Summary
Invasão de células do cancro do ovário no revestimento mesotelial do peritoneu é um processo dinâmico ao longo do tempo. Utilizando um analisador de tempo real, a capacidade invasiva das células de câncer de ovário em uma célula modelo de co-cultura esferóide-mesoteliais podem ser quantificados durante períodos de tempo prolongados, fornecendo insights sobre os fatores que regulam o processo metastático.
Abstract
Cancros do ovário metástase derramando no líquido peritoneal e dispersando aos locais distais dentro do peritônio. Culturas em monocamada não modelar de forma precisa o comportamento de células cancerosas no interior de um ambiente não-aderente, tal como as células cancerosas agregar inerentemente em estruturas multicelulares que contribuem para o processo metastático por anexação e invadir o revestimento peritoneal para formar tumores secundários. Para modelar esta importante etapa da metástase do cancro do ovário, os agregados multicelulares, ou esferóides, podem ser gerados a partir de linhagens de células de câncer de ovário estabelecidos mantidos em condições não-aderentes. Para simular o microambiente peritoneal encontrado por células de tumor in vivo, num modelo de co-cultura esferóide-mesotelial foi estabelecido em que pré-formado esferóides são colocadas no topo de uma monocamada de células de mesotélio humano, formado ao longo de uma barreira de matriz extracelular. Métodos foram então desenvolvidos utilizando um analisador de células em tempo real para conduzir verdadeiro quantitativaAs medições do tempo da capacidade invasiva de diferentes linhas de células de cancro do ovário, desenvolvidos como esferóides. Esta abordagem permite a medição contínua da invasão por longos períodos de tempo, o que tem várias vantagens sobre os ensaios de ponto final tradicionais e análises em tempo real da imagem de microscopia mais laborioso. Em suma, este método permite uma rápida, a determinação de fatores que regulam as interações entre células de câncer de ovário esferóides invasores através mesoteliais e matriz barreiras ao longo do tempo.
Introduction
O câncer de ovário tem a maior taxa de mortalidade de todos os cânceres ginecológicos 1. No mundo, há ~ 230.000 casos e mais de 100.000 mortes em decorrência da doença a cada ano 1. (> 75%) A maioria dos pacientes são diagnosticados depois que o câncer já tem metástase, quando o tratamento é ainda mais complicada pelo aumento da resistência à quimioterapia eo prognóstico é pobre 2. Pacientes com estadio III-IV doença metastática têm taxas de sobrevida em 5 anos de apenas 30-40% 3. Assim, existe uma necessidade urgente para uma melhor compreensão dos comportamentos celulares subjacentes a metástase do cancro de ovário, a fim de tratar eficazmente a doença avançada.
O atual modelo de metástase do câncer de ovário propõe várias etapas no processo metastático, cada uma das quais ocorre em um microambiente distinta que impactos no comportamento do tumor. Metástase de células de câncer de ovário, inicialmente, são derramadas a partir do local do tumor primário e sobreviver em um nonadherestado ent dentro do fluido peritoneal como células individuais ou estruturas multicelulares tridimensionais, denominado agregados multicelulares ou esferóides 2,4,5. As células que não fazem esferóides em suspensão são mais suscetíveis a anoikis 2,4,5. Spheroids também apresentam maior resistência a quimioterápicos, contribuindo para a doença residual e recorrência posterior da 2,4,5 câncer. Um segundo passo crítico na metástase do câncer de ovário é a transição de agregados a partir de aglomerados de livre flutuação de tumores secundários estabelecidos dentro da parede peritoneal e omento 5,6. Interacções célula-célula e célula-substrato foram implicados na formação de agregados, a sobrevivência e a adesão à matriz extracelular (ECM) produzida pelo revestimento mesotelial do peritoneu 4-11. Até ao momento, estes processos não são bem entendidos.
Para definir os mecanismos envolvidos na disseminação dos cânceres de ovário, esferóides podem ser generated a partir de linhas celulares de cancro estabelecidas utilizando métodos de cultura de não-aderentes, a manutenção de células em suspensão, quer por adição de metilcelulose a meio de cultura 12,13 ou por cultura de células em placas de menor fixação 2,14. Quando cultivadas desta maneira, as células de cancro do ovário montar em agregados multicelulares ou esferóides, que exibem propriedades celulares, moleculares e bioquímicas semelhantes às de agregados tumorais encontradas in vivo 2,14. Após a formação, esferóides pode ser subsequentemente recolhido do meio não-aderentes e replaqueadas para uma variedade de superfícies sólidas para estudos funcionais. Isto representa um avanço sobre os ensaios em cultura em monocamada, que não modelar de forma precisa o comportamento de células de cancro do ovário metastizados dentro de um ambiente não-aderentes, tais como o fluido intraperitoneal.
A capacidade invasiva de esferóides de câncer pode ser avaliado em ensaios de terminais tradicionais em câmaras de Boyden 2 15,16; No entanto, a análise de dados de intervalo de tempo é demorada e pode ser subjectiva. Aqui, um método rápido, quantitativo para avaliar os comportamentos invasivos de esferóides de câncer de ovário em tempo real é descrito. Em primeiro lugar, um modelo de célula esferóide-mesoteliais foi estabelecido que representa o estágio da metástase do câncer de ovário quando esferóides multicelulares juntar-se e invadir o revestimento peritoneal para formar tumores secundários. Em seguida, a metodologia para um analisador de tempo real celular (RTCA, ver a tabela de Materiais para detalhes da empresa) foi adaptado para realizar medições em tempo real quantitativos da capacidade invasiva de diferentes linhas de células de cancro do ovário, desenvolvidos como esferóides e testados neste modelo.
No RTCA emtrumento, as respostas celulares são monitorados continuamente ao longo do curso de um ensaio, sem a necessidade de etiquetas exógenos, medindo as alterações na impedância eléctrica. As placas de cultura especialmente concebidos para ter microeléctrodos revestido de ouro localizado debaixo de uma membrana microporosa na interface entre as câmaras superior e inferior de um 2 câmaras poço (placas "CIM"). A localização dos eletrodos na Câmara permite a medição das mudanças na impedância elétrica como células invadir através de um ECM ou ECM / barreira celular. A interface da membrana entre as duas câmaras de cada poço de placa CIM é primeiramente revestida com o componente de interesse de ECM. No sistema modelo de célula-esferóide mesotelial, a interface é revestido com uma camada de Matrigel (veja a tabela de Materiais para detalhes da empresa), para imitar o ECM complexo subjacente ao revestimento mesotelial do peritoneu, seguido de uma monocamada confluente de mesotélio humano ' das células-alvo. Finalmente, pré-formados esferóides de câncer de ovário são added. Células esferóides câncer de ovário devem invadir ativamente através da camada de células-alvo e matriz para alcançar a câmara inferior e alterar as leituras de impedância elétrica. As células alvo na sua própria também são avaliados para garantir que eles não invadem através da camada de matriz e são adequados para utilização neste ensaio.
Protocol
1. Preparação de células, Mídia e Reagentes
- Preparação do Meio contendo metilcelulose
- Dissolve-se 1,5 g de metil-celulose em 100 ml de Meio Eagle Modificado de Dulbecco estéril (DMEM) (sem aditivos) num frasco de 250 ml.
- Aquece-se a solução em baixo no forno de microondas durante 5 min; tomar cuidado para evitar a ferver.
- Uma vez que o pó de metilcelulose é semi-dissolvido, adicione um agitador magnético limpa e mídia para levar o volume para 125 ml.
- Misturar, invertido, e agita-se à temperatura ambiente durante 1,5 horas, seguindo-se agitação a 4 ° C durante a noite.
- Dividir a solução igualmente em quatro tubos de 50 ml e centrifugar durante 1,5 horas a 2300 x g.
- Recolher o sobrenadante claro, altamente viscoso (cerca de 90-95% das ações), alíquota em estéreis tubos de 50 ml, e armazenar a 4 ° C por até 3 meses.
- Cultura e marcação de células
- Manter as linhas de células de câncer de ovário em monocamada em um tiincubadora de cultura ssue a 37 ° C, 5% de CO 2 em meio de crescimento apropriado (DMEM para as células KGN 17 e MCBD110: M199 para as linhas de células e OVCA429 OVCA433 18) suplementado com 10% de soro fetal bovino (FBS), 2 mM de L -glutamina, e 1% de penicilina-estreptomicina.
- Manter as células mesoteliais humanas LP9 em M199: Hams meio F12 contendo 15% de FBS, 10 ng / ml de factor de crescimento epidérmico (EGF) e 400 ng / ml de hidrocortisona, numa incubadora a 37 ° C, 5% de CO 2.
- Células semente no tamanho desejado frasco e crescer para cerca de 75% de confluência. Células colheita por tripsinização utilizando 0,05% de tripsina / EDTA, rotação em 186 xg durante 5 min, e lave o peletizado de células duas vezes com PBS.
- Contagem de células utilizando um hemocitómetro.
- Opcional fluorescente método de marcação celular
- Ressuspender as células cancerosas, a uma concentração final de 1 x 10 6 células / ml em 1 ml de pré-aquecido PBS/0.1% de BSA.
- Adicione 2 mL de 5 mM estoque celular Trsolução CSFE ace (ou outro marcador de células preferida, que é mantida a longo prazo) de células a uma concentração final de 10 uM e incubar a 37 ° C durante 10-15 minutos em banho-maria.
- Extingue-se a reacção com 1 ml de gelo meio frio contendo FBS a 10% e novamente por centrifugação. Ressuspender em 10 ml de meio de crescimento pré-aquecido adequado (ver passo 1.2.1).
- Células de sementeira em um 2 frasco com tampa de filtro de 75 cm e a cultura a 37 ° C, 5% de CO 2.
- Verificar as células sob um microscópio de fluorescência para verificar que o nível de marcação de fluorescência é adequado para detecção. Uma vez que células atingem aproximadamente 75% de confluência, colheita e contar como nos passos 1.2.3 e 1.2.4 acima.
2. Geração de esferóides em Metilcelulose
- Calcule o volume de células de câncer de ovário a partir da Secção 1 necessárias para a geração de esferóide (um total de 300.000 células são necessárias para cada full 96 poços experimento placa). Nãote: se utilizando diferentes linhas de células do que aqui apresentado, as densidades celulares para a produção de esferóide uniforme pode ter de ser optimizada para cada linha.
- Para calcular a diluição das células em meio de metilcelulose, em primeiro lugar, subtrair o volume de células necessário (passo 2.1) a partir de 15 ml.
- Adicionar 3 ml da solução de metilcelulose (para fazer 20% de metilcelulose final) a um volume de meio de cultura apropriado para cada linha celular, igual a 15 ml, menos o volume da célula e misturar bem por inversão suave.
- Adicionar 300.000 células para o meio contendo metilcelulose e bem misturados por inversão suave.
- Pipete 150 pi da mistura de células / metilcelulose / média (para um total de 3.000 células / poço) a cada poço de uma placa de cultura de 96 poços de fundo côncavo e cultura a 37 ° C, 5% de CO 2 durante 1-4 dias ou até formar esferóides uniformes (1 esferóide / poço é tipicamente observado).
3. RTCA celulares Invasão Ensaios
NÃOTE: As leituras de impedância são expressos como Índice de célula (Cl), um parâmetro adimensional que é uma mudança relativa da impedância celular medida que representa o estado da célula. Para análise, os dados de importação em uma planilha, como o Microsoft Excel.
- Preparação Placa
- Trabalhando em grupos de quatro poços ao mesmo tempo, adicionar 50 ul de matriz (diluídas a 1:10 em meio de cultura livre de soro) para cada poço da câmara superior de uma placa de 16 poços RTCA CIM para assegurar que a área total da superfície está coberta . Retire 30 mL de matriz de imediato, mas devagar, para se livrar de qualquer excesso de líquido.
- Incubar a placa a 37 ° C durante 4 horas antes de ser utilizado numa incubadora de cultura de tecidos.
- Adicionar 30 ul de meio isento de soro (SFM) apropriadas para cada linha de células de cancro para a câmara superior e 160 ul de meios de comunicação com ou sem soro (como por seu desenho experimental) para a câmara inferior.
- Monte a placa CIM, clicando na câmara inferior à câmara superior e equilibrcomeu numa incubadora a 37 ° C durante 1 hora numa incubadora de cultura de tecidos.
- Programação do Instrumento RTCA
- Abra o programa RTCA e selecione a guia "layout". Destaque todos os poços experimentais.
- Clique direito sobre poços e selecione "Ativar poços '; em seguida, preencha as condições experimentais e nomes de células se o desejar.
- Para adicionar etapas ou sub-passos para o programa, selecione a guia "Agenda" e clique direito em 'Adicionar um passo ". O primeiro passo é uma varredura de fundo pré-programado, que é automaticamente incorporado no programa uma vez 'adicionar um passo' é escolhido.
- Digite os detalhes do programa desejadas para Etapa 2 do programa RTCA, que irá gravar as leituras durante o estabelecimento da monocamada LP9. Adicione os intervalos de tempo entre as leituras de impedância, selecionando a guia 'Intervalo' e inserir '15 min '. Adicionar duração experimental, selecionando o 'duração' guia umd inserindo um tempo entre 12-24 horas.
- Para adicionar etapas subseqüentes, selecione a guia "Agenda" e clique direito em 'Adicionar um passo' e digite os detalhes das medidas adicionais, como acima. Etapa 3 do programa RTCA vai dirigir o instrumento para fazer leituras durante a invasão esferóide; entrar min '5 'sob o' guia 'e '48 horas' Interval na aba 'Duração'.
- Selecione "Placa" na barra de menu e salvar.
- Geração de LP9 monocamada e Mensuração de esferóide Invasion
- Coloque placa CIM em instrumento RTCA e programa aberto a partir do Passo 3.2 acima. Antes de adicionar células, selecione "Executar" na barra de menu e, em seguida, 'Start'. Uma varredura de fundo será automaticamente realizada (Passo 1 nas instruções de software RTCA).
- Remova a placa CIM do instrumento após a varredura de fundo e coloque em uma capa de cultura de tecidos.
- Placa 50,000 LP9 células suspensas em 160 mL SFM na câmara superior de cada placa CIM bem.
- Coloque a placa no instrumento RTCA e fazer leituras a cada 15 minutos, enquanto a monocamada LP9 é estabelecer durante a noite (Etapa 2 do programa RTCA).
- Esferóides câncer Colheita gerado na etapa 2 'Geração de esferóides em metilcelulose', acima.
- Assepticamente, cortar um milímetro a parte superior de uma ponta de pipeta de 1 ml e usar para recuperar suavemente o conteúdo de cada poço. Transferir para um tubo estéril.
- Centrífuga esferóides a 120 xg por 8 min e remover metilcelulose contendo meio por aspiração suave.
- Lave esferóides mais duas vezes com PBS, centrifugação a 120 xg por 8 min para sedimentar esferóides após cada lavagem.
- Para cada poço experimental, ressuspender um total de 10 esferóides em 160 ul de meio sem FBS.
- Pause o experimento RTCA, selecionando "Executar" na barra de menu e verificando &# 8216; Pausa ". Remova a placa CIM do instrumento, e coloque em uma capa de cultura de tecidos. Aspirar fora da mídia de cada poço e substituir com a mídia esferóide contendo (10 esferas em 160 mL) ou meio fresco para poços de controlo somente LP9.
- Retorne a placa para o instrumento RTCA. Selecione "Executar" na barra de menu e verifique 'Abortar passo'. O programa vai passar para o próximo passo automaticamente. Para retomar o experimento, selecione "Executar" na barra de menu e marque "Iniciar / Continuar '. Passo 3 no programa RTCA iniciará.
- Análise de Dados
- Para determinar o nível de capacidade de invasão de células esferóide, subtrair os valores obtidos para a monocamada LP9 apenas a partir dos valores individuais obtidos para as linhas celulares de cancro do ovário, em cada ponto de tempo.
- Para traçar 'invasão esferóide', normalizar todos os valores para o ponto de tempo em que os esferóides foram adicionados à placa, por setting que ponto do tempo para '0 '.
Representative Results
Esferóides de cancro do ovário pode ser gerado a partir de muitos tipos de linhas celulares através da sua cultura em suspensão ou pela colheita de células de tumor primário a partir de ascite maligna 2,14. Aqui, duas linhas celulares de cancro de ovário epitelial, OVCA433 e OVCA429, e uma linha de tumor de células da granulosa do ovário, KGN, têm sido usados para gerar esferóides (Figura 1A). Neste método, as células são cultivadas em poços de fundo U, enquanto suspenso em suportes que tenham sido feitas viscosa pela adição de metilcelulose. Nestas condições, muitas células de cancro do ovário exibem uma capacidade inerente para agregar para formar esferóides 13. Seguindo a cultura durante a noite em suspensão em metilcelulose / meios de comunicação, todas as três linhas de células formadas estruturas esferóides compactos de cerca de 400-500 um de diâmetro (Figura 1A). Enquanto isso, a placa RTCA CIM é preparada, em primeiro lugar, por revestimento do interface de membrana porosa com a matriz e, em seguida, uma monocamada confluente de mes humanosothelial células (Figura 1B). Uma vez formados, os esferóides são, então, transferidos para a placa de CIM preparado. Esferóides de cancro colhidos são semeadas em cima da monocamada de LP9 e avaliadas, como descrito abaixo. Imagens sob microscopia de fase (padrão ou sob microscopia de fluorescência, se a etapa de marcação celular opcional) foi seguido de culturas paralelas são tomados periodicamente para ajudar na interpretação dos dados RTCA (Figura 1C).
É informativo para avaliar tanto a nível basal de invasão de uma linha de células de cancro, bem como a invasão induzida por quimioatractor. Tipicamente, a invasividade basal é medida pela adição de SFM para ambas as câmaras superiores e inferiores. Meios completos (10% de FBS), que contém muitas quimioatractores potenciais, é utilizado no exemplo actual a examinar 'induzida-quimioatractiva' invasão (Figura 2). Estudos paralelos de LP9 células mesoteliais só confirmou que estas células são minimamente eminvasiva durante 2 dias sob quer basal ou 'quimioatractiva' condições induzidas e, portanto, era um tipo de célula boa para usar em ensaios de co-cultura com células de cancro do ovário (Figuras 2A e 2B). Em contraste, os esferóides de cancro do ovário gerados utilizando qualquer uma das três linhas celulares exibiram a capacidade de invasão para um quimioatractor (FBS) (Figuras 2A-2C). A principal vantagem da utilização dos instrumentos em tempo real sobre os ensaios de ponto final RTCA tradicionais é que as alterações no comportamento celular / esferóide pode ser quantificada ao longo do tempo. Durante o ensaio de 2 dias, a KGN, OVCA429, e linhas celulares OVCA433 todos exibiram a capacidade de invasão para um quimioatractor (indicado pelo aumento índices celulares), mas baixos níveis basais de invasão (Figura 2C). As linhas celulares exibiram taxas semelhantes de invasão, como indicado pelas pistas paralelas das curvas (Figura 2C); No entanto, a curva de OVCA429 exibiu uma assíntota superior maior,o que indicava um maior nível máximo de invasão em comparação com as outras linhas celulares. Além disso, as linhas de células apresentaram uma diferença nos seus tempos de início de invasão, com as células KGN invadindo rapidamente as células da matriz e as barreiras e a OVCA433 e OVCA429 células tomam 3-5x mais para invadir, respectivamente (Figura 2D). Mais importante, os seus comportamentos no início da invasão não foram preditivos da sua capacidade geral para a invasão (Figuras 2C e 2D). Isto sugere diferentes capacidades inerentes às linhas de células cancerosas, mas também pode indicar que diferentes fatores podem regular comportamentos invasivos precoces e tardias de esferóides.
Figura 1 geração esferóide e modelo experimental criado A:.. Eumagos sob microscopia de contraste de fase de esferóides formando em metilcelulose / media (em cima) e da linha celular correspondente crescido como uma monocamada (em baixo) B:. esquemática mostrando o RTCA 2 câmaras placa CIM bem montado, em que pré-formada do câncer de ovário esferóides são colocadas no topo de uma monocamada de uma camada mesotelial / barreira matriz LP9 na câmara superior e média ± FBS como um quimioatractor é adicionada à câmara inferior. Eletrodos debaixo da interface da medida 2 câmaras aumentando impedância elétrica quanto mais células invadem as barreiras para a câmara baixa C:. Imagens de esferóides kgN em cima da monocamada LP9 sob microscopia de contraste de fase (esquerda) ou microscopia de fluorescência (direita). Barras de escala = 100 mm. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
.. Figura 2 os dados de invasão esferóide do cancro do ovário em tempo real A - B: Os resultados representativos de um ensaio de invasão RTCA realizada com e sem FBS na câmara inferior de uma placa de CIM bem. Invasão celular KGN é comparada com células mesoteliais LP9. Os resultados são apresentados como Índice de média ± DP de poços em triplicado celular no ponto de tempo de 24 h (A) e ao longo de todo o período de ensaio de dois dias (B) C - D:. Uma comparação da capacidade invasiva de KGN, OVCA429, e célula OVCA433 as linhas descritas ao longo de um período de 24 horas (C) e de uma forma mais detalhada mais de um período de tempo de 2,5 horas (D).
Discussion
Que invadem as células de cancro do ovário interagir com uma variedade de tipos de células na superfície do peritoneu, incluindo fibroblastos, adipócitos e células mesoteliais, e a comunicação bidireccional entre as células cancerosas e as células peritoneais é pensada para desempenhar um papel-chave na condução do processo metastático 2. Uma vez dominado, o protocolo aqui descrito é facilmente adaptável para o estudo destas interacções dentro do microambiente peritoneal, por exemplo, através da adição de citocinas exógenas, factores de crescimento, ou inibidores específicos para as câmaras superiores e inferiores da placa de CIM bem ou manipulação genética do cancro ou de linhas de células peritoneais. Além disso, este método pode ser usado com as células do tumor dos ovários primários colhidos de fresco a partir de ascite maligna e / ou células peritoneais primárias para obter insights directas para os sinais de regulação e das interacções celulares que governam a criação de uma lesão metastática no interior da cavidade peritoneal A utilização do instrumento RTCA para medir a capacidade invasiva de células individuais ou esferóides oferece várias vantagens sobre os ensaios de terminais individuais convencionais e analisa imagem time-lapse. O instrumento mede RTCA invasão celular em intervalos definidos de forma contínua durante o curso de um ensaio, o qual pode demorar horas ou dias. Isso permite a determinação de mudanças na taxa de invasão ao longo do tempo, o que supera as limitações dos ensaios de terminais individuais. Por exemplo, analisando os dados de invasão das linhas celulares de cancro diferentes em um único ponto de extremidade (Figura 2), por exemplo, 3 horas, pode ter levado à conclusão errônea de que KGN e OVCA433 células eram muito mais invasivo do que OVCA429 células. Outra vantagem desta tecnologia é que o instrumento RTCA mede mudanças na impedância elétrica. Isto significa que os ensaios podem ser executados sem marcação das células com um agente exógeno, o que poderia ter repercussões indesejadas sobre phen celularotype ou função. Isto torna-se particularmente importante quando se estuda as células de câncer de ovário primários derivados da ascite maligna, com o qual é imperativo manter manipulações ao mínimo, de modo a evitar a introdução de alterações moleculares e fenotípicos que não são o reflexo de sua natureza in vivo 2. Além disso, a utilização do aparelho RTCA permite a recolha de dados quantitativos em tempo real, o que não só evite o demorado análises associados com microscopia de lapso de tempo, mas também permite a determinação rápida de janelas experimentais fundamentais para a optimização do ensaio. Isto é particularmente útil quando se comparam os efeitos de uma gama de factores de invasão esferóide, dado que vários factores podem exercer os seus efeitos máximos em momentos diferentes, ou com diferentes perfis muito mais tempo. Embora este protocolo é passível de alterações (por exemplo, uso de diferentes matriz ECM, linhas celulares de cancro diferentes, ou diferente cel alvosl), se fazer isso, é importante notar que as várias condições experimentais devem primeiro ser optimizado. Por exemplo, antes de se iniciar os estudos de invasão esferóide, o número óptimo de células cancerosas / placa CIM bem, em primeiro lugar deve ser determinado por ensaio de titulação número de células em cultura em monocamada. O número óptimo de esferóides de usar por poço é então com base nessa análise. Por exemplo, no método actual, esferóides compreendem aproximadamente 3.000 células quando cada primeiro gerado. Se titulações número de células iniciais indicam que 30.000 células em monocamada são ideais para a detecção de invasão analisa, em seguida, 10 esferóides são adicionados por placa CIM bem. Além disso, quando a realização de experiências de co-cultura, é importante para estudar o comportamento do "alvo" monocamada de células em separado, a fim de determinar se estas células são inerentemente invasivo, uma vez que pode confundir os resultados. No exemplo demonstrado, esferóides de cancro foram semeadas em cima de uma célula monola LP9yer, com e sem FBS adicionada à parte inferior bem como uma chemoattractant. Em paralelo, as células são cultivadas LP9 sozinho, em cada condição de tratamento. Da mesma forma, quando se estuda a capacidade invasiva de células e esferóides, também é importante examinar as suas capacidades migratórias bem, a fim de distinguir as duas condutas (ou seja, invasão requer a digestão proteolítica de uma barreira de ECM enquanto migração não). Para fazer isso, omitir a barreira ECM (Passos 3.1.1 - 3.1.3) e realizar o ensaio em paralelo com a barreira de ECM no lugar. A última medida "invasão" pode ser corrigido à antiga medida "migração", se desejar. Finalmente, é importante observar que a informação obtida a partir de medidas de impedância eléctrica está limitado no seu âmbito: uma vez que as células tenham invadido para dentro da câmara inferior, as mudanças na sua fixação, espalhamento, e proliferação sobre o lado inferior da membrana pode contribuir para mudanças nas impedância readings. Assim, este método é mais informativa quando usado em conjunto com outros testes de viabilidade de células esferóide, adesão, migração, e morfologia, a fim de avaliar exaustivamente comportamentos celulares esferóides. Por exemplo, o ideal, a fim de compreender as interações esferóides-mesotélio, co-culturas separadas também deve ser trabalhada periodicamente sob microscopia de fase padrão, de modo que as avaliações qualitativas da morfologia esferóide e saúde podem ser feitas em paralelo com os ensaios RTCA quantitativas de invasão. Se a etapa de rotulagem facultativa é realizada, em seguida, os comportamentos das células cancerosas individuais podem ser determinado por microscopia de fluorescência como desagregar do esferóide e interagir com as células mesoteliais sem rótulos. Um benefício adicional de fluorescência marcação das células cancerosas, quando a co-cultura com um segundo tipo de célula que é, em seguida, é possível constatar que apenas as células cancerosas invadiram através das barreiras celulares e de ECM.
Acknowledgments
Este trabalho foi apoiado por uma CASS Fundação Ciência e Medicina Grant; (MB); um Conselho de Pesquisa Nacional de Saúde e Medicina da Austrália Projeto Grant (KLS, 338516); e pelo Programa de Apoio à Infra-Estrutura Operacional do Governo de Victoria (Austrália).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| xCELLigence RTCA DP Analyser | ACEA biosciences | RTCA DP | |
| xCELLigence CIM plates | ACEA biosciences | 5665817001 | |
| Cell TraceTM CFSE | Molecular Probes | C34554 | |
| Methylcellulose (4,000 centipose) | Sigma | M0512 | |
| Dulbecco's Modified Eagle Medium (DMEM) | Life Technologies | 11966-025 | |
| Medium 199 | Life Technologies | 11150067 | |
| Ham's F-12 Nutrient mix | Life Technologies | 11765062 | |
| Epidermal Growth Factor (EGF) | PeproTech | 100-15 | |
| Hydrocortisone | Sigma | H4001 | |
| Trypsin EDTA | Gibco-Invitrogen | 15400-054 | |
| 96-well concave culture plate | Grenier Bio-One | 650185 | |
| LP9 Human mesothelial cell line | Coriell Institute for Medical Research | AG07086 | |
| Growth Factor-reduced Matrigel matrix | BD Biosciences | 354230 |
References
- Ferlay, J., et al. Estimates of worldwide burden of cancer in 2008: GLOBOCAN. Int J Cancer. 127, 2893-2917 (2008).
- Ahmed, N., Stenvers, K. Getting to know ovarian cancer ascites: opportunities for targeted therapy- based translational research. Frontiers in Oncology. 3, (2013).
- Karst, A. M., Drapkin, R. Ovarian cancer pathogenesis: a model in evolution. J Oncol. 2010, (2010).
- Lengyel, E. Ovarian cancer development and metastasis. Am J Pathol. 177, 1053-1064 (2010).
- Shield, K., Ackland, M. L., Ahmed, N., Rice, G. E. Multicellular spheroids in ovarian cancer metastases: Biology and pathology. Gynecol Oncol. 113, 143-148 (2009).
- Hudson, L. G., Zeineldin, R., Stack, M. S. Phenotypic plasticity of neoplastic ovarian epithelium: unique cadherin profiles in tumor progression. Clin Exp Metastasis. 25, 643-655 (2008).
- Burleson, K. M., Boente, M. P., Pambuccian, S. E., Skubitz, A. P. Disaggregation and invasion of ovarian carcinoma ascites spheroids. J Transl Med. 4, 6 (2006).
- Burleson, K. M., et al. Ovarian carcinoma ascites spheroids adhere to extracellular matrix components and mesothelial cell monolayers. Gynecol Oncol. 93, 170-181 (2004).
- Burleson, K. M., Hansen, L. K., Skubitz, A. P. Ovarian carcinoma spheroids disaggregate on type I collagen and invade live human mesothelial cell monolayers. Clin Exp Metastasis. 21, 685-697 (2004).
- Kenny, H. A., Kaur, S., Coussens, L. M., Lengyel, E. The initial steps of ovarian cancer cell metastasis are mediated by MMP-2 cleavage of vitronectin and fibronectin. J Clin Invest. 118, 1367-1379 (2008).
- Kenny, H. A., Nieman, K. M., Mitra, A. K., Lengyel, E. The First Line of Abdominal Metastatic Attack: Breaching the Mesothelial Cell Layer. Cancer Discov. 1, 100-102 (2011).
- Hattermann, K., Held-Feindt, J., Mentlein, R. Spheroid confrontation assay: a simple method to monitor the three-dimensional migration of different cell types in vitro. Ann Anat. 193, 181-184 (2011).
- Laib, A. M., et al. Spheroid-based human endothelial cell microvessel formation in vivo. Nat Protoc. 4, 1202-1215 (2009).
- Latifi, A., et al. Isolation and characterization of tumor cells from the ascites of ovarian cancer patients: molecular phenotype of chemoresistant ovarian tumors. PLoS One. 7, (2012).
- Davidowitz, R. A., Iwanicki, M. P., Brugge, J. S. In vitro mesothelial clearance assay that models the early steps of ovarian cancer metastasis. J Vis Exp. (60), (2012).
- Iwanicki, M. P., et al. Ovarian cancer spheroids use myosin-generated force to clear the mesothelium. Cancer Discov. 1, 144-157 (2011).
- Nishi, Y., et al. Establishment and characterization of a steroidogenic human granulosa-like tumor cell line, KGN, that expresses functional follicle-stimulating hormone receptor. Endocrinology. 142, 437-445 (2001).
- Xu, F., et al. The outcome of heregulin-induced activation of ovarian cancer cells depends on the relative levels of HER-2 and HER-3 expression. Clin Cancer Res. 5, 3653-3660 (1999).
