Abstract
Med tempoet i videnskabens fremskridt accelererer hurtigt, er der behov for nye metoder til eksperimentel neurovidenskab til hurtigt og nemt manipulere genekspression i musen hjernen. Her beskriver vi en teknik, først introduceret af Passini og Wolfe til direkte intrakraniel levering af viralt kodede transgener i den neonatale mus hjernen. I sin mest basale form, den procedure kræver kun en ice bucket og en mikroliter sprøjte. Dog kan protokollen også tilpasses til anvendelse med stereotaksiske rammer for at forbedre sammenhængen for forskere nye til teknikken. Metoden bygger på evnen af adeno-associeret virus (AAV) at bevæge sig frit fra de cerebrale ventrikler i hjernen parenkym mens ependymal foring er stadig umoden i den første 12-24 timer efter fødslen. Intraventrikulær injektion af AAV i denne alder resulterer i udbredt transduktion af neuroner i hele hjernen. Udtryk begynder inden for få dage efter injektion og fortsætter til lifetime af dyret. Viral titer kan justeres til at kontrollere tætheden af transducerede neuroner, mens co-ekspression af en fluorescerende protein giver en afgørende etiket transducerede celler. Med den stigende tilgængelighed af virale core faciliteter til at give både off-the-shelf, færdigpakkede reagenser og brugerdefinerede viral forberedelse, denne fremgangsmåde giver en rettidig metode til at manipulere genekspression i musehjernen der er hurtig, nem, og langt billigere end traditionel germlinie teknik.
Introduction
Traditionelle metoder til modificering neurale genekspression kræver tidskrævende og dyre germline manipulationer. Alternative de novo tilgange såsom i livmoderen elektroporation eller stereotaktisk lentiviral injektion give hurtigere resultater, og er billigere, men har den ulempe, at den kræver komplekse kirurgisk indgreb 1-3. Endvidere transgenekspression har et begrænset geografisk område med disse metoder. Heri beskriver vi en hurtig, nem og økonomisk metode til udbredt neuronal manipulation via intraventrikulær injektion af adenoassocieret virus (AAV) i neonatale mus hjernen. Metoden blev første gang beskrevet af John Wolfe og Marco Passini i 2001, hvor de foreslog lille partikelstørrelse AAV gjort det muligt at diffundere i den cerebrale spinalvæske, når det passerer fra de laterale ventrikler via umoden ependymal barrieren og ind i hjernen parenkym 4 5. Intraventrikulær injektion af AAV i fFØRSTE 24 timer efter fødsel udbytter udbredt viral transduktion af neurale delmængder spænder hver region af hjernen fra olfaktoriske pærer på hjernestammen 6,7. Viralt leveret transgener udtrykkes og aktiv inden for få dage efter injektion, og vare i op til et år efter transduktion. Således er denne alsidige manipulation muliggør undersøgelser spænder fra tidlig postnatal udvikling hjerne til aldring og degeneration i voksen.
Ved at tilpasse teknikken til vores specifikke eksperimentelle behov, har vi primært fokuseret på AAV8 serotype fordi det er den mest effektive til at transducere neuroner 6. Vi viser, at virustiter kan fortyndes til at kontrollere tætheden af transducerede neuroner til eksperimenter testcelle-iboende konsekvenser af genmanipulation. Derudover viser vi, at to vira kan co-injiceres til frembringelse af ekspressionsmønstre, der orienteres mod distinkte eller overlappende sæt af neuroner, afhængigt af de serotyper, der er valgt tilviral pakning. Vores arbejde udvider alsidigheden af denne teknik til brug i en bred vifte af eksperimentelle neuroscience indstillinger.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Udfør alle procedurer og protokoller, der involverer dyr i overensstemmelse med National Institutes of Health Guide til Pleje og anvendelse af forsøgsdyr. De her beskrevne procedurer blev revideret og godkendt af Baylor College of Medicine Institutional Animal Care og brug Udvalg.
Replikationsinkompetent adeno-associeret virus (AAV) vektorer til transgen i gnaverhjerne er godkendt til biosikkerhed Niveau 1 brug. Der henvises til CDC hjemmeside for den amerikanske regering publikationen "biosikkerhed i Mikrobiologi og Biomedicinske Laboratories (BMBL)", som beskriver specifikke krav til ordentlig beskyttelse og virus håndteringen. Check med de lokale veterinær og miljøsikkerhed personale til at lære institutionelle specifikke krav til procedurer ved hjælp af vira. Regler om forsøgsformål, karantæne, samt identifikation af biohazard bure varierer på tværs af institutionerne.
1. Præstudse P0 Hvalpe og Foster Mødre
- Giv højt fedtindhold chow for alle gravide og ammende kvinder til at støtte de energikrav avl og amning.
- Om aftenen nedsat en avl bur ved at tilføje en eller to raske kvinder til buret af en enkelt bosiddende mand. Den følgende morgen, så tjek hunnerne til en parring stik og adskille hunnerne fra hannerne, hvis et stik er til stede.
- Brug fostermødre at hæve hvalpe fra en genetisk baggrund med dårlige maternelle karakteristika (f.eks C57BL / 6 eller C3HeJ). Foster mødre acceptere unger fra en anden kuld hvis de overførte unger fødes senest fire dage efter den plejemor eget kuld.
- Oprette en særskilt parring bur ved hjælp af ICR eller FVB hunner sammen med de eksperimentelle opdrættere, således at de to sæt hunner levere på omtrent samme tid.
- Kvinder vil levere i 19 ± 1 dage stikket dato, afhængigt af baggrund stamme. Tre dage før deveringstiderne (16 dage efter stikket dato), skal du placere den gravide kvinde i en ren bur med frisk redemateriale og en overdækket læ.
- Check for nyfødte hvalpe to gange dagligt med start 2 dage før den forventede leveringsdato (17 dage efter stikket dato). Undersøg bur med minimal stress til mødrene ved kigger gennem bunden for tilstedeværelsen af lyserøde nyfødte. Mus generelt levere unger i morgen, men i sjældne tilfælde vil levere i eftermiddag.
- Planlæg at udføre injektioner, så snart ungerne ammer (som vil være tydeligt ved synlige mælk pletter), eller inden for 6 timer af fødsel, alt efter hvad der kommer først.
2. Forbered Udstyr til injektion
- Forbered en 10 pi injektionssprøjte med en 32 G kanyle til generelle P0 nyfødte. Hvis der udføres stereotaktisk injektion, montere sprøjtens manipulatorarm.
- Hvis du bruger en stereotaktisk ramme til injektioner, afkøles den neonatale fase til 4-8 ° C ved tilsætning af 100% ethanol og tøris til reservoiret ved den forreste ende af blokken. Temperaturen holdes på over 1 ° C for at undgå forfrysninger af hvalpene.
3. Forbered Virale Opløsninger til injektion
- Forbered en 1% trypanblåt farveopløsning (20x lager).
- Forbered 5-25 ul portioner af adenoassocieret virus (AAV) lager inde i en klasse 2 biosikkerhed kabinet. Placer disse alikvoter ved -80 ° C til fremtidig brug. Undgå yderligere fryse-tø-cykler, som dette forårsager virussen mister transduktion effektivitet.
- Fjern en portion af AAV fra -80 ° C fryser og sted på is til at tø.
- Forbered virale opløsning til injektion ved fortynding af virus i iskold 1x phosphatpufret saltvand (PBS). Start med en ti-fold seriefortynding (Oktober 10 - august 10 viruspartikler / halvkugle) til indledende optimering af transduktion mønster.
- Tilføj 20x trypanblåt til AAV-opløsning til en endelig koncentration på 0,05%.
- Placer en lille aluminiumsplade på is til afkøling. Placer en tør opgave tørre oven på pladen for at beskytte hunds hud fra den kolde metal. Dette tjener som en flad kold overflade for at bedøve og injektion hvalpene.
- Forbered en opvarmning pad egnet til opbevaring af neonatale mus varm før og efter injektion.
- Når nyfødte unger er begyndt at sygeplejerske, fjerne omkring halvdelen af dem fra buret og lade den anden halvdel med deres mor. Placer de indsamlede unger på opvarmning pad, mens de afventer injektion.
BEMÆRK: Hvis den biologiske mor ikke bryder sig om hvalpene, fjerne hele kuldet fra buret med det samme og placere hvalpene på en opvarmning pad at afvente injektion. Denne situation kan opstå med det første kuld født til C57BL / 6 tæver eller andre indavlede stammer, der har dårlige avl egenskaber. I denne situation vil mælkesjatter ikke være synlige på nyfødte hvalpe. - Overfør en hvalp fra opvarmning pad på kold metalplade at fremkalde hypotermi anæstesi. Vent 2-3 min for hvalpen at blive fuldt bedøvet. Bekræft anæstesi ved meget forsigtigt at klemme en pote og overvåge for manglende bevægelse eller åndedræt.
5. Injektion af AAV i neonatale mus
- Fri hånd intrakraniel injektion af AAV i neonatale mus:
- Load 5 mikroliter fortyndet AAV med 0,05% trypanblå i injektionssprøjten.
- Tør forsigtigt lederen af den bedøvede hvalp med en vatpind dyppet i 70% ethanol.
- Identificer injektionssteder ved 2/5 af afstanden fra lambda sutur til hvert øje. En alternativ injektionsstedet ligger cirka 0,8-1 mm lateralt fra den sagittale sutur, halvvejs mellem lambda og bregma. Disse vartegn er synlige gennem huden ved P0.
- Markere injektionsstedet med en ugiftig laboratorium pen.
- Hold sprøjten med den skala synlig for monivågning volumen opløsning dispenseres.
- Sørg for at tommelfingeren kan nå toppen af stemplet. Fjern derefter tommelfingeren fra stemplet mens positionering nålen for at undgå utilsigtet dispensering virus.
- Find en behagelig stilling til at afstive overarmen til injektion ved at sætte albuen på bænken og læner armen på isen spand.
- Læg hvalpen på siden med hovedet direkte under sprøjten. Vend hvalpen hoved så anlægsområdet markant indsprøjtning vender opad, og forsigtigt, men fast holde denne position med en åben hånd.
- Hold sprøjten vinkelret på overfladen af kraniet og indsætte nålen på stedet markant injektion til en dybde på cirka 3 mm. Injicer nålen indtil modstanden falder en smule, hvilket indikerer, at nålen er trængt ind i den laterale ventrikel. Hvis der er behov for en henvisning, Mark 3 mm fra spidsen af kanylen med giftfri maker. Juster indsprøjtning dybde til hvalp størrelse og belastning baseret på farvestof targeting af hjertekamrene.
- Hold sprøjten stift, således at stemplet kan trykkes ned uden at flytte nålen længere ind i hjernen. Hvis injektionen forskydes i thalamus, vil viral spredning blive alvorligt begrænset.
- Begynd langsomt at injicere virus, mens overvågning af antallet dispenseres fra sprøjten. Administrere en maksimal volumen på 2 ul i hver ventrikel. Hvis nålen er i den korrekte position, vil farvestoffet sprede at fylde ventrikel.
- Langsomt trækker nålen.
- Lad det første injektionssted til at lukke før injektion den anden halvkugle.
BEMÆRK: Du må ikke injicere samme sted mere end én gang. Genindsættelse af nålen kræfter virus, der allerede er blevet injiceret til at sive ud og forårsager skade eller død af hvalpen. - Injicer kontralaterale ventrikel efter samme procedure.
- Stereotaktisk injektion af AAV i neonatale mus:
- Belastning 5 pi af fortyndet AAV med 0,05% trypanblåt into injektionssprøjte indehaves af stereotaktisk manipulator.
- Anbring forsigtigt hvalpen hoved mellem øre tremmer neonatale rammen. Sørg for, at hovedet er niveauet i Y-aksen (front til bagside) ved at kontrollere, at linjen mellem lambda og bregma er parallel til scenen. Sørg for, at hovedet er niveauet i X-aksen (side til side), ved at kontrollere, at en tænkt linie mellem ørerne, eller en linie mellem øjnene, er parallel til scenen.
- Tør forsigtigt bedøvede hvalp hoved med en vatpind dyppet i 70% ethanol.
- Brug stereotaktisk manipulator at placere sprøjten over lambda og derefter nul X og Y koordinaterne. Flyt stereotaksiske våben til (X, Y) = (0,8, 1,5) mm for standard P0 hvalpe.
BEMÆRK: Pup størrelse og stereotaksiske koordinater kan variere fra stamme og alder. Juster koordinater baseret på farvestof injektioner efter behov for at målrette de laterale ventrikler. - Sænk langsomt nålen ind injektionsstedet. Overfladen af kraniet vil INDent og derefter slippe, når nålen er trængt ind i huden. Træk kanylen indtil kraniet genvinder sin normale konkav form, men holde facet af nålen under huden. Nul Z-koordinat på dette punkt.
- Stik nålen indtil Z = -1.7 mm og derefter trække -1,5 mm.
- Injicer langsomt virus. Hver halvkugle kan acceptere op til 2 pi opløsning.
- Opbevar sprøjten i stedet for 30-60 sekunder efter endt injektion og derefter langsomt trække nålen over 1-2 minutter.
- Gentag for den kontralaterale hemisfære, bruge negative koordinater i X-aksen for injektionsstedet.
BEMÆRK: Alternative koordinater til injektion er (X, Y, Z) = (0.8, 2.0, -1.5) mm, og (1,2, 1,0, -1,5) mm. Udfør den første injektion på (0,8, 2,0), derefter flytte til (0,8, -2.0), (1,2, 1,0) og endelig (1.2 -1.0). Der indsprøjtes 1 ml af opløsning på hvert site, for i alt 2 pi pr halvkugle. Flyt hurtigt mellem injektionerne for at fuldføre proceduren i Less end 10 min.
6. Post-injektion Care
- Efter at have afsluttet injektioner i begge halvkugler, skal du placere hvalpen tilbage på opvarmning pad indtil sin kropstemperatur og hudfarve tilbagevenden til normal og ungen begynder at bevæge sig.
- Hvis du bruger den biologiske mor til at pleje de injicerede nyfødte, returnere de injicerede unger til den biologiske mor, efter at de genvinde normal bevægelse. Placer de resterende ikke-injicerede unger på opvarmning pad. Gentag proceduren, indtil alle mus er blevet injiceret.
- Hvis du bruger en plejemor at pleje de injicerede nyfødte, overføre alle injicerede unger til den plejemor for pleje, når de genvinde normal bevægelse.
- Fjern de fleste eller alle af de hvalpe, der tilhører den plejemor fra buret for at sikre succes i de injicerede dyr.
- Hvis plejemor hvalpe og injiceres hvalpe har samme øjne og hud farve, markere hvalpe fra plejemor med et laboratorium pen, så de kan væreskelnes senere.
- Placer plejemor hvalpe og nogle af deres strøelse sammen med de injicerede hvalpe. Sørg for, at de injicerede hvalpe erhverver duften af hendes biologiske afkom at forbedre accepten af de nye hvalpe.
- Placer kun de injicerede hvalpe tilbage i plejemor bur. Frasortering eventuelle resterende unger fra plejemor.
- Sørg for, at moderen er deltager til og sygepleje de injicerede unger inden for 10 min for at placere dem ind i buret. Hvis moderen ikke afhenter hvalpene inden for dette tidsrum, overføre unger til en anden plejemor.
- Mærk bur med en biohazard kort for at vise, at det indeholder viralt injicerede dyr. Hus buret i et godkendt område i 72 timer.
- Efter 72 timers karantæne periode, overføre mor og hvalpe (men ingen strøelse eller andre bure varer), til et rent bur. Udfør denne overførsel inde i en niveau 2 biosikkerhed kabinet at undgå udsættelse for enhver viralt kontamineret strøelse. Return ren bur med de injicerede dyr til almindelig mus facilitet.
- Placer beskidt bur i en biohazard taske, der steriliseres ved autoklavering, og derefter vende tilbage buret til terrariet.
7. Oprydning
- Placer de resterende virus opløsning ved 4 ° C til fremtidig brug. Den virus bevarer transduktionseffektivitet i mindst 2 måneder, når de opbevares ved 4 ° C 8.
- Desinficere kanyle og sprøjte med 2% blegemiddel efterfulgt af gentagne skylninger i demineraliseret vand.
- Rengør arbejdsområde med 2% blegemiddel, efterfulgt af 70% ethanol.
- Saml alle engangsartikler, herunder pipettespidser, rør, maske og handsker i en plastik biohazard taske. Bortskaf affaldsmaterialer som påkrævet af den lokale lovgivning og institutionelle politikker (dvs. autoklave eller brændes).
8. Forbered musehjerner for Imaging
- Placer en injicerede mus ind i et kuldioxid dødshjælp kammer ved 34 uger efter injektion. Følg de institutionelle retningslinjer for korrekt eutanasi procedurer. Ikke perfundere dyr med paraformaldehyd, da dette vil slukke fluorescens etiketten.
- Fjern de hele hjerner fra kraniet og løse for 3-12 timer i 4% paraformaldehyd i PBS ved 4 ° C.
- Overfør den faste hjerne til 30% saccharose til cryoprotection. Inkuber ved 4 ° C, indtil hjernen synker til bunden.
- Saml en spand finthakket tøris. Skær hjernen i halvdelen ned midterlinjen. Bury hjernehalvdelene i tøris til at fryse.
- Cool mikrotomen fase ved tilsætning af tøris og 100% ethanol.
- Fastgør hjernen på scenen med midterlinjen ned ved hjælp af PBS, og lad det fryse.
- Snit gennem hjernen på 30-45 um tykkelse ved hjælp af en indefrysning-glidende mikrotom.
- Place sektioner i 24-brønds plader indeholdende frostvæske (250 ml glycerol, 300 ml ethylenglycol, 500 ml 0,1 M phosphatpuffer, pH 7,4). Dækplader with sølvpapir og opbevares ved -20 ° C til senere brug.
- Saml sektioner fra 1-4, brønde og vask 3x i PBS.
- Mount sektioner onto objektglas og dækglas. Lad objektglassene tørre i et mørkt sted.
- Billede dias ved hjælp af passende filtre til indfødte YFP eller tdTomato at kontrollere virustransduktion mønster.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Succesfulde intraventrikulære viral injektion udbytter udbredt og robust neuronal udtryk. Her evaluerede vi virustransduktion hjælp YFP eller tdTomato fluorescerende gener under kontrol af kylling beta actinpromotor (CBA-promotoren). Disse konstruktioner blev pakket ind AAV8 og injiceres i de laterale ventrikler neonatale (P0) ICR mus. Høje virale titere (10 10 partikler pr halvkugle) resulterede i tæt mærkning af lugtekolben, striatum, hjernebarken, hippocampus og cerebellum (figur 1A, venstre). Mærkning var også tydeligt i cerebellare Purkinje neuroner, men især fraværende fra cerebellare granula neuroner, der endnu ikke er til stede i stort antal på P0. Injektion af færre virale partikler (10 7) resulterede i sparsomme mærkning og lavere intensitet ekspression (figur 1A, højre). Vi almindeligt brug AAV8 inden for et koncentrationsområde på mellem 10 7 og 10 10 partikler pr halvkugle som et n let og pålidelig måde at kontrollere graden af transgen mosaicisme fremstillet ved injektion (figur 1B). Vi har også tilpasset teknikken til at udtrykke flere transgener ved co-injicere to eller flere vira. Co-injektion af to virus pakket i den samme serotype (dvs. både AAV8) forspænder den resulterende transduktion til overlappende neuronale populationer, således at mange celler udtrykker begge transgener (figur 2A). Ved lavere koncentrationer ekspressionsmønstrene bliver mere uafhængige, og andelen af co-mærkede celler er reduceret (figur 2B). Ikke-overlappende udtryk kan også opnås ved co-injektion af forskellige AAV serotyper. Co-injektion af AAV1 og AAV8 koder for forskellige fluorescerende journalister producerer et stort set uafhængig mønster af dual-mosaicisme (figur 2C).
ig1highres.jpg "width =" 600 "/>
Figur 1. Viral titer kan bruges til at kontrollere tætheden af viral transduktion. (A) En bred vifte af transgen mosaicisme kan opnås ved fortynding af den virale opløsning fra 10 10 ned til 10 7 partikler / halvkugle. Repræsentative billeder af sagittale afsnit viser to forskellige transduktion mønstre baseret på viral titer. Billeder blev taget fra mus, der er høstet 3 uger efter injektion med AAV8-YFP at levere 2,0 x 10 10 (venstre) eller 5,0 x 10 7 (højre) partikler / halvkugle. (B) Højere forstørrelse billeder af cortex (øverste række) og cerebellum ( nederste række) viser spektret af transgen mosaicisme opnået ved seriel fortynding af AAV8. Transduktion visualiseres ved nativ YFP fluorescens. Eksponering tider for hele hjernen billeder blev bestemt af cortex og hippocampus, der fluorescerer klarest, mens eksponering tider for den forstørrede paneler blev justeret til at vise mønstre inden for hvert region. Klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 2. Titer og serotype uafhængigt styre graden af viral co-ekspression. Repræsentative billeder viser transduktionen mønster i hjernebarken (A, B) og cerebellum (C) 3 uger efter viral injektion. (A) Co-injektion af to AAV8 vira indeholdende forskellige fluorescerende reportere (tdTomato eller YFP), der produceres omfattende transduktion i hele hjernen. Størstedelen af transducerede celler udtrykte begge transgener. (B) Co-injektion af de samme virus på lavere titre produceret sparsomme ekspression af hvert protein, hvor færre celler blev transduceret af begge vira. (C) Co-injicereion af AAV pakket i forskellige serotyper (AAV8 og AAV1), selv ved moderat høje titre, produceret en stort set ikke-overlappende mønster af viral udtryk. Mønsteret for hver fluorescerende protein var næsten identisk med dets ekspression, når de injiceres alene, hvilket indikerer, at transduktion af en AAV er uafhængige af hinanden. TdTomato fluorescens vises i rødt, YFP grønt. Transduktion visualiseres ved naturlig fluorescens. Klik her for at se en større version af dette tal.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne erklærer, at de ikke har nogen konkurrerende finansielle interesser.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| ICR outbred mice | Harlan | Hsd:ICR (CD-1) | This strain is also known as CD-1 |
| FVB inbred mice | The Jackson Laboratory | 1800 | 5-6 weeks of age |
| Nestlets | Lab Supply | NESTLETS | |
| Shepherd shacks | Lab Supply | SS-mouse | |
| High fat rodent chow | Purina Mills | PicoLab Mouse diet 20, #5058 | This is our standard breeder chow |
| High fat rodent chow (alternative) | Harlan Laboratories | Teklad Global 19% protein rodent diet #2019S | If low phytoestrogen, autoclavable diet is needed |
| Injection syringe | Hamilton | 7653-01 | 10 ml syringe |
| Injection needles | Hamilton | 7803-04, RN 6PK PT4, 0.375" | 32 G, for standard P0 injections |
| Metal plate for cryoanesthesia | McMaster Carr | 8975K439 | Raw aluminum plate, 6” x 12”, 0.25” thick, will need to be cut into 3 equal pieces and edges sanded by local machine shop |
| Small animal stereotaxic device with digital readout | David Kopf Instruments | Model 940 | |
| Universal syringe holder with needle support foot | David Kopf Instruments | Model 1772-F1 | |
| Neonatal frame | Stoelting | 51625 | Officially called a mouse and neonatal rat adaptor |
| Biohazard disposal bags with sterile indicator | VWR | 14220-030 | Important! – Check with local veterinary and environmental safety staff to learn your institute’s protocol for biohazard waste disposal |
References
- De Vry, J., et al. In vivo electroporation of the central nervous system: a non-viral approach for targeted gene delivery. Progress in neurobiology. 92, 227-244 (2010).
- Sun, B., Gan, L. Manipulation of gene expression in the central nervous system with lentiviral vectors. Methods Mol Biol. 670, 155-168 (2011).
- Puntel, M., et al. Gene transfer into rat brain using adenoviral vectors. Curr Protoc Neurosci. 4, (2010).
- Passini, M. A., Wolfe, J. H. Widespread gene delivery and structure-specific patterns of expression in the brain after intraventricular injections of neonatal mice with an adeno-associated virus vector. J Virol. 75, 12382-12392 (2001).
- Passini, M. A., et al. Intraventricular brain injection of adeno-associated virus type 1 (AAV1) in neonatal mice results in complementary patterns of neuronal transduction to AAV2 and total long-term correction of storage lesions in the brains of beta-glucuronidase-deficient mice. J Virol. 77, 7034-7040 (2003).
- Kim, J. Y., et al. Viral transduction of the neonatal brain delivers controllable genetic mosaicism for visualising and manipulating neuronal circuits in vivo. Eur J Neurosci. 37, 1203-1220 (2013).
- Chakrabarty, P., et al. Capsid serotype and timing of injection determines AAV transduction in the neonatal mice brain. PloS one. 8, (2013).
- Croyle, M. A., Cheng, X., Wilson, J. M. Development of formulations that enhance physical stability of viral vectors for gene therapy. Gene therapy. 8, 1281-1290 (2001).
- Bauer, H. C., Bauer, H. Neural induction of the blood-brain barrier: still an enigma. Cellular and molecular neurobiology. 20, 13-28 (2000).
- Cearley, C. N., et al. Expanded repertoire of AAV vector serotypes mediate unique patterns of transduction in mouse brain. Molecular therapy : the journal of the American Society of Gene Therapy. 16, 1710-1718 (2008).
- Grimm, D., et al. In vitro and in vivo gene therapy vector evolution via multispecies interbreeding and retargeting of adeno-associated viruses. J Virol. 82, 5887-5911 (2008).
