Summary
Um vórtice microfluídico plataforma eletroporação assistida foi desenvolvido para entrega seqüencial de múltiplas moléculas em populações de células idênticas, com controle de dosagem precisa e independente. Tamanho com base etapa de purificação de células alvo eletroporação anterior do sistema auxiliado para aumentar a eficiência de entrega molecular e viabilidade celular processado.
Abstract
A electroporação tem recebido crescente atenção nos últimos anos, porque é uma técnica muito potente para a introdução de sondas moleculares exógenas fisicamente não permeantes em células. Este trabalho apresenta uma plataforma microfluídica eletroporação capaz de realizar múltiplas entrega molécula para células de mamíferos com controle de parâmetro preciso e molecular dependente. A capacidade do sistema para isolar células com distribuição de tamanho uniforme permite menos variação na eficiência eletroporação per dada intensidade do campo elétrico; por conseguinte, melhorada a viabilidade da amostra. Além disso, o recurso de visualização do processo permite a observação do processo molecular fluorescente captação em tempo real, que permite ajustes de parâmetros entrega moleculares rápidas in situ para aumento de eficiência. Para mostrar as vastas capacidades da plataforma relatado, macromoléculas com diferentes tamanhos e cargas elétricas (por exemplo, dextrano com MW de 3.000 e 70.000 Da) foramentregues para as células do câncer de mama metastático com alta eficiência de entrega (> 70%) para todas as moléculas testadas. A plataforma desenvolvida provou o seu potencial para uso na expansão de campos de pesquisa onde on-chip técnicas de eletroporação pode ser benéfico.
Introduction
Nos últimos anos, a utilização de impulsos eléctricos para facilitar a entrega de moléculas extracelulares citosólica tornou-se um meio atractivo de manipulação de células de mamífero. Uma Este processo, também conhecido como electroporação, reversivelmente, permeabiliza a membrana celular, permitindo que as moléculas de membrana inerentemente impermeáveis para aceder ao meio intracelular das células. Como virtualmente qualquer molécula pode ser introduzida no citossol através de poros criados temporárias na membrana de qualquer tipo de células, utilizando a electroporação, a técnica tem sido relatada como sendo mais reprodutível, de aplicação universal, e mais eficiente do que outros métodos, incluindo mediada por vírus, química e abordagens ópticos 2-3. Esta técnica tem sido utilizada para introduzir moléculas fluorescentes, 4 drogas 5 e ácidos nucleicos de 6-7, mantendo as células viáveis e intacta. Dadas essas vantagens, eletroporação foi adotado como um trabalho comumtória técnica para a transfecção de ADN, a terapia de genes in vivo e 8 estudos de vacinação celular. É, no entanto, continua a ser difícil para os sistemas convencionais de electroporação para conseguir simultaneamente a eficiência prática e viabilidade para as amostras com grande heterogeneidade no tamanho, porque a intensidade do campo eléctrico necessário para electroporação bem sucedida se correlaciona intimamente com o diâmetro da célula. Além disso, esses sistemas não permitem um controle preciso das quantidades moleculares múltiplas sendo entregues devido à dependência do processo de entrega molecular estocástico granel. 9 A fim de abordar estas questões, muitos grupos desenvolveram plataformas eletroporação microfluídicos, oferecendo a vantagem de tensões formadores de poros menores, melhor eficiência de transfecção, uma grande redução na mortalidade celular e capacidade de oferecer várias moléculas. foram possíveis devido às pequenas pegadas de sistemas de eletroporação em microescala cujo eletrodo passo 10-13 Estas vantagenscomprimentos são sub-milímetros, diminuindo drasticamente as tensões necessárias para entrega bem sucedida. Além disso, esses sistemas de eletroporação em microescala pode alcançar distribuição de campo elétrico uniforme e rapidamente dissipa o calor gerado, produzindo mortalidade celular reduzida, reforçando simultaneamente a eficiência de entrega. A utilização de materiais transparentes para estas micropastilhas permite ainda na observação in situ do processo de modificações dos parâmetros de electroporação rápidas. 2,12 Contudo, o controlo de dosagem precisa e controlo do parâmetro molecular-celular e dependente, necessária para a pesquisa e aplicações terapêuticas, 6 emergente, 14-16 continuam por resolver.
Este trabalho apresenta um sistema de eletroporação microfluídica assistida por vórtice, capaz de oferecer múltiplas moléculas sequencialmente em uma população idêntica pré-selecionado de células-alvo. As células com a distribuição de tamanho uniforme são isolados antes de electroporação utilizando si previamente relatadomecanismo de ze-seletiva trapping. 17-18 Por ter uma distribuição uniforme tamanho, menor variação na eficiência eletroporação e maior viabilidade por determinado intensidade do campo elétrico foram atingidos. 19 Além disso, continuamente agitando células presos usando vórtices microescala permitido para entrega uniforme de moléculas através da citosol inteiro, de acordo com os resultados relatados anteriormente usando uma outra plataforma electroporação assistida por vórtice. 20 Para demonstrar que este sistema pode ser aplicado a uma ampla gama de moléculas comumente utilizados em aplicações biológicas, macromoléculas com uma ampla gama de pesos moleculares foram entregues aos células de câncer de mama metastático. Além disso, com a ajuda de monitoramento de processos em tempo real, este trabalho fornece mais evidências para pôr fim ao debate de longa data sobre o mecanismo de entrega molecular durante electrporation, sendo predominantemente eletroforese mediada versus 14 mediada por difusão. 6,14,21-22 10,19 e aplicações que requerem para a compreensão em profundidade dos mecanismos moleculares de entrega eletroporação.
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Protocol
1. celular Preparação
- Placa 1 × 10 5 células / ml de linha celular de cancro da mama metastático MDA-MB-231 em um volume de 10 ml por frasco de cultura T75 tecido em meio L-15 de Leibovitz suplementado com 10% (v / v) de soro fetal bovino e 1 % de penicilina-estreptomicina.
- Incubar MDA-MB-231 numa incubadora humidificada a 37 ° C, com 0% de CO 2 ambiente.
- Células colheita para experiências 2 dias após a sementeira por tratamento de células com 0,25% de tripsina-EDTA durante 2 min e inactivar a actividade enzimática da tripsina por adição de 8 mL de meio de crescimento.
- Células de pelotas por centrifugação durante 5 min a 200 x g e ressuspender em tampão fosfato salino de Dulbecco (DPBS, 1x, sem Ca 2 + e Mg 2 +) para uma concentração final de 5 x 10 5 células / ml.
2 Dispositivo de projeto e fabricação
NOTA: A máscara, fabricações molde mestre eoprocesso de inclusão de microcanais devem ser conduzidas dentro de uma sala limpa, enquanto o polidimetilsiloxano (PDMS) processo de fundição de microcanais pode ser realizada em uma bancada de laboratório regular.
- Conceber um dispositivo de microfluidos, tal como ilustrado na Figura 1 com o AutoCAD. O dispositivo deverá ser composto por uma entrada com múltiplos orifícios de injecção, e dois filtros grossos inerciais concentrando canais rectangulares rectas paralelas (L = 7 mm, W = 40 pm, e H = 70 mm). Canal linear individual consiste de 5 secções de electroporação, os quais são colocados 800 um aparte (W C = 400 um), com dois furos através de eléctrodos de alumínio. Duas câmaras de eletroporação transversalmente adjacentes compartilhar o buraco para o eletrodo negativo. Dois canais rectos fundir a uma tomada no jusante da região de electroporação.
- Converter o arquivo CAD com micro-padrões para um arquivo GDSII usando LinkCAD. Escreva os micro-padrões em um 5 "x 5" photomask em brancousando um gravador de revestimento de laser. Desenvolver a máscara, seguindo o protocolo do fabricante. NOTA: O processo de desenvolvimento máscara inclui o desenvolvimento photoresist, cromo corrosão e resistem à remoção. Alternativamente, as micro-padrões impressos sobre uma transparência elevada resolução (> 20.000 dpi) pode ser adquirido a partir de um terceiro fabricante e utilizado como um foto-mascara. Microescala características finais de uma fotomáscara deve ser transparente para coincidir com a polaridade negativa de uma foto-resistente.
- Fabricar o molde de fundição de concepção do dispositivo, utilizando técnicas de litografia suave padrão 23 com um revestimento foto-resistente negativo fiado sobre uma bolacha de silício de 4 polegadas a 2.000 rpm para ter a espessura final de 70 mM.
- Prebake a bolacha com fotorresistente negativo durante 20 min a 95 ° C.
- Em contato com a máscara com a bolacha e expor a uma fonte de UV (17,4 mJ / cm 2) durante 80 segundos usando um alinhador de máscara.
- Desenvolver a bolacha exposta durante 4 minutos num revelador SU-8.
- Medir oespessura photoresist desenvolvido utilizando um perfilômetro de superfície.
- Rigorosamente misturar uma proporção de 10: 1 de elastômero para agente (kit elastômero de silicone) cura e despeje a mistura no molde de fundição para gerar réplicas de PDMS. Desgasificar o elastómero de fundição, durante 30 min e curar o molde de fundição com elastómero desgasificada num forno a 70 ° C durante 2 horas.
- Delaminate curado réplica PDMS com padrões de microcanais dos orifícios do molde e perfurados para entradas, saída e eletrodos inserções utilizando um torno pinos. NOTA: O diâmetro normal de ponta da viseira pino deve ser 0,76 milímetros, adequada para segurando firmemente tubagem de PEEK (OD de 1/32 ") e os eléctrodos de alumínio (OD de 0,029") no lugar.
- Criar fechados canais microfluídicos por ligação PDMS réplicas para uma lâmina de vidro tratado em um limpador de plasma de oxigênio para 7 segundos a uma potência e pressão parcial de oxigênio de freqüência de rádio de 75 W e 500 mTorr, respectivamente.
3. experimentos em fluxo
- Inserireléctrodos de alumínio (0,029 "OD) e um tubo de saída de PEEK (1/32" OD) em locais designados via furos nos microcanais (ver Figura 3B).
- Conecte o equipamento eléctrico 18 responsáveis pela geração de alta tensão pulsos de onda quadrada curto para os eletrodos de alumínio (ver Figura 3C), que estão em contato com soluções de fluxo no molde PDMS. NOTA: O equipamento deve ser constituído por um gerador de pulso e um amplificador de alta tensão em-casa construída 18.
- Preparar 50 ml de quatro tubos de centrífuga contendo individualmente DPBS, soluções com as células e biomoléculas, e atribuem cada tubo para o seu respectivo suporte de frasco ligado ao sistema de controlo de fluxo pneumático (ver Figura 3A) 18.
- Conecte tubulação PEEK entrada dos detentores dos frascos nos respectivos orifícios de entrada no dispositivo micro.
- Definir a magnitude dos impulsos de onda quadrada, V, 100 V, a fim de ter o fie eléctricoforça ld, E = V / L e, do outro lado da câmara de electroporação ser equivalente a 0,7 kV / cm. NOTA: Aqui, L e é a distância entre dois pontos em que os eléctrodos positivo e negativo se encontram em contacto com a solução de fluxo (ver Figura 1).
- Ajuste o regulador de pressão para 40 psi. NOTA:. Uma única fonte de azoto manualmente ajustável é usado para pressurizar uniformemente todos os frascos de amostra e de um colector de alta velocidade é utilizada para activar portas oportuna solução individuais usando o software LabVIEW construído sob encomenda 18
- Para o controle de válvula, abra o software LabVIEW custom-built rotulado Válvula Runner e clique em Executar no menu suspenso o direito operar.
- Ligue válvulas, clicando no ícone de cada válvula correspondente. Nota: O ícone da válvula deve ficar verde quando é ativado. Clicando no ícone ativo irá desativar e fechar a válvula. O ícone da válvula fechada deve virar cinza.
- Abrir a válvula para o reservatório de DPBS (ie., solução de lavagem) para preparar a velocidade do fluxo necessário para a geração de vórtice de células-trapping estável por 1,5 min.
- Alternar a porta solução activa a partir da solução de lavagem para a solução de células para células de armadilha na câmara de electroporação de 30 segundos (ou seja, o passo de captura de células).
- Fluxo de ambas as soluções de lavagem e de célula através do dispositivo ao mesmo tempo durante 10 segundos, antes da etapa de captura de célula para garantir um fluxo ininterrupto durante a etapa de comutação de solução. NOTA: Este breve passo co-fluxo deve ser repetido a cada passo de mudança de solução.
- Ligue o porto de lavar e limpar o aparelho durante 20 segundos, a fim de remover as células contaminantes não aprisionadas.
- Injectar a solução que contém a primeira molécula de interesse (0,2 mg / ml de moléculas de dextrano 3000 Da neutro e aniónico ou 1,5 mg / ml de dextrano 70.000 Da molécula neutra) para o dispositivo.
- Aplicar cinco pulsos curtos (AT = 30 ms com intervalos de 2 seg) imediatamente após a injeção dosolução molecular e monitorar a magnitude e duração dos pulsos elétricos aplicados em tempo real usando um osciloscópio.
- Repetir o passo 3.10 tantas vezes quanto o número de moléculas adicionais a serem entregues. Para cada entrega molecular, as células incubar durante 100 s na solução molecular, em seguida, o dispositivo de descarga com a solução de lavagem de 100 s para remover o excesso de moléculas.
- Libertar as células em uma placa de 96 poços para análise a jusante através da diminuição da pressão de operação inferior a 5 psi. NOTA: Cerca de 100 ml de solução com 100 células são coletadas de cada lançamento.
- Execute o experimental passos 3.9 através de 3.16 três vezes para coletar células suficientes para citometria de fluxo.
- Centrifuga-se a placa de 96 poços contendo células transformadas por 5 min a 228 x g.
- Retirar o sobrenadante que contém o excesso de moléculas fluorescentes.
- Ressuspender as células em DPBS para análise de citometria de fluxo.
- As células de carga no citômetro de fluxo para u molecularptake análise de eficiência.
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Representative Results
O electroporator microfluídica paralelo desenvolvido entregues macromoléculas com tamanhos variados e cargas elétricas em células de câncer de mama metastático vivo. Entrega bem sucedida molecular foi qualitativamente determinado monitorizando alterações na intensidade de fluorescência de células electroporadas em órbita in situ e confirmado por medidas quantitativas por meio de análise de citometria de fluxo. Figura 4A mostra que 90% das células tratadas com a absorção de 70.000 Da dextrano neutras. Para a análise estatística, um limiar de intensidade para cada fluoróforo foi estabelecida de modo a que a maioria (> 99%) de células vivas não transformadas é contado abaixo do limite (ver Figura 4 (c)). A eficácia é definida como a razão entre o número de células com êxito, tendo-se que as moléculas de interesse para o número total de células transformadas. Figura 4B ilustra que a eficiência não substancialmente variam dependendo molecularpeso ou elétricos encargos (P> 0,1). Todas as moléculas de dextrano testados foram entregues no citosol com rendimento superior a 70%. Além disso, a Figura 4D apresenta que a entrega sequencial molecular foi realizada com sucesso com uma eficiência de entrega dupla molécula de 56% usando o aniónicos e neutros dextranos com peso molecular idêntico (MW = 3000 Da). O sistema actual pode processar as células com 10 vezes maior rendimento e de multi-molécula eficiência de entrega que o sistema anteriormente relatada 18 e esta melhoria não afecta a entrega molécula única (82% e 70% para o neutro e aniónico dextrano, respectivamente).
A Figura 1 (A) um esquema do sistema de electroporação de microfluidos, que consiste de entradas para as células (representado como C), as moléculas (designadas por M1 e M2) e de uma descarga solutião (denotado como F), dois canais, onde ocorre a rectas de inércia, concentrando 10 câmaras de electroporação com eléctrodos e uma saída. (B) Solução de demonstração de troca na entrada usando uma solução 1 | iM de uma solução de FITC e descarga (DPBS) indica que a solução activa pode ser injetado uniformemente a todas as matrizes de câmaras a jusante. O contraste de imagem é melhorada ajustando tabela look-up (LUT). Barras de escala são 250 um. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2 Uma fotografia do eléctrodo 15 de pinos utilizado para a aplicação de curto pulso de alta voltagem, que consiste em 10 positivo (+) e cinco eléctrodos negativos (-). Cada eléctrodo positivo é espaçada de 2 mm a partir de um eléctrodo negativo, e eeletrodo ach da mesma polaridade é espaçado 1,35 milímetros de distância. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 3 Representação esquemática do aparelho experimental, constituído por (A) da unidade de controlo de fluido, (B) o electroporador de microfluidos, e (C), o equipamento eléctrico. Frascos (A) contendo soluções com moléculas, células e o tampão de limpeza são pressurizados individualmente sob demanda usando o sistema de fluxo pneumático LabView controlada. A solução a partir do recipiente sob pressão é injectado dentro do electroporador de microfluidos por meio de tubagem de PEEK com uma válvula de controlo instalada. (B) e (C), os sinais eléctricos são enviados para os eléctrodos 15 pinos em contacto com o fsolução mugido no sistema microfluídico durante o passo de electroporação. Os impulsos eléctricos com a duração programada são gerados usando o gerador de impulsos e a magnitude do impulso eléctrico é amplificado para 100 V até o amplificador de alta tensão. Todos os parâmetros elétricos aplicados são monitorados em tempo real usando um osciloscópio. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 4. representativas de citometria de fluxo de dados. (A) Sinais fluorescentes de MDA-MB-231, que tiveram sucesso a molécula de dextrano 70.000 Da aniónico, em comparação com a do correspondente controlo. (B) As eficiências para cada molécula de dextrano transferido não apresentam significativa molecular dependentevariação (p> 0,1). (C) de fluxo representativas de células por citometria de perfis, que não foram tratados com electroporação (controlo). O limiar de fluorescência indicando a entrega bem sucedida molecular é definido a partir dos dados de modo a que os sinais a partir de amostras de controlo se encontram abaixo do limiar (D). Citometria de fluxo representativas de dados para células electroporadas sequencialmente. As caixas verdes, vermelhos e amarelos na citometria de fluxo do enredo e raia fluorescente imagens no lado direito representam sinais fluorescentes a partir de células de absorção de 3000 Da dextrano-somente neutra, aniônica dextrano apenas e ambas as moléculas de dextrano, respectivamente. Barra de escala é de 100 m. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
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Discussion
Com a nova plataforma eletroporação paralelizado, o aumento de 10 vezes na produtividade e eficiência da prestação de multi-molécula foi alcançado, além de todas as vantagens que o sistema de câmara única previamente desenvolvido proporciona. 18 méritos Anteriormente disponíveis incluem: (i) pré-purificação de as células alvo e com distribuição uniforme de tamanho de reforço viabilidade, (ii) o controlo de dosagem molecular preciso e individual, e (iii) a partir de corrente eléctrica operacional. Fluorescência dextrans rotulados foram escolhidos como moléculas de interesse, porque eles estão prontamente disponíveis em uma ampla gama de pesos moleculares, tipos fluoróforo conjugados, e cargas elétricas. Estas macromoléculas são bons candidatos para esse estudo, uma vez que são inerentemente membrana impermeável para as células vivas e não apresentam citotoxicidade. 24 concentração ótima de dextrano fluorescente, tempo de incubação, e foram identificados parâmetros elétricos para o sistema atual antes to os experimentos de eletroporação. O processo de otimização foi bastante simples e eficiente, devido à capacidade da plataforma para monitorar o processo de absorção molecular em tempo real. Visualização do presente processo é muito benéfico se uma molécula ou célula do tipo com pouco ou nenhum conhecimento dos parâmetros de electroporação está a ser testado. O tempo de incubação para todas as moléculas testadas foi ajustada para ser de 100 s, através da qual as células presas em todas as 10 câmaras apresentam sinais de intensidade fluorescentes detectáveis em tempo real, indicando a conclusão da entrega bem sucedida molecular. Note-se que esta não é a duração mínima de incubação para entrega molecular.
Houve um longo debate sobre o processo de entrega molecular utilizando electroporação, seja unicamente mediada por difusão 4,19,25 ou por electroforese. 26 Identificação do mecanismo dominante de entrega molecular envolve uma série de testes laboriosos individuais, comparando tele os resultados de acordo com os tamanhos moleculares, cargas elétricas e parâmetros eletroporação. Para o melhor conhecimento dos autores, os processos de otimização laboriosas não foram relatados com sistemas convencionais de eletroporação. 4,26-28 capacidade de otimização de parâmetros simples do sistema desenvolvido permitiu a identificação do mecanismo de entrega molecular dominante, ao examinar as variações na eficiência eletroporação dependendo dos parâmetros moleculares e elétricas. Os resultados mostraram que a eficiência de aniónico 3.000 Da dextrano não foi significativamente diferente do que a sua contraparte de neutro (83 e 75%, respectivamente), sugerindo que a absorção molecular observada foi possivelmente mediada por difusão. Ao contrário de outros sistemas de electroporação, as células transformadas foram agitadas continuamente durante todo o processo de electroporação neste sistema. Foi observado um aumento gradual em sinais de fluorescência de células em órbita, sugerindo que a difusão seria o dominamecanismo de entrega nt. Absorção molecular de alta eficiência (90%) de 70.000 Da neutras moléculas de dextrano implica ainda que, mesmo a pesos moleculares elevados no processo de entrega ocorrer como resultado da difusão. Por último, a entrega seqüencial de sucesso de 3000 Da moléculas de dextrano aniônicos e neutros solidifica a alegação de que a entrega molecular ocorre apesar da carga moléculas. Este resultado também sugere que resealing membrana não for concluído dentro de 3 min de eletroporação (100 segundos por entrega molecular).
A plataforma de entrega molecular apresentados sequencialmente pode oferecer ampla gama de tamanhos moleculares, independentemente de suas cargas elétricas. Oportuna afinação e modificação de parâmetros individuais podem ser alcançados com pouco esforço auxiliado pela capacidade de monitoramento de processos em tempo real. Processo de purificação baseado em célula o tamanho do sistema elimina a necessidade de preparação da amostra trabalhoso e demorado centrifugação pré e pós-electroporaçãopassos. Além disso, a baixa corrente operacional do sistema reduz substancialmente a mortalidade celular.
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Disclosures
Os autores não têm nada a revelar.
Acknowledgments
Este trabalho é apoiado pelo programa Rowland Júnior Fellow. Os autores gostariam de expressar gratidão aos cientistas e funcionários do Instituto Rowland em Harvard: Chris Stokes a sua ajuda para o desenvolvimento da, configuração de controle de pressão assistida por computador custom-built, Diane Schaak, Ph.D. por sua entrada para a manipulação de amostra biológica, Winfield Hill para o desenvolvimento da instalação elétrica, Alavaro Sanchez, Ph.D. para a concessão de acesso ao citômetro de fluxo, Scott Bevis, Kenny Spencer e Don Rogers para a usinagem de componentes hidráulicos mecânicos necessários para a configuração de pressão. Mestres microfluídicos foram fabricados no Centro de Sistemas em nanoescala (CNS) na Universidade de Harvard.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| MDA-MB-231 cancer cell line | American Type Culture Collection (ATCC) | HTB-26 | |
| Leibovitz’s L-15 Medium | Cellgro, Mediatech, Inc. | 10-045-CV | |
| Fetal bovine serum (FBS) | Gibco, Life Technologies | 16000-044 | |
| Penicillin-streptomycin | Sigma-Aldrich | P4333 | |
| Dulbecco's phosphate buffered saline (DPBS) | Cellgro, Mediatech, Inc. | 21-030 | |
| Trypsin | Gibco, Life Technologies | 25200-056 | |
| Flow Cytometer easyCyte HT | Millipore | 0500-4008 | |
| Oxygen Plasma Cleaner | Technics Micro-RIE | ||
| Dektak 6M surface profiler | Veeco | ||
| KMPR 1050 | Microchem | ||
| SYLGARD 184 SILICONE ELASTOMER KIT | Dow Corning | ||
| Compressed Nitrogen gas | Airgas | NI 300 | |
| High Pressure Regulator | McMaster-Carr | 6162K22 | |
| Downstream regulator | McMaster-Carr | 4000K563 | |
| High-speed 3/2way-8 valve manifold | Festo | ||
| Inline Check Valve | Idex Health and Science | CV3320 | |
| 5/32" OD x 3/32" ID Polyurethan tubes | Pneumadyne | PU-156F-0 | |
| 1/4" OD X 0.17" ID Polyurethan tubes | Pneumadyne | PU-250PB-4 | |
| 1/16" PEEK tubings | Festo | P1533 | |
| 1/32" PEEK tubings | Idex Health and Science | P1569 | |
| PEEK tubing unions | Idex Health and Science | P881 | |
| Pulse Generator | HP | 8110A | |
| Aluminum Wire | Bob Martin Company | 6061 ALUM | |
| Oscilloscope | Agilent | DSO3062A | |
| 50 ml centrifuge tubes | VWR | 21008-178 | |
| 15 ml centrifuge tube | VWR | 21008-216 | |
| T75 culture flask | VWR | 82050-862 | |
| Dextran, Tetramethylrhodamine, 3,000 MW, Anionic | Gibco, Life Technologies | D3307 | |
| Dextran, Tetramethylrhodamine, 70,000 MW, Neutral | Gibco, Life Technologies | D1819 | |
| Dextran, Texas Red, 3,000 MW, Neutral | Gibco, Life Technologies | D3329 |
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