC для сравнения.
Рисунок 5. Представитель изображения 2 недель после оперативного TEVG. А) Н & E (внутренний просвет), В) Harts (розовый = эластин), трехцветный С) Massion в (синий = коллаген), D) CD31 (коричневый = эндотелиальных клеток), Е) αSMA (коричневый = клетки гладкой мышцы), и F ) F4/80 (коричневый = макрофагов).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Модель мыши TEVG является ценным инструментом для изучения клеточных и молекулярных механизмов neotissue формирования и развития стеноза. Отобранный БМ-MNC было показано в обоих гистологических и SEM образов сеяных клеток на трансплантата 11. Эффективность посева клеток было также показано, с использованием анализа ДНК 7. Используя эту модель системы мы показали, что клетки посев снижает заболеваемость развития TEVG стеноза, который был основным путем отказа в нашем человеческом клиническом испытании 3. В отобранные клетки быстро исчез из TEVG, предполагая, что они проявляют свое действие через паракринного механизма 8,12. Было также показано, что образование neovessel является опосредованную иммунной системой регенеративный процесс, и что neovessel возникает из врастание сосудистых клеток (EC и SMC) из соседней стенке сосуда вдоль просвета поверхности строительных лесов. Более того, нормальная инфильтрацию макрофагов имеет важное значение для neotissue формирования сосудистой,но когда этот процесс является чрезмерным это приводит к развитию TEVG стеноза 7,8. Эти результаты показывают, актуальность этой модели мыши к болезни человека. В микрохирургические методы могут быть адаптированы к другим сосудистых применений, включая артериальных трансплантатов 13 и артерии в венозной фистулы.
Мы работаем более 1000 IVC вмешательство привитых имплантаций ежегодно, а уровень смертности составляет менее 1%. Для успешного трансплантата имплантации, есть несколько важных моментов, чтобы упомянуть.
Во-первых, для инъекций анестезия является предпочтительным для этой операции, поскольку необходимо, чтобы превратить мышь вокруг несколько раз в течение анастомоза. Эффект анестезии обычно длится около часа и все это время хирургии для квалифицированного микро хирурга составляет примерно 30-45 мин, что обеспечивает достаточно времени, чтобы завершить операцию. Если животное просыпается во время операции, 0,05-0,1 мл анестезии коктейль может быть введен внутримышечноциркулярно.
Во-вторых, большинство небольших ветвей аорты необходимо лигировали, чтобы предотвратить избыточную потерю крови при отделении НПВ и аорту из области живота. Также имейте в виду, чтобы не повредить IVC, когда она отделена от аорты.
В-третьих, когда трансплантат зашивали, первые два швы с обеих сторон являются наиболее важными шаги всего процесса. Когда они не помещены тщательно, трудно отделить передней и задней слои НПВ. Если слои четко не определены, есть больше шансов, чтобы случайно шов их вместе. В то время как ушивание IVC для трансплантата, важно, чтобы не более растянуть IVC, что может привести к разрыву. Также убедитесь, что не отрезать слишком много IVC заменить ту же длину трансплантата. Обычно примерно от 1 до 2 мм IVC была удалена, чтобы заменить 3 до 5 мм трансплантат из-за продольного натяжения нижней полой вены. Если же длина нижней полой вены удаляют, это делает anastoMOSIS чрезвычайно сложной.
В-четвертых, существуют значительные деформации напрягать вариации относительно образования TEVG и развития стеноза. Например, Unseeded мышей C57BL / 6 (дикого типа) показали гораздо более высокий уровень стеноза, чем SCID / BG мышей (иммунодефицитных мышей) 8,12. Кроме того, наш опыт, SCID мышей / BG намного проще в эксплуатации по сравнению с C57BL / 6 мышей в связи с его жесткой стенки 14 IVC. Имейте это в виду при работе над новым штаммом мышей.
Производство трансплантата, БМ-MNC сбор урожая, и посева клеток процессы прямо вперед, есть только несколько процессов, чтобы быть осведомлены о. Во-первых, для производства трансплантата, это очень важно, чтобы не "кучка" войлок в то время как подтолкнуть его, используя тупую иглу 18 G. Мы попытались различные методы, чтобы толкать вниз войлок к дистальному концу кончиков пипетки. Нажатие трансплантата с тупой иглой показал лучший результат, на сегодняшний день. ВнутреннийДиаметр тупой иглы немного больше, чем наружный диаметр иглы, что войлок, обернутой вокруг. Таким образом, чем меньше иглы может плотно вставляться в большей тупой иглы и войлок может впоследствии быть выдвинут вниз с равным количеством силы по всему периметру войлока, который предотвращает группировку войлока. Мы ранее отметил, что пучки трансплантаты показал низкую проходимость через 2 недели. Кроме того, очень важно, чтобы удалить все пузырьки, потому что пузырьки вызовет отверстия на поверхности лесов и крови будет течь через отверстие после имплантации. Во-вторых, когда кости отделены для БМ-MNC уборки, убедитесь, чтобы очистить кости как можно больше, чтобы они не включают в себя слишком много мышц или волосы. При необходимости, рекомендуется использовать сетчатый фильтр ткани перед процессом центрифугирования плотности.
Эта модель TEVG работал хорошо на венозного кровообращения, который является низкое давление и высокую система потока. Тем не менее, в артериального кровообращения,высокого давления и высокой Проточная система, мы наблюдали высокий уровень разрыва с PGA трансплантатов из-за его быстрого разложения характеристики. А это значит, трансплантат теряет прочность конструкции до neotissue получает достаточно сил, чтобы противостоять артериальное давление. Мы использовали полимолочной кислотой (НОАК) трансплантаты ранее, но показал высокую распространенность аневризмы. Также это занимает больше, чем 2 года, чтобы полностью деградировать PLA в естественных условиях, что более чем продолжительность жизни мышей. Для будущего применения в артериальных методов циркуляция производственных трансплантата, например, electrospun трансплантат находится в стадии разработки.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Авторы не имеют ничего раскрывать.
Acknowledgments
Эта работа была поддержана, в частности, за счет гранта от НИЗ (РВЫХ1 HL098228) в ЦКБ.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Polyglycolic acid (PGA) felt | Biomedical Structures | Custome ordered | |
| Pipet tip, 0.1-10 μl | Fisher Sientific | 02-707-456 | |
| Lyophilizer | Labconco | 7070020 | |
| RPMI medium 1604 | Gibco | 11875-093 | |
| Petri dish | BD | 353003 | |
| 24-well plate | Corning | 3526 | |
| 15 cc tube | BD | 352096 | |
| Ficoll | Sigma | 10831-100ml | Also called 'Histopaque' |
| DPBS | Gibco | 14190-144 | |
| Littauer bone cutter 4.5" Straight | Roboz | RS-8480 | For BM harvesting |
| Forceps 4.5" | Roboz | RS-8120 | For BM harvesting |
| Scissors 4.5" | Roboz | RS-5912 | For BM harvesting |
| Microscope | Leica | M80 | |
| C57BL/6J (H-2b), Female | Jackson Laboratories | 664 | 8-12 weeks |
| Ketamine hydrochloride injection | Hospira Inc. | NDC 0409-2053 | |
| Xylazine sterile solution | Akorn Inc. | NADA# 139-236 | |
| Ketoprofen | Fort Dodge Animal Health | NDC 0856-4396-01 | |
| Ibuprofen | PrecisionDose | NDC 68094-494-59 | |
| Heparin sodium | Sagent Pharmaceticals | NDC 25021-400 | |
| Saline solution (sterile 0.9% sodium chloride) | Hospira Inc. | NDC 0409-0138-22 | |
| 0.9% Sodium chloride injection | Hospira Inc. | NDC 0409-4888-10 | |
| Petrolatum ophthalmic ointment | Dechra Veterinary Products | NDC 17033-211-38 | |
| Iodine prep pads | Triad Disposables, Inc. | NDC 50730-3201-1 | |
| Alcohol prep pads | McKesson Corp. | NDC 68599-5805-1 | |
| Cotton tipped applicators | Fisher Scientific | 23-400-118 | |
| Fine scissor | FST | 14028-10 | |
| Micro-adson forcep | FST | 11018-12 | |
| Clamp applying forcep | FST | 00072-14 | |
| S&T Vascular clamp | FST | 00396-01 | |
| Spring scissors | FST | 15008-08 | |
| Colibri retractors | FST | 17000-04 | |
| Dumont #5 forcep | FST | 11251-20 | |
| Dumont #7 - fine forceps | FST | 11274-20 | |
| Dumont #5/45 forceps | FST | 11251-35 | |
| Tish needle holder/forceps | Micrins | MI1540 | |
| Black polyamide monofilament suture, 10-0 | AROSurgical Instruments Corporation | TI638402 | For suturing the graft |
| Black polyamide monofilament suture, 6-0 | AROSurgical Instruments | SN-1956 | For musculature and skin closure |
| Non-woven sponges | McKesson Corp. | 94442000 | |
| Absorbable hemostat | Ethicon | 1961 | |
| 1 ml Syringe | BD | 309659 | |
| 3 ml Syringe | BD | 309657 | |
| 10 ml Syringe | BD | 309604 | |
| 18 G 1.5 in, Needle | BD | 305190 | |
| 25 G 1 in, Needle | BD | 305125 | |
| 30 G 1 in, Needle | BD | 305106 | |
| Warm water recirculator | Gaymar | TP-700 | |
| Warming pad | Gaymar | TP-22G | |
| Trimmer | Wahl | 9854-500 |
References
- Heart Association, A. merican Heart Disease and Stroke Statistics—2012 Update. Circulation. 125, (2012).
- Shinoka, T., et al. Creation Of Viable Pulmonary Artery Autografts Through Tissue Engineering. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 115, 536-546 (1998).
- Hibino, N., et al. Late-term results of tissue-engineered vascular grafts in humans. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 139, 431-436 (2010).
- Shin'oka, T., et al. Midterm clinical result of tissue-engineered vascular autografts seeded with autologous bone marrow cells. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 129, 1330-1338 (2005).
- Brennan, M. P., et al. Tissue-engineered vascular grafts demonstrate evidence of growth and development when implanted in a juvenile animal model. Ann Surg. 248, 370-377 (2008).
- Roh, J. D., et al. Construction of an autologous tissue-engineered venous conduit from bone marrow-derived vascular cells: optimization of cell harvest and seeding techniques. Journal of Pediatric Surgery. 42, 198-202 (2007).
- Hibino, N., et al. Tissue-engineered vascular grafts form neovessels that arise from regeneration of the adjacent blood vessel. The FASEB Journal. 25, 2731-2739 (2011).
- Hibino, N., et al. A critical role for macrophages in neovessel formation and the development of stenosis in tissue-engineered vascular grafts. The FASEB Journal. 25, 4253-4263 (2011).
- Naito, Y., et al. Characterization of the Natural History of Extracellular Matrix Production in Tissue-Engineered Vascular Grafts during Neovessel Formation. Cells Tissues Organs. 195, 60-72 (2012).
- Naito, Y., et al. Beyond Burst Pressure: Initial Evaluation of the Natural History of the Biaxial Mechanical Properties of Tissue Engineered Vascular Grafts in the Venous Circulation Using a Murine Model. Tissue Eng. Part A. 20, (2013).
- Mirensky, T. L., et al. Tissue-engineered vascular grafts: does cell seeding matter. Journal of Pediatric Surgery. 45, 1299-1305 (2010).
- Roh, J. D., et al. Tissue-engineered vascular grafts transform into mature blood vessels via an inflammation-mediated process of vascular remodeling. Proceedings of the National Academy of Sciences. 107, 4669-4674 (2010).
- Mirensky, T. L., et al. Tissue-engineered arterial grafts: long-term results after implantation in a small animal model. Journal of Pediatric Surgery. 44, 1127-1133 (2009).
- Lee, Y. U., Naito, Y., Kurobe, H., Breuer, C. K., Humphrey, J. D. Biaxial mechanical properties of the inferior vena cava in C57BL/6 and CB-17 SCID/bg mice. Journal of Biomechanics. 46, 2277-2282 (2013).
