Abstract
Myokardit är en inflammation i hjärtmuskeln, men bara ~ 10% av de drabbade visar kliniska manifestationer av sjukdomen. För att studera de immuna händelser av myokardiala skador, olika musmodeller av myokardit har ofta använts. Denna studie omfattade experimentell autoimmun myokardit (EAM) framkallad med hjärt myosin tung kedja (Myhc)-α 334-352 i A / J möss; de drabbade djuren utvecklar lymfatisk myokardit men utan några uppenbara kliniska tecken. I den här modellen, att nyttan av magnetisk resonans mikroskopi (MRM) som en icke-invasiv modalitet bestämma hjärt strukturella och funktionella förändringar hos djur som vaccinerats med Myhc-α 334-352 visas. EAM och friska möss avbildades med användning av en 9,4 T (400 MHz) 89 mm vertikal kärna borrningen skanner utrustad med ett 4 cm millipede radiofrekvensavbildningssonden och 100 g / cm ^ trippelaxel gradienter. Hjärtat bilder förvärvades från bedövade djur med användning av en gradient-eko-baserade cine pulssekvens och animals övervakades av andning och pulsoximetri. Analysen visade en ökning av tjockleken av den ventrikulära väggen i EAM-möss, med en motsvarande minskning av den inre diametern av ventriklarna, när jämfört med friska möss. Data tyder på att morfologiska och funktionella förändringar i de inflammerade hjärtan kan vara icke-invasivt övervakas av MRM i levande djur. Sammanfattningsvis erbjuder MRM en fördel med att bedöma progression och regression av myokardiala skador i sjukdomar som orsakas av infektiösa medel, såväl som svar på behandlingar.
Introduction
Hjärtsvikt är den vanligaste orsaken till dödsfall, och myokardit är en dominerande orsak till hjärtsvikt hos unga tonåringar 1. De flesta patienter som drabbats med myokardit förblir asymtomatiska och sjukdomen spontant löst 2. Däremot kan 10-20% av de drabbade utvecklar kronisk sjukdom, som leder till dilaterad kardiomyopati (DCM) 3. Olika djurmodeller har utvecklats för att studera immun patogenesen av myokardit. Sjukdomen kan induceras i myokardit-mottagliga A / J och BALB / c-möss genom immunisering av djuren med cardiac myosin tunga kedjan (Myhc)-α eller dess immundominanta peptidfragment eller genom infektion med patogener som coxsackievirus B3 4-9. Denna studie handlar Myhc-α 334-352-inducerad myokardit i A / J-möss. Trots visar hjärt infiltrationer, de myokardit drabbade djur verkar kliniskt normal; Diagnosen bygger på histologisk utvärdering av hjärtan för inflammation 7and ekokardiografi 10.
Magnetisk resonanstomografi mikroskopi (MRM) är en vanligt förekommande metod för att få hjärt-avbildning med hög upplösning tredimensionella plan, vilket möjliggör utvärdering av funktionella detaljer till nivån för minut blodkärl (upp till 10 mikrometer i diameter), men denna nivå av upplösningsförmåga är inte kan uppnås med den rutin magnetisk resonanstomografi (MRT) förfarande, där är upplösningen vanligen erhålls upp till 1 mm 11-14. MRM erbjuder en fördel eftersom det tillåter förvärv av högupplösta bilder och även att härleda prestandaparametrar i början punkter sjukdomsprocess 14 tid. Kliniskt har MRM bildbehandling använts i stor utsträckning för att studera de funktionella parametrar för sjuka hjärta, lunga eller hjärna 15-17. I denna studie, är användningen av en MRM teknik som ett icke-invasivt verktyg för att fastställa hjärt-abnormalities i A / J-möss som drabbats av autoimmun myokardit visas. Specifikt tHan MRM avbildning möjliggör kvantifiering av funktionella parametrar som vänster kammare (LV) slutdiastoliska volym och ejektionsfraktion (EF) med rimlig precision 18. Definitionerna av respektive parametrar är: LV slutdiastoliska volym, volymen av blod i den vänstra ventrikeln vid slutet av diastolisk cykel och ejektionsfraktion, slagvolym / slutdiastoliska volymen. Dataanalys utförs med hjälp av fritt tillgänglig Segment programvara utvecklad för bearbetning av DICOM-kompatibel hjärt bilder förvärvats av magnetresonansbildläsare 19. Data visade en ökning av tjockleken hos LV vägg i myocarditic djur, vilket motsvarar en minskning av LV slutdiastoliska volym, slagvolym och ejektionsfraktion, som jämfört med dessa funktionella parametrar hos friska möss.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
ETIK ANALYS:
Alla djurförsök har utförts i enlighet med de riktlinjer för skötsel och användning av försöksdjur och godkänts av University of Nebraska-Lincoln, Lincoln, NE.
1. Induktion av Experimentell Autoimmun Myokardit
- Förbered peptidlösningen genom upplösning Myhc-α 334-352 i 1 x fosfatbuffrad koksaltlösning till en slutlig koncentration av 2 mg/1.5 ml.
- Förbered pertussistoxin (PT) genom att tillsätta 1 ml steril 1 x PBS till en flaska innehållande 50 pg av lyofiliserat PT för erhållande av en förrådskoncentration av 50 ng / | il. Tag 20 ul av lager i ett sterilt 1,5 ml rör och tillsätt 980 | il av steril 1 x PBS för erhållande av en arbetskoncentration av 1 ng / ul.
- Förbered komplett Freunds adjuvans (CFA) genom att tillsätta 40 mg av Mycobacterium tuberculosis H37Rv (MTB) extraktet till 10 ml CFA för att erhålla en slutlig koncentrationav 5 mg / ml.
- Förbered peptid-CFA-emulsion. OBS: För EAM induktion var peptid-CFA emulsion administreras i 150 pl innehållande 100 mikrogram av Myhc-α 334-352 per djur. Till exempel, för att vaccinera tio möss använder 1,5 ml peptid-CFA emulsion innehållande 1 mg Myhc-α 334-352.
- För att förbereda 1,5 ml emulsion, alikvot 750 l av Myhc-α 334-352 peptidlösning i ett 1,5 ml rör och CFA kompletterad med MTB i ytterligare 1,5 ml tub. Med hjälp av en 3 ml luer-lok sprutan, dra peptidlösningen först, följt av CFA / MTB extrakt.
- Sätt sprutan på ett 3-vägs kranen och anslut den andra utlopp kranen till en tom 3 ml spruta. Justera öppenheten hos kranen så peptid-CFA-blandningen strömmar från en spruta till den andra med tämligen bra motstånd.
- Blanda genom att trycka innehållet från en spruta till den andra upprepade gånger under ~ 1 min och sedan placera hela enheten på is i ~ 3 min. Upprepa dettaförfarande minst 10x.
- Bestäm konsistens av emulsionen genom att försiktigt placera en liten droppe på fortfarande vatten i en 100 ml glasbägare. Dropp förväntas inte att upplösas i vatten. Om den gör det fortsätter att blanda tills den önskade konsistensen uppnåtts.
- Överför innehållet i emulsion från 3 ml sprutor i 1 ml luer-lok sprutor genom att ersätta en av de två 3-ml sprutor anslutna till kranen med 1 ml-spruta, och bifoga en 27 ½ G nål till 1 ml sprutan.
- Injicera 150 pl av peptid-CFA-emulsion i delade doser subkutant i de två inguinal regioner i sex till åtta veckor gamla tik A / J-möss (~ 75 l vardera).
- Administrera 100 pl PT fjädring (100 ng) intraperitonealt till varje djur på dag 0 och dag 2 efter immunisering.
- Upprepa immuniseringsförfarandet på dag 7 genom att administrera 150 l av peptid-CFA-emulsion i uppdelade doser subkutant i vardera sidan av tHan bröstben (~ 75 l vardera). Bered denna emulsion färska som ovan. Då, på dag 21, utsätta djuren till MRM bildbehandling, se steg 3.
2. Djurhantering
- Placera varje mus i en anestesiinduktionskammare innehållande 2% isofluran-luftblandning med en värmedyna placerad undertill för att hålla värmen, och överföra djuret till en speciellt utformad djurhållaren (Figur 1).
- Immobilisera djuret i liggande ställning på djuret hållaren så dess nos passar in i noskonen för att upprätthålla anestesi (Figur 1). Fäst huvudet av musen med en bit-bar fäst framtänderna på musen.
- Sätt på luftblåsningsvärmare med sin utloppsslang in i skannerns vertikalt hål för att upprätthålla djurets kroppstemperaturen under experimentet.
- Upprätthålla anestesi vid 0,5 till 2% isofluran med en flödeshastighet av 2 ml / min under hela bildsession. Bekräftabedövning med hjälp av tå nypa metoden, ingen rörelse väntat.
- Inrätta en pneumatisk kudde sensor, mus svans / fotled fiberoptisk pulsoximetersensorn, och rektal temperaturgivare för att övervaka andning, hjärtfrekvens och kroppstemperatur, respektive (figur 1). Anm: hjärtgating utförs genom pulsoximetri, som tillåter icke-invasiv övervakning av arteriell syremättnad i blod. Pulsoximetersensorn bör fästas på vänster fotled, och foten ska säkras med en trådslinga och tejpade för att hålla ankeln i sensorn. MRM avbildning åstadkommes genom grindning av den andning och hjärtsignaler, utan användning av några kontrastmedel.
3. Image Acquisition
- Efter framställning av det djur (Figur 1), placera musen i mitten av MRM scanner med hjärtat placerad i centrum av synfältet (FOV), där magnetfältets homogenitet är maximal. OBS: En bred-borrning(89 mm) 9,4 T vertikal borrning magnet utrustad med trippelaxel gradienter av 100 G / cm och 4 cm radiofrekvent (RF) imaging spole är att användas för att få högupplösta tredimensionella (3D) bilder. OBS: Se till att icke-magnetiska leveranser vid användning av en magnetkamera.
- Kör bildgränssnittet och välj "Ny studie" från menyn "studiealternativ". Skriv "mtune" på kommandofältet och köra den för att dra upp "Tune GUI". Välj sedan "Start Probe Tune" och klicka på "Autoscale" knappen. Den Tune GUI ändras för att visa RFsignal. Använd fjärr tune / match knoppar vid slutet av spolen för avstämning av RF-spolen till protonresonansfrekvens (400 MHz). I "Start" fliken går du till "Prescan" för att köra kalibreringen frekvens och kraft genom att klicka på de tillhörande knapparna. Hit XYZ (snabb) på "Shim" fliken "Study"-fliken för att dra upp mellanlägg sidan.Gå till shim sida väljer alla iterationer, och slå shim för att utföra automatisk mellanlägg.
- Välj en scout sekvens från "Study" fliken i bild gränssnitt för att lokalisera musen hjärta. På "Acquire" fliken ändra FOV till 35 mm 2 och hålla maskinens standardinställningar. Klicka på Start för att köra sekvensen; justera positionen för djuret hållaren om hjärtat inte är i centrum av FOV, retune RF-spole och få scout bilderna igen.
- Klicka på "GEMS" sekvens-knappen på "Study" fliken ange sedan förvärvet parametrar på motsvarande "Acquire"-fliken för att erhålla två rätvinkliga plan längs den korta axeln och lång axel hjärtat 20,21. OBS: Typiska förvärvs parametrar för en gradient-eko scan är: snittjocklek, 1 mm; repetitionstiden (TR), 200 ms; echo tid (TE), 2.67 ms (minimum); flip-vinkel, 25 °; planparallell matrisstorlek, 128 x 128; FOV, 22 mm2; antal förvärv, 4; och en ungefärlig förvärvstid för 1 min och 30 sek.
- På "Adv" fliken väljer du "CINE" sekvens för att samla in pulsoximetri-gated kortaxel cine MR-bilder för att mäta LV anatomiska och funktionella parametrar. Justera positionen och vinkeln på avbildnings skivor baserade på den långa axeln av hjärtat med musen svävar och dra. Ange följande imaging parametrar på "Acquire"-fliken för att få lutning eko cine sekvens: TR, 500 ms; TE, 5 msek; FOV, 22 mm 2; förvärvs matris, 256 x 256; snittjocklek, 1 mm; antal förvärv, 8; antalet ramar, 6; och en förvärvstiden för ~ 17 min. Klicka på start för att börja förvärvet.
- Konvertera de förvärvade bilder till DICOM-format med hjälp av "I / O"-fliken i bildbehandlingsprogram och överföra motsvarande filer till datacentret för bearbetning.
- I slutet av avbildning förfarande, alltow mössen återhämta sig från anestesi inom de filter-top-burar. Lämna inte mössen utan uppsikt tills de återfår tillräcklig medvetenhet för att upprätthålla sternala VILA och hålla dem för fortsatta studier efter behov.
4. Dataanalys av Hjärt Magnetic Resonance mikroskopi Imaging
- Använd Segment mjukvara för att analysera de anatomiska och funktionella parametrar av LV 19. Genom att ladda DICOM-format cine bilder i programvaran med "Open Image File (s)" undermeny i menyn "Arkiv". På GUI väljer du "MRGE" som bildteknik, "Cine" som bildtypen och "kort-axliga mellankammar" som bild vyplanet.
- Ange vilka tidsramar som skall användas för slut diastole och slut-systole genom "Set Current Tidsram att slutdiastoliska" och "Set Current Tidsram till slut systole" undermenyer i menyn "Redigera" respektive.
- Klicka först på "LV" kommandoknappen och sedan på "ENDO" och "EPI" kommandoknappar på nedre högra panelen för att dra vänster kammare endokardium och epikardiet manuellt respektive. Ta papillarmusklerna genom att träffa du motsvarande kommando för att öka noggrannheten i beräkningarna.
- Läs kvantifierade LV parametrar som diastolisk volym, slagvolym, slagvolym och ejektionsfraktion på den övre högra panelen. Klicka på "Övrigt" kommandoknappen och sedan på "Measurement Caliper" kommandoknappen för att mäta LV parametrar som väggtjocklek, och kammardiameter 22.
- Klicka på "Spara Både Bild Stacks och segmentering" undermeny i menyn "File" för att spara bilderna, inklusive segmenteringar, i "matta." Format för att upparbeta bilderna efter behov.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
I den här rapporten, är nyttan av MRM-tekniken som en icke-invasiv modalitet för att bestämma de strukturella och funktionella förändringar i hjärtat hos djur som var EAM visas. Myokardit inducerades i A / J-möss genom immunisering av djuren med Myhc-α 334-352 i CFA 7, och djuren utsattes för MRM-experiment på dag 21 efter immunisering. MRM avbildning utfördes på levande djur i isoflurananestesi vid 9,4 T (400 MHz för protoner) med hjälp av en 89 mm vertikal borrning magnet utrustad med trippelaxel gradienter (maximal styrka 100 G / cm). En scout bild förvärvades för att lokalisera och placera hjärt musen i mitten av FOV, följt av axiella bilder för att få lång axel 4-kammar vy. Den vinkel med vilken hjärtat avbildades för två-kammarvisningen visas i fig. 2A. Hjärt bilder förvärvades med hjälp av en 4 cm Millipede RF imaging sond med en gradient-eko-baserade cine pulssekvens. Hjärtfunktionen åtgärurements (imaging: LV väggtjocklek, output: LV slutdiastoliska volym och ejektionsfraktion) analyserades med hjälp Segment programvara. Brister i hjärtan av EAM-påverkade möss framgår av ökad LV tjocklek med cirka 1,5 gånger (p = 0,018) (Figur 2B och tabell 1), med motsvarande minskning av LV slutdiastoliska volym [18,0 ± 4,2 l vs . 37,5 ± 3,5 l, Figur 2C (i); p = 0,002] och ejektionsfraktion [49,4 ± 2,3% vs 71,5 ± 6,0%, p = 0,00066, Figur 2C (ii)] jämfört med friska möss. Som väntat, histologisk utvärdering av hjärtan från myocarditic, men inte frisk, möss visade multifokala lymfocyter infiltrerar, som vi har visat tidigare 7, figur 2D). Data tyder på att morfologiska och funktionella förändringar i inflammerade hjärtan kan vara icke-invasivt övervakas av MRM in levande djur.
Figur 1. Förberedelse och placering av sond Animal för förvärv av MRM bilder musen hjärta. För att hämta bilder från hjärtat, är den sövda musen placeras i djurhållaren särskilt utformad för MRM avbildning och ansluten till luftblåsningsvärmare för att hålla kroppstemperatur. Under kontinuerlig anestesi, är djuret immobiliseras i liggande ställning. En pneumatisk kudde, fiberoptisk oximetry givare och temperaturgivare har inrättats för att övervaka andning, puls och kroppstemperatur, respektive, till MRM förvärv av hjärtbilder är klar. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 2. MRM avbildning av möss som drabbats med autoimmun myokardit avslöjar hjärtfel. Myokardit inducerades i A / J-möss genom att immunisera djur med Myhc-α 334-352 i CFA. Djuren utsattes för MRM avbildning på dag 21 efter immunisering för att utvärdera hjärtfel. (A) Placering av MRM skivning. Vinkeln där hjärtat var skivas för bildtagning visas. (B) MRM avbildning. Kort-axliga skivor hjärta fångades med hjälp av eko-baserade cine pulssekvens i åtta tidsramar med en TR 500 msek (TE, 5 ms, flip vinkel, 20 °, antal förvärv, 4, förvärv matris, 256 x 256) .. [pilar: LV väggtjocklek] (C) Hjärt utgång Hjärtminutvolymen mättes baserat på (i) LV slutdiastoliska volym och (ii) ejektionsfraktion i friska och myocarditic möss usjunger kvantitativ medicinsk bildanalys med Segments programvara. Medelvärde SEM-värdena för en grupp av möss visas (n = 2-5 per grupp). (D) Histologi. Hjärtan från ovanstående behandlingsgrupperna utvärderades med avseende på inflammation genom hematoxylin och eosin-färgning. Cirklar:. Multifokala lymfocytiska infiltrationer Klicka här för att se en större version av denna siffra.
| Djur | Healthy (n = 3) | EAM (n = 5) |
| Mus 1 | 1,03 | 1,48 |
| Mouse 2 | 1,3 | 1,59 |
| Mus 3 | 0,94 | 1,44 |
| Mus 4 | 2,11 | |
| Mus 5 | 1,92 | |
| Medelvärde ± SEM | 1,71 ± 0,1 |
Tabell 1. Jämförelse av vänster kammare (LV) väggtjocklek mellan friska och experimentell autoimmun myokardit (EAM) möss. Tre friska och fem EAM-inducerade möss utsattes för magnetisk resonans mikroskopi (MRM) avbildning på dag 21 efter immunisering. Efter att ha förvärvat de hjärtbilder från MRM, var tjockleken på LV vägg mätt med Segment programvara som beskrivs i protokollet. De värden som visas i tabellen representerar LV väggtjocklek i mm.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Denna studie beskriver MRM förfarandet och dess användbarhet som en icke-invasiv verktyg för att ta reda på hjärtfel hos möss som drabbats med autoimmun myokardit. Eftersom de histologiska funktionerna i EAM likna postinfectious myokardit hos människor, är musmodeller vanligen för att avgränsa de immunmekanismer för hjärtskador 23-25. Men de djur som var myokardit verkar kliniskt normala, och diagnosen ställs utifrån histologi vid slutet av experiment 7. Djuren brukar offras på dag 21 efter immunisering. Att bedöma sjukdomsprocessen på detta sätt vid enstaka tidpunkter gränser användning av dessa modeller, speciellt inom läkemedelsforskning, där övervakning av sjukdomsprogression som svar på behandling är ett viktigt krav.
För att utröna hjärtfel i levande djur, är bra användning av icke-invasiva metoder som MRM. MRM teknik som beskrivs härger en fördel att erhålla de strukturella och funktionella egenskaper hos hjärtan utan behovet av att använda kontrastmedel. Dock kräver denna teknik förvärv av högupplösta 3D anatomiska bilder i starka magnetfält. Ändå, när bilder förvärvas, funktionella parametrar såsom LV end-diastoliska volymer och utskjutning del kan analyseras senare med hjälp av kommersiellt tillgängliga program, utan att ytterligare montera MRM apparaten. Såsom visas i figur 2, MRM undersökning av djur som immuniserats med Myhc-α 334-352 avslöjade LV väggtjocklek att vara större än hos friska möss (figur 2B), med en motsvarande minskning av funktionella utgångar (LV slutdiastoliska volymer och utskjutning del , fig. 2C). Som väntat, hjärtan från immuniserade, men inte frisk, hade djuren inflammatoriska infiltrat (figur 2D). Således resultaten från MRM teknik och histologi corroborate varandra.
Trots att få reproducerbara resultat av MRM, måste åtgärdas följande tre faktorer. (A) Djuren bör placeras i MRM scannern så att hjärtan är placerade i mitten av magneten för att utsätta dem för det magnetiska fältet med maximal homogenitet. (B) Förslag artefakt är ett bekymmer i levande djurförsök. För att minska oskärpa på grund av andning och hjärtrörelser, var pulsoximetri och respiration används till gate MRM förvärvs-det vill säga att skaffa separata bildsignaler vid specifika tidpunkter inom respiratoriska och hjärtcykler-som krävs för användandet av ett djurövervakningssystem . (C) Förvärv av högupplösta 3D hjärt bilder är ett viktigt krav för att möjliggöra detaljerad analys av hjärtfel. För att få bilder i alla tre dimensioner, och att öka signal-till-brus-förhållande är det viktigt att utforma känsligare avbildning spolar specifika för MRM som tillåter noggrann och comkomplett fånga bilder i starka magnetfält i en kort axelorientering inom djur skannrar.
Sammanfattningsvis är utvecklingen av ett MRM teknik för att utvärdera hjärtfel i levande djur utmanande. Detta gäller särskilt för möss, på grund av deras mindre hjärtstorlekar (~ 1/2, 000 massan av ett mänskligt hjärta) och högre hjärtfrekvenser (~ 600 slag per minut) jämfört med människor 26. Ändå, en gång utvecklats och validerats, MRM teknik kan användas för att jämföra de anatomiska och funktionella förändringar av hjärtan mellan friska och sjuka djur. Således kunde MRM tekniken fungera som en värdefull, icke-invasiv verktyg för att bedöma den longitudinella utvecklingen av inflammatoriska hjärt sjukdomar relaterade till både akuta och kroniska karaktär sjukdomsprocessen, och efter patientens svar på behandlingar i levande djur.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Myhc-a 334-352 (DSAFDVLSFTAEEKAGVYK) | Neopeptide, Cambridge, MA | Store at 4 °C | |
| CFA | Sigma Aldrich, St Louis, MO | 5881 | Store at 4 °C |
| MTB H37Rv extract | Difco Laboratories, Detroit, MI | 231141 | Store at 4 °C |
| PT | List Biologicals Laboratories, Campbell, CA | 181 | Store at 4 °C |
| 1x PBS | Corning, Manassas, VA | 21-040-CV | Store at 4 °C |
| Isoflurane | Piramal Healthcare, Mumbai, India | NDC66794-013-25 | |
| Female A/J mice | Jackson Laboratories, Bar Harbor, ME | 646 | |
| Luer-lok sterile 1 ml syrringe | BD, Franklin Lakes, NJ | 309628 | |
| Luer-lok sterile 3 ml syrringe | BD, Franklin Lakes, NJ | 309657 | |
| Sterile needle, 18 G | BD, Franklin Lakes, NJ | 305195 | |
| Sterile needle, 27 1/2 G | BD, Franklin Lakes, NJ | 305109 | |
| 3-way stopcock | Smiths Medical ASD, Inc. Dublin, OH | MX5311L | |
| Kerlix gauze bandage rolls | Covidien, Mansfield, MA | 6720 | |
| Kimwipes | Kimberly-Clark Professional, Roswell, GA | 34155 | |
| Protouch Stockinette | Medline Industries, Mundelein, IL | 30-1001 | |
| Sterile surgical scissors and forceps | INOX tool Corporation | ||
| Micro oven | GE Healthcare, | ||
| ThermiPAQ hot and cold therapy system | Theramics Corporation, Springfield, IL | ||
| Reptile heating lamp | Energy Savers Unlimited, Inc. Carson, CA | ||
| 3M Transpore tapes | Target Corporation, MN | ||
| Up and Up Polymyxin B sulfate/Bacitracin/Neomycin sulfate antibiotic ointment | Target Corporation, MN | ||
| North Safety DeciDamp-2PVC foam ear plugs | North Safety Products, Smithfield, RI | ||
| Cotton tipped applicator, 6’’ wooden stem | Jorgensen Laboratories, Inc. Loveland, CO | ||
| Anesthesia induction chamber | Summit Anesthesia Solutions, Ann Harbor, MI | ||
| Summit Anesthesia Support system for regulating flow of anesthesia | Summit Anesthesia Solutions, Ann Harbor, MI | ||
| Specially designed animal holder | Agilent Technologies, Santa Clara, CA | ||
| Bickford Omnicon F/Air anesthesia gas filter unit | A.M. Bickford, Inc. Wales Center, NY | ||
| Pulse-oximeter module, MR compatible small animal monitoring and gating system | Small Animal Instruments, Inc. Stony Brook, NY | ||
| Oxygen cylinder | Matheson-Tri Gas, North-Central Zone, Lincoln, NE | ||
| Gas regulator | Western Medica, West Lake, OH | ||
| Signal breaking module, MR compatible small animal monitoring and gating system | Small Animal Instruments, Inc. Stony Brook, NY | ||
| 9.4 T (400 MHz) 89 mm vertical core bore MR scanner | Agilent Technologies, Santa Clara, CA | ||
| 4 cm millipede micro-imaging RF coil | Agilent Technologies, Santa Clara, CA | ||
| SAM PC monitor | Small Animal Instruments, Inc. Stony Brook, NY | ||
| Quantitative Medical Image analysis software | http://segment.heiberg.se; Segment v1.8 R1430, Medviso, Oresunds region, Sweden | ||
| Matlab software | The Mathworks, Inc. Natick, MA | ||
| Computer-Unix operating system |
References
- Heidenreich, P. A., et al. Forecasting the future of cardiovascular disease in the United States: a policy statement from the American Heart Association. Circulation. 123 (8), 933-944 (2011).
- Fujinami, R. S., et al. Molecular mimicry, bystander activation, or viral persistence: infections and autoimmune disease. Clin Microbiol Rev. 19 (1), 80-94 (2006).
- Cihakova, D., Rose, N. R. Pathogenesis of myocarditis and dilated cardiomyopathy. Adv Immunol. 99, 95-114 (2008).
- Donermeyer, D. L., et al. Myocarditis-inducing epitope of myosin binds constitutively and stably to I-Ak on antigen-presenting cells in the heart. J Exp Med. 182 (5), 1291-1300 (1995).
- Gangaplara, A., et al. Coxsackievirus B3 infection leads to the generation of cardiac myosin heavy chain-alpha-reactive CD4 T cells in A/J mice. Clin Immunol. 144 (3), 237-249 (2012).
- Huber, S. A., Lodge, P. A. Coxsackievirus B-3 myocarditis in Balb/c mice. Evidence for autoimmunity to myocyte antigens. Am J Pathol. 116 (1), 21-29 (1984).
- Massilamany, C., et al. Identification of novel mimicry epitopes for cardiac myosin heavy chain-alpha that induce autoimmune myocarditis in A/J mice. Cell Immunol. 271, 438-449 (2011).
- Pummerer, C. L., et al. Identification of cardiac myosin peptides capable of inducing autoimmune myocarditis in BALB/c mice. J Clin Invest. 97 (9), 2057-2062 (1996).
- Rose, N. R., Hill, S. L. The pathogenesis of postinfectious myocarditis. Clin Immunol Immunopathol. 80, (1996).
- Saraste, A., et al. Coronary flow reserve and heart failure in experimental coxsackievirus myocarditis. A transthoracic Doppler echocardiography study. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 291, (2006).
- Altes, T. A., et al. Hyperpolarized 3He MR lung ventilation imaging in asthmatics: preliminary findings. J Magn Reson Imaging. 13 (3), 378-384 (2001).
- Driehuys, B., et al. Small animal imaging with magnetic resonance microscopy. ILAR J. 49 (1), 35-53 (2008).
- Smith, B. R. Magnetic resonance microscopy with cardiovascular applications. Trends Cardiovasc Med. 6 (8), 247-254 (1996).
- Potter, K. Magnetic resonance microscopy approaches to molecular imaging: sensitivity vs specificity. J Cell Biochem Suppl. 39, 147-153 (2002).
- Benveniste, H., Blackband, S. MR microscopy and high resolution small animal MRI: applications in neuroscience research. Prog Neurobiol. 67, 393-420 (2002).
- Epstein, F. H., et al. MR tagging early after myocardial infarction in mice demonstrates contractile dysfunction in adjacent and remote regions. Magn Reson Med. 48 (2), 399-403 (2002).
- Gewalt, S. L., et al. MR microscopy of the rat lung using projection reconstruction. Magn Reson Med. 29 (1), 99-106 (1993).
- Kern, M. J. The cardiac catheterization handbook., Edn 5th. , (2011).
- Heiberg, E., et al. Design and validation of Segment--freely available software for cardiovascular image analysis. BMC Med Imaging. 10, (2010).
- Cranney, G. B., et al. Left ventricular volume measurement using cardiac axis nuclear magnetic resonance imaging. Validation by calibrated ventricular angiography. Circulation. 82 (1), 154-163 (1990).
- Hiba, B., et al. Cardiac and respiratory double self-gated cine MRI in the mouse at 7 T. Magn Reson Med. 55 (3), 506-513 (2006).
- Bryant, D., et al. Cardiac failure in transgenic mice with myocardial expression of tumor necrosis factor-alpha. Circulation. 97 (14), 1375-1381 (1998).
- Neu, N., et al. Cardiac myosin-induced myocarditis as a model of postinfectious autoimmunity. Eur Heart J. 12 Suppl D, 117-120 (1991).
- Neumann, D. A., et al. Induction of multiple heart autoantibodies in mice with coxsackievirus B3- and cardiac myosin-induced autoimmune myocarditis. J Immunol. 152 (1), 343-350 (1994).
- Rose, N. R., et al. Postinfectious autoimmunity: two distinct phases of coxsackievirus B3-induced myocarditis. Ann N Y Acad Sci. 475, 146-156 (1986).
- Farmer, J. B., Levy, G. P. A simple method for recording the electrocardiogram and heart rate from conscious animals. Br J Pharmacol Chemother. 32 (1), 193-200 (1968).
