Summary
Denna metod skapar en konkret, välbekant miljö för musen för att navigera och utforska under mikroskopiska avbildning eller encelliga elektrofysiologiska inspelningar, som kräver fast fixering av djurets huvud.
Abstract
Det är allmänt erkänt att användning av narkosmedel kan undergräva betydelsen av elektrofysiologiska eller mikroskopiska data från en levande djurets hjärna. Dessutom begränsar den långa återhämtning från anestesi frekvens av upprepade inspelning / imaging episoder i longitudinella studier. Därför är nya metoder som skulle möjliggöra stabila inspelningar från icke-sövda beter möss förväntas avancera områdena cell-och kognitiv neurovetenskap. Befintliga lösningar sträcker sig från rent fysiskt tvång till mer sofistikerade metoder, såsom linjära och sfäriska löpband som används i kombination med datorgenererade virtuella verkligheten. Här är en ny metod som beskrivs där ett huvud-fast musen kan flytta runt en luft-lyfte mobil homecage och utforska sin omgivning under stressfria förhållanden. Denna metod gör det möjligt för forskare att utföra beteendetester (t.ex. lärande, tillvänjning eller nya objekt erkännande) samtidigt medtvå-foton-mikroskopisk avbildning och / eller patch-clamp inspelningar, alla kombinerade i ett enda experiment. Denna video-artikeln beskriver användningen av den vakna djur huvud fixeringsanordning (mobil homecage), demonstrerar procedurerna från djur vanebildning, och exemplifierar ett antal möjliga tillämpningar av förfarandet.
Introduction
En spännande trend i neurovetenskap är att utveckla experimentella metoder för molekylär och cellulär sondering av neuronala nätverk i hjärnan av vaken, beter gnagare. Sådana metoder håller lovar att kasta nytt ljus på neurofysiologiska processer som ligger bakom motorik, sensorimotor integration, perception, inlärning, minne, samt skade progression, neurodegeneration och genetiska sjukdomar. Dessutom inspelning från vaken djurets hjärna håller löftet i utvecklingen av nya läkemedel och behandlingar.
Det finns en växande medvetenhet om att anestesi, vilket har varit vanligt förekommande i neurofysiologiska experiment, kan påverka de grundläggande mekanismerna för hjärnans funktion, vilket kan leda till felaktig tolkning av experimentella fynd. Därmed ökar ofta används bedövningsmedlet ketamin snabbt bildande av nya Dendritutskotten och ökar synapserna 1; en annan vanlig anesthetic isofluran vid kirurgisk anestesi nivåer undertrycker helt spontan kortikal aktivitet i nyfödda råttor och blockerar spindel-burst svängningar hos vuxna djur 2. För närvarande endast ett begränsat antal metoder möjliggör experiment i icke-sövda möss med hjälp av två-photon mikroskopisk avbildning eller patch-clamp inspelningar. Dessa metoder kan uppdelas i fritt rörliga och huvud-fasta beredningar.
Den unika attraktionskraft ett fritt rörliga djur preparatet är att det tillåter bedömning av naturligt beteende, inklusive hela kroppsrörelser under navigering. Ett sätt att bilden inne i hjärnan av en fritt rörliga gnagare är att fästa en miniatyriserad huvudmonterade mikroskop eller fiberskop 3-5. Men miniatyriserade enheter tenderar att ha begränsad optisk prestanda jämfört med mål-baserad två-photon mikroskopi, och kan inte vara lätt kombineras med hela cell patch-clamp inspelningar 6.
Den existing lösningar för huvud-fastställande av en vaken gnagare har förlitat sig huvudsakligen antingen fysiskt tvång 7,8 eller på utbildning djuret uppvisa frivillig nackskyddet 9. En annan populär metod är att låta djurets ben att röra sig genom att placera det på, till exempel, en sfärisk löpband 10; detta tillvägagångssätt är ofta kombinerat med datorgenererad virtuell verklighet. Elektrofysiologiska experiment på huvudet fixerade möss har mestadels använt cellulära inspelningar och användes för att studera centrala regleringen av kardiovaskulär funktion 11, effekter av anestesi på nervaktivitet 12, den auditiva svar i hjärnstammen 13 och informationsbehandling 14. De banbrytande intracellulära / hel-cell inspelningar i vakna beter djur har utförts under 2000-talet och har fokuserat på neural aktivitet relaterad till perception och rörelse 15-20. Ungefär samtidigt, var de första mikroskopiska avbildningsstudier på vakna möss pubställts, där två-foton-mikroskopi användes i den sensoriska cortex av fysiskt fastspända råttor 7 och på möss som kör på en sfärisk löpband 21.
Efterföljande in vivo mikroskopi och elektrofysiologiska studier har visat att ett huvud fixering preparatet kan framgångsrikt kombineras med beteendeparadigm som baseras på forelimb rörelser, lukt erkännande, vispning, och slicka 8,22-25. Möss som ställs på den sfäriska löpband kan tränas att navigera den virtuella visuell miljö som genereras av en dator 10,26. Intracellulära / cellulära inspelningar visade att, i en huvud-fast djur navigerar sådan virtuell miljö, aktivering av hippocampus plats celler kan detekteras 27. I en virtuell visuell miljö, möss visar normal rörlighet relaterade theta rytm i det lokala området potential och theta-fas precession under aktiv rörelse 27. Nyligen, den rumsliga och tidsmässiga Verksamhety mönster av neuronala populationer registrerades optiskt i möss under arbetsminnet beslutsuppgifter i en virtuell miljö 28.
Trots att ha aktiverat banbrytande forskning, har den sfäriska löpband designen flera inneboende begränsningar. För det första djuret som krävs för att gå på en obegränsad yta av en roterande luft lyfte bollen, vilket inte medför några påtagliga hinder som väggar eller barriärer. Denna begränsning är endast delvis kompenseras av den datorgenererade "virtual reality", eftersom visuell ingång är utan tvekan mindre effektiv på möss och råttor i jämförelse med den taktila sensorisk insignal (t ex, whisker-touch eller slicka), som dessa arter förlitar naturligt vidare. För det andra kan en betydande krökning av kulans yta vara obekvämt för laboratoriemöss som används för att gå på ett plant golv i sina burar. Slutligen blotta diametern för kulan (åtminstone 200 mm för möss och 300 mm för råttor) gör den vertikala storleken för den sfäriskalöpband anordningen relativt stor. Detta gör det svårt att kombinera sfärisk löpband med de flesta kommersiellt tillgängliga mikroskopi uppställningar, och kräver ofta att bygga en ny inställning runt löpbandet med hjälp av skräddarsydda mikroskop ramar.
Här är en ny metod som beskrivs där ett huvud-fast musen kan flytta runt en luft-lyfte mobil homecage som har en platt golv och konkreta väggar, och utforska den fysiska miljön under stressfria förhållanden. Den här artikeln visar förfarandena för musen utbildning och huvudfixering, och ger representativa exempel där två-photon mikroskopi, inneboende optisk avbildning och patch-clamp inspelningar utförs i hjärnan hos vakna beter möss.
Protocol
Alla förfaranden som presenteras här utfördes enligt lokala riktlinjer för djurvård (Den finska lagen djurförsöks (62/2006)). Djuret licens (ESAVI/2857/04.10.03/2012) erhölls från kommunen (ELÄINKOELAUTAKUNTA-ELLA). Vuxna möss (ålder 1-3 månader, vikt 20-40 g) hölls i grupp-bostäder burar i den certifierade djuranläggning av Helsingfors universitet och försedd med mat och vatten efter behag.
1. Kraniell Window implantation
Kraniell fönster implanteras enligt publicerade protokoll 29-31 med mindre modifikationer, som kort beskrivs nedan:
- Sterilisera instrumenten innan kraniala fönstret implantation. Behåll sterila förhållanden under operation för att minimera risken för postoperativa komplikationer.
- Administrera ett analgetikum (Ketoprofen, 2,5 mg / kg) 30 minuter före operation och 24 h efter kirurgi. Ettesthetize musen med användning av en blandning av ketamin (80 mg / kg) och xylazin (10 mg / kg) injicerades intraperitonealt. Regelbundet övervaka anestesidjupet med tass nypa. Använd en värmedyna för att bibehålla djurets kroppstemperaturen vid 37,0 ° C. För att minska kirurgi-inducerad inflammation och cerebralt ödem, administrera dexametason (2 mg / kg) genom subkutan injektion.
- Applicera ögon smörjmedel för att skydda ögonen från att bli torr. Raka musens huvud och rengör det rakade området. Skär huden med hjälp av kirurgisk sax och pincett längs linjen från nackskinnet till pannan. Ta bort alla bindväv ansluten till skallen.
- Långsamt och försiktigt borra ett litet väl på den vänstra främre benet med hjälp av en hög hastighet kirurgisk borr. Skruva en mini skruv (se Material) i det borrade väl. Genomför inte mer än en-och-en-halv fulla varv på skruven.
OBS: Undvik de områden som ligger direkt ovanför de ytliga kortikala kärl. Störning av dessa Vessel kan leda till massiv blödning. - För att utföra kraniotomi, borra ett cirkulärt fönster (3-3,5 mm i diameter) i den högra parietala ben. Applicera en droppe av cortex-buffert (125 mM NaCl, 5 mM KCl, 10 mM glukos, 10 mM HEPES, 2 mM CaCl2, och 2 mM MgSO 4 i destillerat H2O utökat med penicillin 100 enheter / ml och streptomycin 100 | j, g / ml) och ta försiktigt bort den del av benet som ligger innanför den runda fönstret.
OBS: För att uttrycka ett fluorescerande protein i ett visst subpopulation av celler, utföra intrakraniell injektion av adeno-associerat virus (AAV)-vektor eller andra virala vektorer vid denna punkt i förfarandet. - Placera en rund täckglas (# 1.5 tjocklek kod) på hjärn fönstret. Fäst täckglas till skallen med polyakryl lim. Placera en metallhållare ovanpå täckglaset och fixera den med blandningen av tandcement och polyakryl lim.
OBSERVERA: Det förfarande som beskrivs ovan är optimerad för kraniala fönsteranvänds i optiska avbildningsexperiment. För att förbereda en "inverterad" kraniell lucka för elektrofysiologiska experiment, använda ett annat förfarande. Först limma metallhållaren till skallen. Borra ett cirkulärt fönster i innehavarens öppning som exemplifieras i videon. Alternativt, gör en mindre kraniotomi (mindre än 0,5 mm i diameter) över det intressanta området för att förhindra eller minimera hjärnrörelsen 32. Uppdatera kortikala buffert eller placera en droppe silikon lim på kraniala fönstret, stäng den med en rund täckglas. - Efter avslutad operation, placera djuret i en varm bur med lättillgänglig mat och vatten. Tillbaka djuret till den grupp-bostäder bur först efter det återvinner helt från anestesi. Åter administrera smärtstillande vid detektering några tecken på smärta, även ovilja att röra sig, äta eller dricka, viktminskning, salivering, upprest päls eller onormala andningsljud.
2. Animal Hantering
- Ta musen från sin bur och helt enkelt hålla den i 5-10 min. Var lugn vid hantering av djur, undvika att göra ryckiga rörelser och ljud.
- Efter hantering, tillbaka musen till sin bur.
- Upprepa proceduren hantering 2-3x med ojämna mellanrum mellan behandlingsepisoder, för att göra musen bekväm med experimentalist.
- Ta en liten mjuk trasa och linda djuret 2-3x med ojämna mellanrum.
- Djur bör behålla lugnet och vänja sig vid att vara insvept. Om musen är upphetsad och nervös, upprepa de hanterings-och inslagningsförfaranden.
3. Animal Training
- Starta utbildning av djuret i mobil homecage nästa dag efter tillvänjning till hantering och emballage är klar.
- Spela djurets väga dagligen före och under träning.
OBS: Om det under utbildningen, förlorar djur över 10% av sin vikt, det bör undantas från than experimenterar. - Justera den vertikala positionen av huvudet fixering armen av den mobila homecage enhet för att matcha storleken på den utbildade djuret. Anslut luftintaget av anordningen till den standard laboratorietryckluftutlopp (typiskt antingen en gastank eller en luftpump som tillhandahåller ett tillräckligt högt tryck och hastighet av luftflödet, dvs ungefär 5 bar och 300 l / min).
- Slå in djuret i en trasa.
- Sätt i metallhållaren, som är knuten till djurets huvud, in i huvudet fixeringsarmen och fixera den genom att dra åt skruvarna. Sätt på luftflödet och se till att luftflödet är optimalt för fri flotation av luft lyfte homecage. Släpp djuret i mobil homecage genom att ta bort trasan.
- För att vänja djuret för buller, ger en konstant exponering för omgivande ljud (med hjälp av till exempel radio eller inspelad musik och tal) under alla träningspass och under experimenten.
- Dnder det första träningspasset, hålla rummet ljuset på under den första timmen, sedan stänga av ljuset fram till slutet av träningspasset.
- Efter 2 timmar av träning i mobil homecage, släpper djuret från huvudet fixering och återlämna den till sin bur med en leverans av vatten och mat. Lämna den i minst 2 timmar i vila förhållanden.
- Rengör den mobila homecage efter varje träningspass med användning av en 70% etanollösning och skölj den med kranvatten. Sug upp vattnet med engångspappershandduk och torka den mobila homecage före nästa användning.
- Genomför utbildningar i följd för 2 timmar, med rummet ljus stängs av medan djuret utbildas.
- Utför träningspass två gånger dagligen.
- Efter 8 till 12 träningspass, använda djuret i en experimentell session för upp till 2 timmar vid en tidpunkt.
OBS: Under långvarig träning som varar mer än 1-2 timmar, överväga att ge musen wed dricksvatten, som kan levereras antingen manuellt eller med hjälp av en pipett hållare fäst till den mobila homecage ramen. Alternativt kan vatten tillföras för ad libitum användning av djur genom att placera viskösa droppar hydro-gel direkt på väggarna i den mobila homecage.
OBS: Kom ihåg att väga djuren varje dag innan träning för att utesluta eventuella kroniska spänningseffekter. Uteslut ett djur från försöket om det, vid någon tidpunkt, visar det stressreaktioner såsom frysning, läte, eller stress-inducerad diarré.
4. Tillämpningar
- Två-foton Imaging i Vakna Mus Flytta runt Mobile Homecage
- Montera mobil homecage. Kontrollera positioner bron och huvudet fixering arm.
- Linda utbildade djuret i en trasa. Placera djuret i mobil homecage. Kläm fast metallhållaren i huvudet fixeringsarmen. Avlägsna trasan.
- Rengör implanterade täckglaset från damm med hjälpen 70% etanollösning och låter det torka.
- Placera en droppe immersionsvätska på omslaget klass. Helst använder en viskös lösning, eftersom vatten avdunstar snabbt.
- Placera den mobila homecage enheten med den utbildade djuret under mikroskop (om du inte har en andra, identisk produkt, som är stationär i mikroskopi setup).
- Utför avbildning med antingen en skräddarsydd eller en kommersiellt tillgänglig laserskanning mikroskop imaging-system utrustat med en femtosecond pulsad infraröd laser.
- Hitta regionen av intresse med användning av vidvinkelläget för den fluorescensmikroskop. Använd långa passfilter för att bedöma hjärnans kärlsystemet och välj en lämplig målområdet efter att ha granskat det mönster av blodkärl.
- För bild kortikala kärlsystem, injicera en 1% lösning av 70.000 MW Texas Red-konjugerade dextran (eller dess analog), antingen i svansvenen medan djuret är immobiliserade i trasan, eller retro-orbitalt medandjur är placerad i den mobila homecage. Trimma två-foton-laser till 860 nm, och som använder bandpassfilter (590-650 nm) för att samla in det emitterade ljuset. Använd 515-560 nm emissionsfilter för att bedöma de fina detaljerna i neuronal morfologi eller neuronal aktivitet med användning, till exempel, transgena möss som uttrycker YFP eller Ca 2 + - känslig fluorescerande protein GCaMP3 i en subpopulation av neuroner under Thy1 promotorn.
- Använd en lämplig programvara för bildtagning.
- Efter bildbehandling, släpper djuret från huvudet fixeringsarmen genom att lossa skruvarna. Tillbaka djuret till sin bur och låt den vila i minst 2 timmar innan nästa avbildning session.
- Förvara koordinaterna för varje region av intresse (ROI) för efterföljande reimaging. Bild samma ROI över tiden, och justera koordinater varje gång för att maximera bild överlappning.
- Analysera bilderna och göra tredimensionella rekonstruktioner användning av en lämplig softwär (t.ex. ImageJ, etc.).
- Inneboende optisk avbildning i Vakna Mus Flytta runt Mobile Homecage
- Montera mobil homecage under bilden förvärvet kamera av en inneboende optisk avbildning setup.
- Linda utbildade djuret i en trasa. Placera djuret i mobil homecage. Kläm fast metallhållaren i huvudet fixeringsarmen.
- Rengör implanterade täckglaset från damm med hjälp av en 70% etanollösning och låt det torka.
- Placera en droppe av glycerol på den implanterade glas och täck den med en 8 mm rund täckglas.
- Placera en manipulator med luftblåsröret mitt emot den kontra vibrissa.
- Justera positionen för höghastighetskamera och fokuserar den på den kortikala kärlsystem.
- Använd grönt ljus (filter 546BP30) utan en kamerafilter för att förvärva fartyg kartan.
- Fokusera djupare in i hjärnbarken, cirka 400 mikrometer under den kortikala ytan.
- Till bild tHan blodets syresättning nivåberoende (BOLD) optisk signal, placera 590LP filter framför kameran och belysa cortex med rött ljus (filter 630BP30).
- Justera belysningen av kortikal yta så att den är jämnt fördelad genom regionen av intresse, för att undvika överexponering. Justera belysningsintensitet, så att området av intresse faller inom 70 till 90% segment av kamerans dynamiska omfång.
- Använd LongDaq bild förvärv programvara för att samla in bilder från kameran.
- Använd bildförvärvsfrekvens på 1 till 10 Hz (dvs. mellan 1 och 10 bilder per sekund) för experiment med lågfrekvent stimulering (0,05 Hz).
- Stäng av rumsbelysning för att förhindra störningar av inneboende optiska signalen.
- Lämna minst 30 min för musen för att anpassa sig till den mobila homecage.
- Bild baslinjen aktivitet under en 6-minuters episod utan stimulering.
- För att spela in framkallat cortical aktivitet, stimulera vibrissa i en 10 sek ON/10 s AV-läget (0,05 Hz stimulering) med en hög frekvens (25 Hz) tåg av luft puffar för den period på totalt 6 min.
- Efter bildtagning, släpp musen från huvudet fixeringsarmen och återlämna den till sin bur.
- Använd inte extra datafiltrering för frekvens, eftersom amplituderna hos stimuleringssvar tenderar att vara relativt hög i vakna djur, vilket ger utmärkt signal-brus-förhållande.
- Konvertera de erhållna uppsättningar av bilder till *. Tif stack filer och analysera dem ytterligare genom att använda, till exempel, med öppen källkod FIJI programvara (ImageJ). Subtrahera baslinjen spontan aktivitet från ramarna som erhållits under vibrissa stimulering med hjälp av Bild Calculator verktyg. Alternativt, filtrera data i frekvensdomänen med hjälp av lämplig programvara.
- Patch-clamp inspelningar i Awake mus Röra sig på mobila Homecage
- Montera mobil homecage.
- Linda utbildade djuret i en trasa. Administrera trimetoprim (5 mg / kg) och sulfadoxin (25 mg / kg) för att förhindra bakteriell infektion. Placera djuret i mobil homecage. Kläm fast metallhållaren i huvudet fixeringsarmen.
- Rengör och sterilisera den implanterade dentalcement "tak" och täckglas med användning av en 70% etanollösning eller 0,5% klorhexidindiglukonat och låt det torka.
- Långsamt och försiktigt bort täckglaset från metallhållaren.
- Uppdatera kortikala bufferten kompletterad med penicillin, streptomycin och rengör kraniala fönstret från skräp med en steril BLODS tampong.
- Placera jordelektroden i det kortikala buffert.
- Placera elektrofysiologi huvudsteg i en mikromanipulator.
- Tillverka pipetter från borosilikatglas, som syftar till spets motstånd som sträcker sig från 6,5 till 8.5MΩ. Fyll patch-pipetten med en intracellulär lösning. Sammansättningen av fläckpipetten lösningen är denföljande (i mM): 8 KCl, 111 K-glukonat, 0,5 CaCl2, 2 NaOH, 10 glukos, 10 HEPES, 2 Mg-ATP och 5 BAPTA, pH justerades till 7,2 med KOH. Membran potentiella värden måste korrigeras för en beräknad vätske korsning potential -12 mV 33.
- Target regionen av intresse med användning av stereotaktiska koordinater, och snabbt flytta elektroden in i hjärnan under bibehållande starkt positivt tryck på pipettspetsen. Efter dura mäter penetration och pipetten positionering, mäta spetsen motstånd och kassera de elektroder som visar en ökning i resistans på mer än 10 till 15%, för att förbättra resultaten av de efterföljande stegen.
- Reducera det positiva trycket av halv för att undvika svallning av den omgivande hjärnvävnaden. Ytterligare steg är liknande den vanliga "blinda patch"-protokollet. För att hitta en neuron för att spela in från, sänk spetsen in i hjärnan stegvis tills en neuron upptäcks i ett nära proximity av pipettspetsen, vilket indikeras av en karaktäristisk temporal sekvens av elektrod impedansförändringar. Den viktigaste indikatorn på närvaron av en neuron är en monoton ökning av elektrod motståndet över flera på varandra följande framåt steg pipetten (typiskt, en ökning med 20% i pipetten motståndet över tre 2-ìm steg).
- För att bilda en gigatätning kontakt med den riktade neuron, applicera ett negativt tryck och en hyperpolarisering av pipetten.
- Applicera en kort puls av ett större undertryck till cellen för att fastställa konfigurationen helcells-. Dra in elektroden med 2-3 | im för att hålla en god tätning.
- Registrering spontan eller framkallad aktivitet under en önskad tidsperiod, upp till 20 till 40 min.
- Efter inspelningen, ut pipetten ur hjärnan.
- Uppdatera kortikala buffert eller placera en droppe silikon lim på kraniala fönstret, limma en rund täckglas ovanpå metallhållaren.
- Släpp animal från huvudet fixeringsarmen genom att lossa skruvarna. Tillbaka djuret till sin bur under minst en dag innan nästa inspelning.
- Analysera data med, till exempel, den FitMaster programvaran.
- Tillvänjning-dishabituation luktförmågan i Vakna Mus Flytta runt Mobile Homecage
- Fäst en ren bomullsstycke (2 x 2 cm) doppades i kranvatten till den inre sidan av väggen hos den mobila homecage med användning av en två-sidig tejp. Dela upp den mobila homecage väggen i fyra zoner genom att placera färg markörer på utsidan av väggen så att bit bomull ligger i mitten av den "målzon". Fixa djuret i headholder armen vänd mot väggsegmentet som är motsatt "mål"-zon och låter det att anpassa sig till den mobila homecage under 30 min.
- Ta en annan bit av ren bomull och blöt det med några droppar av den 1% vaniljextrakt. Ersätt ren bomull på den mobila homecage vägg med en bärande Vanilla lukt. Presentera lukten i 5 min. Spåra rörelserna hos den mobila homecage under lukten presentationsperioden. Uppskatta graden av intresse för lukten genom att mäta den sammanlagda tid som djuret tillbringar mot "mål"-zonen i förhållande till den totala tiden för mobil homecage rörelse.
- Upprepa 5-minuters program session tre gånger med hjälp av doften av vanilj, med en mellanperiod 5 min intervall. Använd en ny bit av "vanilj" bomull i varje session.
- Presentera djuret med ett socialt betydande lukt under den sista, femte mötet. Blöt en ren bit bomull med några droppar urin (som erhållits på den föregående dagen från ett djur av motsatt kön) och placera den i mitten av målzonen i 5 min.
- Novel lukt erkännande i vaken musflyttning kring mobila homecage
- Dividera väggen i fyra zoner genom att placera färg markörer på den yttre sidan av den mobila homecage väggen. Attach två rena bitar bomull (2 x 2 cm) doppades i kranvatten till den inre sidan av väggen i mitten av zonerna motstående varandra (betecknad som målzonen en och målzon 2). Fäst djuret i headholder armen inför en väggsegment utanför de zoner och låt den anpassa sig till den mobila homecage i 30 min.
- Byt ut båda bomullsbitar med nya celler:. Plats en bomulls bit blöt med 1% vaniljextrakt för att rikta zon 1 och en annan våt med kranvatten för att rikta zon 2 Spela in video i mobil homecage rörelserna för 10 min under lukten presentation session. Beräkna lukten delta som procentandel av den tid som djuret tillbringar inför målzon 1 relativt den ackumulerade tid inför zon 1 och 2.
- Efter en 10 min-intervall, placera ett annat par applikatorer på homecage vägg för den efterföljande 10 minutersperiod. Placera "vanilj" bomull i målzonen 1 och bomull applikator våt med 1% banan eXtract i målzonen 2 Gör en videoinspelning av mobil homecage rörelserna.. Beräkna den företräde till roman lukt som den procent av tiden som djuret tillbringar vänd mot väggsegmentet med det nya lukt (målzon 2) i förhållande till den kumulativa tiden vänd zonerna 1 och 2.
Representative Results
Den metod som presenteras här är avsedd för mikroskopisk avbildning eller encelliga elektrofysiologiska inspelningar i vaken, huvud-fast men annars fritt rörliga och beter möss. Djuret kan röra sig i två dimensioner i en verklig (till skillnad från virtuella), materiella och familjär miljö, medan djurens skull är fast ordentligt på huvudet fixeringsarmen. Habituerade mössen till luft-lyfte mobil homecage består av 4-6 dagar två gånger dagligen 2-tim utbildningar (Figur 1). De utbildade djuren kan sedan användas i försöken omedelbart. En typisk studie innehåller ett antal avbildning sessioner eller patch-clamp inspelningar som placeras ut med allt från några timmar till flera dagar eller veckor. Viktigt kan både optiska och elektrofysiologiska inspelningar utföras samtidigt med kognitiva eller beteendemässiga stimuli och avläsning, i ett enda experiment.
För att utvärdera den mekaniska stabiliteten hosmusens huvud fixering i den mobila homecage ades de bildsekvenser av kortikala kärl märkta med fluorescent konjugerat dextran och kortikala dendriter som uttrycker YFP uppsamlades medan de experimentella djuren navigerar mobil homecage (Figur 2). De maximala förskjutningarna i hjärnan under djurets rörelseförmåga inte normalt överstiga 1-1,5 mikrometer. Dessa förskjutningar skett i de horisontella riktningarna och mycket sällan resulterat i en detekterbar förskjutning av bildplanet, gör onödiga någon korrigering av rörelseartefakter. Stabil huvudet fixering i mobil homecage möjliggör kvantifiering av enskilda Dendritutskotten i vakna djur med samma tillförlitlighet som i sövda möss. Dendritiska ryggraden densitet, morfologi och omsättning kan övervakas under longitudinella studier med flera avbildning sessioner som utförs med intervall som sträcker sig från några timmar till flera dagar eller veckor.
Användbarheten av de mobile homecage för funktionell optisk avbildning testades i somatosensoriska cortex av vakna möss med två metoder: i) två-photon mikroskopi på Thy1-GCaMP3 transgena möss och ii) inneboende optiska signalen avbildning i vildtyp möss. Ca 2 + avbildning utfördes i skiktet 2/3, som innehåller cellkropparna hos många fluorescerande märkta neuroner, såväl som deras dendriter och axoner (Figur 3). Tomterna av fluorescens-over-tiden från utvalda områden av intresse (ROI) visas i figur 3, som visar spontan neuronal aktivitet (mätt som övergående ökningar av GCaMP3 fluorescens) under musens aktiva navigering i mobil homecage. Optisk avbildning baserad på inneboende signaler möjliggör kartläggning av rumsliga fördelningen av funktionella domäner Figur. 4 illustrerar vågliknande förändringar i blodets syresättning nivå (som återspeglar regionala neuronal aktivering) som fortplantas längs somatosensoriska cortex som svar på vibrissa stimulering vid frekvensen 0,05 Hz.
För att testa genomförbarheten av patch-clamp inspelningar med mobil homecage använde vi 2-3 månader gamla C57BL/6J-möss. Layer 2/3 nervceller i somatosensoriska cortex noterades från i hela cellen konfiguration med strömtång läge. Patch-clamp inspelning i hjärnan hos vakna möss huvud-fast på mobil homecage allt väsentligt liknar blinda patch-fastspänning i hjärnan skivor. Cirka 50% av försöken ledde till framgångsrik gigatätning bildning, varav mer än 70% gav en stabil helcells-konfiguration inspelning. Inga händelser av att förlora gigatätning kontakt på grund av mekaniska förskjutning av celler observerades. Figur 5 illustrerar en 60-sek fragment av ett representativt 10-minuter långa ström-clamp inspelning korrelerade med episoder av musens aktiv (igång) och passiva (vila) stater.
Figur 1. Förfarande enligt huvud fixering av vakna möss i den mobila homecage. A) Översikt över luft lyfts mobil homecage design och illustrationer av det allmänna begreppet. B) Diagram över en typisk experimentell tidslinje. Studien inleds med implantation av kraniala fönstret två veckor före habituerade musen för att hantering och emballage, vilket följs av åtta två gånger dagligen träningspass. Den typiska Studien omfattar ett antal avbildning sessioner eller patch clamp inspelningar som placeras ut med allt från några timmar till flera dagar eller veckor. Både optisk och elektrofysiologiska mätningar kan göras parallellt med kognitiva eller beteendemässiga stimuli och avläsning i ett enda experiment. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 2. Exempel på två foton mikroskopisk avbildning på vakna möss som rör sig runt den mobila homecage. A, B) Kortikal vaskulaturen, märkt med 70 kDa-Texas Red-konjugerat dextran. Diametern hos individuella fartygssegmenten mätes genom plottning över tid profilen för de linjer som är dragna tvärs kärllumen under perioder av musens träda och körs (A). Hastigheten av blodflödet i artärer och vener mäts genom linjeavsöknings längs de linjer som är dragna parallellt med kärlväggen (B). C, D) Fina detaljer av neuronal morfologi visualiseras i hjärnan hos transgena möss som uttrycker YFP i subpopulationen av nervceller under Thy1 promotorn. Tredimensionell rekonstruktion av pyramidala neuroner i musens somatosensoriska cortex (C). Bilderna av en dendritisk branch förvärvats i en vaken, beter musen är tillräckligt stabila för kvantifiering av enskilda dendritiska ryggraden morfologi (D). E) Kvantifiering av hjärnans rörelse orsakad av musrörelser. Större amplitud förskjutningar korrelerar med perioder av musens igång. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 3. Exempel på neuronala befolkningen aktivitet i vaken Thy1-GCaMP3 musen flytta runt den mobila homecage. A) Två-foton bild av kortikala skikt II / III nervceller. ROI, till exempel nervcellkroppar, dendriter och axoner visas i gult. B) AF / F spår av GCaMP3 fluorescens från ROI som visas i A (tid sD) Fluorescens från gula ROI i C ranserna inspelad på 1,5 sek / ram). C) inzoomad region avbildas vid 65 msek / ram. plottas över tid, visar de övergående ökningar (röd) i GCaMP3 fluorescens som motsvarar åtgärden potential inducerad Ca2 + tillströmning episoder. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 4. Exempel på att kartlägga den rumsliga fördelningen av funktionella svar i cortex av en vaken mus medelst avbildning av de inneboende optiska signaler. A) ljusfält bild av de ytliga blodkärlen genom den kraniala fönstret. B) Storleken karta över baslinjen aktivitet inom mobil homecage under en 6-minuters avsnitt. C) Magnitude karta över nervaktivitet föröknings längs somatosensoriska cortex som svar på vibrissa stimulering med en frekvens på 0,05 Hz. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 5. Exempel på hel-cell patch-clamp inspelning i cortex av en vaken musen flytta runt den mobila homecage. A) Ström-clamp inspelning från en neuron i musen kortikala skiktet 2/3. En 0,5 sekund, 100-pA current injection (anges nedan trace) resulterar i en explosion av aktionspotentialer. Cellen uppvisade anpassnings karakteristisk spik frekvens för pyramidala nervceller. B) Kontinuerlig ström-clamp inspelningfrån samma neuron korrelerade med musen "rörelseaktivitet (visat i rosa ovanför spår). Representant spontan aktivitet i lagret 2/3 neuron under perioder av musens vila (C) och kör (D). Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 6. Animal viktminskning och rörelseaktivitet av head-fixed/non-fixed möss under träning i mobil homecage. A) Djur vikt (medelvärde + SD,%) före träningspass. Observera att viktminskning är helt vändas genom den 7-8: e träningspass. B) Banan för musens horisontell förflyttning i förhållande till mobil homecage,som extrapoleras från den spårade förflyttning av mobil homecage under 8: e träningspass. C) Band rörelser av en icke-head-fast musen utforska runt buren under 8: e träningspass. D) varaktighet huvud-fast (cirkel) och icke-fast (triangel) möss rörelse under 1-4: e dagen av utbildning (medelvärde + SD,%). Observera att, på dag 4, huvud-fasta möss visar varken frysning (som på dag 1) eller alltför rörelseaktivitet. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Discussion
För att bättre förstå hjärnans fysiologi och patologi, får forskningen utföras på en rad olika berednings komplexitet nivåer, att utnyttja de mest lämpliga tekniker för varje preparat. För närvarande finns ett stort utbud av neurovetenskap metoder (från full body fMRI till sub-organell Sted mikroskopi) lätt appliceras på sövda djur, medan experiment på vaken och beter djur har utgjort en betydande metodologiska utmaning.
Här är en ny metod som beskrivs där ett laboratorium djur, trots att de är ordentligt huvud-fast, kan flytta runt en luft-lyfte mobil homecage och utforska sin materiella omgivning under stressfria förhållanden. Huvudet fixerade beter förberedelse djur presenteras här ger ett antal viktiga fördelar. Först, elektrofysiologiska eller bilddata som erhållits med denna metod är kompromisslös varken av anestesi eller av begränsningsinducerande-inducerad stress. Positionering av musen i den mobila hembur är snabb och kräver inte anesthetizing djuret även transient. För det andra säkerställer den luft lyfts homecage den mekaniska stabiliteten som krävs för att kvantifiera förändringar i fin neuronal morfologi och för att spela in encelliga elektrofysiologisk aktivitet i vakna djur. Slutligen är den mobila homecage design mer kompakt i jämförelse med den sfäriska löpband, vilket gör det möjligt att placera den mobila homecage under en standard upprätt mikroskop för två-foton-avbildning eller patch-clamp inspelning i vaken musens hjärna.
Firm huvudet fixering i mobil homecage kräver implantation av en speciellt utformad fyrlängad metallhållare, med en rund öppning i mitten för optisk eller elektrisk åtkomst till den underliggande hjärnregionen. Dessa metallhållare är fäst vid skallen med hjälp av en kombination av lim, dentalcement och en liten bult inskruvad i skallbenet. Det kirurgiska ingreppet har utvecklats baserat på ett stort antal tidigarepublicerade procedurer, och visade sig leda till en stabil och reproducerbar kraniala fönstret förberedelse. För in vivo elektrofysiologiska experiment, en moon-formade fönster 34, en liten storlek kraniotomi (mindre än 0,5 mm) 32, och ett borrat glastäckta beredning 35 har utnyttjats. Här var "inverterad" kraniell fönster implanteras med antingen en stor (3,5 mm diameter) eller liten (mindre än 0,5 mm i diameter) kraniotomi. Minimera hjärnrörelsen är avgörande för stabila encelliga inspelningar, vilket är varför det är lämpligt att utföra mindre storlek craniotomies för elektrofysiologiska experiment. Vid implantation av kraniala fönstret för optisk imaging experiment djuren fick återhämta sig i minst 2 eller 3 veckor, under vilken period fönstret förlorar första gående öppenhet och sedan återfår den (med en 50-70% avkastning, beroende på den genetiska bakgrunden hos musen stam). Insyn i den kraniala fönstret och stabilitetten av tandcement "cap" som bifogas skallen kan verifieras med hjälp av en vanlig kikare mikroskop och fysisk kontroll under djurhantering. Vid slutet av 2-3 veckors återhämtningsperiod bör dessa djur som uppvisar några tecken på kvarvarande post-operativ inflammation eller mekaniska defekter i tandcement uteslutas från experimenten och avslutas.
Den optimala åldern för start utbilda möss är 2-4 månader (motsvarande kroppsvikt 20-40 g). I yngre djur kan förankring av tandcement "cap" till skallen vara opålitlig, vilket kan minska dess motståndskraft mot mekanisk stress som tas ut av förflyttning av huvudet-fast musen i den mobila homecage. Även om han-och honmöss verkar lika villiga att navigera i mobil homecage, finns det en tendens att få en bättre andel av kraniala fönster återfå sin öppenhet i honmöss (data visas ej). Således, för to säkerställa en balanserad blandning av könen i den kohort av djur som valts ut för avbildning, implantera kraniala fönster i ca 30% mer hanmöss rekommenderas. Social interaktion är kända för att förbättra djurens välbefinnande och minska stress, därför är det lämpligt att kullsyskon drivs och utbildas parallellt och hålls samman i grupp-bostäder burar.
I motsats till de förfaranden som publicerats för den sfäriska löpband preparatet 13 är den metod som utnyttjar den mobila homecage inte kräva anesthetizing musen vid den tidpunkt då huvud fixering. Denna skillnad är viktig eftersom den gör det möjligt att utesluta eventuella kvarstående effekter att även en kort och "ljus" anestesi episod kommer sannolikt att ha på de fysiologiska mätvärdena strax efter. I själva verket, även om i de studier där huvudfixering gjordes under narkos och de faktiska experimenten startade efter en kort väntetid 13, kan man inteutesluta eventuella långvariga effekter av kort anestesi episoden på experimentella data. Andra studier har förlitat sig på vattenbrist för systematisk tillvänjning av djuren till huvud fixering och använt vatten belöning som ett sätt att motivera djuret att förbli orörlig 36. Dock begränsar belöningen baserade huvudfixeringsmetod valet av tillämpliga beteendetester och, viktigare, har ett av de väletablerade stimulus-belöning föreningar. Däremot innebär metoden för musen tillvänjning till huvudet fixering i mobila homecage inte kräver vattenbrist och efterföljande belöning.
Med tillägg till den mobila homecage med ett vattenleveranssystem rekommenderas för långvariga experiment. De djur utbildningar och experiment som presenteras här gjordes under dagtid (08:00 till 06:00), vilket motsvarar den fysiologiskt passiva perioden för de möss som hålls under det standardiserade 12-hr ljusschema (lights på vid 06:00 och stänger kl 06:00). Eftersom vattenintaget är direkt förknippad med musen verksamhet, under de passiva perioden mössen inte kräver vatten leverans om längden på en träning / avbildning / inspelning inte överstiger 2 tim. Förutom den tidpunkt och varaktighet för träningen, måste man ta upp frågan om det optimala antalet sessioner som behövs för habituerade djuren till mobil homecage. I detta syfte har två kriterier som används för att utvärdera stress som huvud fixeringen: i) viktminskning, och ii) rörelseaktivitet nivå. Som visas i figur 6, når viktminskning den genomsnittliga nivån på 6% på utbildningsdag 2, och är helt omvända av utbildningsdag 4 (figur 6A). Konsekvent med väger dynamik, är rörelseaktivitet nivån huvud fixerade djur tryckt på den första dagen av utbildning, men stabiliseras efter utbildningsdag 4 (figur 6D). Baserat på dessa mätningar, vi suggest som den minimala längden på musen praktikperiod på mobil homecage är 4 dagar, så som beskrivs i protokollet härmed.
Användning av luft lyfte, platt-golv mobil homecage tillåter lägga komplexa uppgifter (sensomotoriska, perceptional och kognitiva) till utbildnings paradigm för huvud-fasta möss. I den aktuella studien två protokollen för beteendetester presenteras. Båda protokollen använda lukt ledtrådar och kan kombineras med längsgående avbildning / inspelningar i musen cortex. Även den mobila homecage tillverkas av icke absorberande material, måste man ändå ta hänsyn till möjliga interferenser mellan doften av anordningen och provlukt (s). En annan faktor som kan störa visuella / taktila ledtrådar i ett beteendeexperiment är korsningen mellan väggen och insatsen, vilket inte är smidig och kan därför uppfattas av djuret som en milstolpe. Det är värt att lägga märke till här att det, för att minimera djurens lidande under sådan integrerventions som placering av en lukt presenter bomull till mobil homecage väggen bör experimentalist öva att utföra sådana åtgärder så snabbt som möjligt och undvika långvarig hantering av kolet buren. Alternativa strategier för roman lukt / object presentation är tänkbara, t ex att placera hydrogel-baserad lösning, droppar eller föremål (såsom livsmedels chips) på små hyllor bundna till den inre ytan av det kol bur väggen på höjden kompatibel med djurets huvud positionering.
Mobil homecage låter huvud-fast djur för att utföra ett brett utbud av två-dimensionella rörelser inklusive horisontell förflyttning, situp, grooming, vispa, slickar, näsa-peta, skickliga framtassrörelser, och vägg beröring med frambenen, som visas i den aktuella studien . Med hjälp av mobil homecage och de protokoll som presenteras här, kan forskarna studera sensorimotorisk neuronala system med en hög grad av kontroll över både stimulans skicks och de beteendemässiga läs-outs. Dessutom kan studier av kognitiva förmågor i vakna möss utföras under konditionering, rumslig navigering och beslutsfattande uppgifter.
Det finns flera praktiska begränsningar med denna metod. För det första krävs det en betydande mängd av trycksatt luft för att uppnå den homecage-lyftkraft och för att utföra långvariga experiment. För det andra är mobil homecage i nuvarande implementering endast 18 cm i diameter, och ger därför en relativt liten och enkel utrymme i jämförelse med virtuell verklighet, där en komplex experimentell miljö kan utformas utan några rumsliga begränsningar. För det tredje, under morrhår stimulans och belöning baserade experiment som presenteras här, var en anordning som används som begränsar möjligheten vägg-kontakten för musen. Tillsats av en extern visuell eller sensorisk stimulering kanal (till exempel en ögonriktad ljusprojektor) skulle kräva att utforma en mer ergonomisk och kompakt enhet i jämförelse medde multipel-screen-eller kupolprojektions lösningar som har använts i de sfäriska löpband experiment.
Sammanfattningsvis användningen av huvudet fixerade möss som rör sig i luften-lyfte mobil homecage underlättar i hög grad de studier som kombinerar cell-, molekylär-och beteendemässiga nivåer av observation och manipulation i ett enda experiment. Specifika tillämpningar illustreras här omfattar två-photon mikroskopisk avbildning, inneboende optisk signal avbildning och patch-clamp inspelningar i icke sövda beter möss. Det förväntas att denna strategi kommer att öppna nya möjligheter för ett experiment på vaken, beter mus och fungera som ett användbart verktyg för både läkemedelsutveckling och grundläggande forskning av hjärnans funktion.
Disclosures
Författarna har ingenting att lämna ut.
Acknowledgments
Författarna tackar Prof. Eero Castren för hans värdefulla synpunkter på manuskriptet. Arbetet stöds av bidrag från Finlands Akademi, Centret för internationell mobilitet i Finland, samt finska forskarskolan för neurovetenskap (hjärna och sinne Doctoral Program).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Tweezers, Stainless Steel, 115 mm | XYtronic | XY-2A-SA | |
| Animal trimmer, shaving machine | Aesculap | Isis GT420 | |
| Binocular Microscope | Zeiss | Stemi 2000 | |
| Biological Temperature Controller with stainless steel heating pad | Supertech | TMP-5b | |
| Blunt microsurgical blade | BD | REF 374769 | |
| Borosilicate tube with filament | Sutter Instruments | BF120-69-10 | For patch pipette production |
| Camera | Foscam | FI8903W | Night visibility |
| Carprofen | Pfizer | Rimadyl vet | |
| Dental cement | DrguDent, Dentsply | REF 640 200 271 | |
| Dexamethasone | FaunaPharma | Rapidexon vet | |
| Disposable drills | Meisinger | HP 310104001001008 | |
| Dulbeco’s PBS 10x | Sigma | D1408 | |
| Dumont #5 forceps, 110 mm | FST | 91150-20 | |
| Eyes-lubricant | Novartis | Viscotears | For eyes protection during operation and as viscose solution for immersion |
| Foredom drill control | Foredom | FM3545 | |
| Foredom micro motor handpiece | Foredom | MH-145 | |
| Four-winged metal holder | Neurotar | ||
| Head Holder for Mice | Narishige | SG-4N | Assembled on stereotaxic instrument |
| Hemostasis Collagen Sponge | Avitene, Ultrafoam BARD | Ref 1050050 | |
| Imaris | Bitplane | ||
| Ketamine | Intervet | Ketaminol vet | |
| Kwik-Sil | WPI | ||
| Mai Tai DeepSee laser | Spectra-Physics | ||
| Micro dressing forceps, 105 mm | Aesculap | BD302R | |
| Microelectrode puller | Narishige | PC-10H | Vertical puller for glass pipette production |
| Micromanipulator | Sensapex | ||
| Mini bolt | Centrostyle | Ref. 00343 s/steel M1.0x4.5 | |
| Mobile Homecage | Neurotar | ||
| Multiphoton Laser Scanning Microscope | Olympus | FV1000MPE | |
| Nonwoven swabs, 5 x 5 | Molnlycke Health Care | Mesoft | Surgical tampons |
| Polyacrylic glue | Henkel | Loctite 401 | |
| Round glass coverslip | Electron Microscopy Sciences | 1.5 thickness | |
| Small animal stereotaxic instrument | David Kopf Instruments | 900 | |
| Student iris scissors, straight 11.5 cm | FST | 91460-11 | |
| Xylazine | Bayer Health Care | Rompun vet |
References
- Li, N., et al. mTOR-dependent synapse formation underlies the rapid antidepressant effects of NMDA antagonists. Science. 329, 959-964 (2010).
- Sitdikova, G., et al. Isoflurane suppresses early cortical activity. Annals of Clinical and Translational Neurology. 1 (1), 15-26 (2013).
- Helmchen, F., Fee, M. S., Tank, D. W., Denk, W. A miniature head-mounted two-photon microscope. high-resolution brain imaging in freely moving animals. Neuron. 31, 903-912 (2001).
- Piyawattanametha, W., et al. In vivo brain imaging using a portable 2.9 g two-photon microscope based on a microelectromechanical systems scanning mirror. Optics letters. 34, 2309-2311 (2009).
- Sawinski, J., Wallace, D. J., Greenberg, D. S., Grossmann, S., Denk, W., Kerr, J. N. D. Visually evoked activity in cortical cells imaged in freely moving animals. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 106, 19557-19562 (2009).
- Fee, M. S. Active stabilization of electrodes for intracellular recording in awake behaving animals. Neuron. 27, 461-468 (2000).
- Greenberg, D., Houweling, A., Kerr, J. Population imaging of ongoing neuronal activity in the visual cortex of awake rats. Nat Neurosci. 11 (7), 749-751 (2008).
- Fujiwara-Tsukamoto, Y., et al. Reinforcing operandum: rapid and reliable learning of skilled forelimb movements by head-fixed rodents. Journal of Neurophysiology. 108, 1781-1792 (2012).
- Scott, B. B., Brody, C. D., Tank, D. W. Cellular Resolution Functional Imaging in Behaving Rats Using Voluntary Head Restraint. Neuron. 80, 371-384 (2013).
- Dombeck, D. A., Harvey, C. D., Tian, L., Looger, L. L., Tank, D. W. Functional imaging of hippocampal place cells at cellular resolution during virtual navigation. Nat Neurosci. 13, 1433-1440 (2010).
- Parry, T. J., McElligott, J. G. A method for restraining awake rats using head immobilization. Physiolog & behavior. 53 (5), 1011-1015 (1993).
- Brecht, M., Schneider, M., Sakmann, B., Margrie, T. W. Whisker movements evoked by stimulation of single pyramidal cells in rat motor cortex. Nature. 427 (6976), 704-710 (2004).
- Van Looij, M. A. J., Liem, S. -S., van der Burg, H., van der Wees, J., De Zeeuw, C. I., van Zanten, B. G. A. Impact of conventional anesthesia on auditory brainstem responses in mice. Hearing research. 193, 75-82 (2004).
- Hentschke, H., Schwarz, C., Antkowiak, B. Neocortex is the major target of sedative concentrations of volatile anaesthetics: strong depression of firing rates and increase of GABAA receptor-mediated inhibition. The European journal of neuroscience. 21, 93-102 (2005).
- Margrie, T. W., Brecht, M., Sakmann, B. In vivo, low-resistance, whole-cell recordings from neurons in the anaesthetized and awake mammalian brain. Pflugers Archiv: European journal of physiology. 444, 491-498 (2002).
- Crochet, S., Petersen, C. C. H. Correlating whisker behavior with membrane potential in barrel cortex of awake mice. Nat Neurosci. 9, 608-610 (2006).
- Houweling, A. R., Brecht, M. Behavioural report of single neuron stimulation in somatosensory cortex. Nature. 451, 65-68 (2008).
- Poulet, J. F. A., Petersen, C. C. H. Internal brain state regulates membrane potential synchrony in barrel cortex of behaving mice. Nature. 454, 881-885 (2008).
- Bryant, J. L., Roy, S., Heck, D. H. A technique for stereotaxic recordings of neuronal activity in awake, head-restrained mice. Journal of neuroscience methods. 178, 75-79 (2009).
- De Kock, C. P. J., Sakmann, B. Spiking in primary somatosensory cortex during natural whisking in awake head-restrained rats is cell-type specific. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 106, 16446-16450 (2009).
- Dombeck, D. A., Khabbaz, A. N., Collman, F., Adelman, T. L., Tank, D. W. Imaging large-scale neural activity with cellular resolution in awake, mobile mice. Neuron. 56, 43-57 (2007).
- Hentschke, H., Haiss, F., Schwarz, C. Central signals rapidly switch tactile processing in rat barrel cortex during whisker movements. Cerebral cortex. 16, 1142-1156 (2006).
- Stüttgen, M. C., Rüter, J., Schwarz, C. Two psychophysical channels of whisker deflection in rats align with two neuronal classes of primary afferents. J. neuroscience. 26, 7933-7941 (2006).
- Connor, D. H., Peron, S. P., Huber, D., Svoboda, K. Neural activity in barrel cortex underlying vibrissa-based object localization in mice. Neuron. 67, 1048-1061 (2010).
- Drew, P. J., Shih, A. Y., Kleinfeld, D. Fluctuating and sensory-induced vasodynamics in rodent cortex extend arteriole capacity. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108 (20), 8473-8478 (2011).
- Harvey, C. D., Collman, F., Dombeck, D. A., Tank, D. W. Intracellular dynamics of hippocampal place cells during virtual navigation. Nature. 461, 941-946 (2009).
- Chen, G., King, J. A., Burgess, N., O’Keefe, J. How vision and movement combine in the hippocampal place code. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (1), 378-383 (2013).
- Harvey, C. D., Coen, P., Tank, D. W. Choice-specific sequences in parietal cortex during a virtual-navigation decision task. Nature. 484 (7392), 62-68 (2012).
- Holtmaat, A., et al. Long-term , high-resolution imaging in the mouse neocortex through a chronic cranial window. Nat Protoc. 4 (8), 19-22 (2009).
- Mostany, R., Portera-Cailliau, C. A craniotomy surgery procedure for chronic brain imaging. J. Vis. Exp. (12), (2008).
- Portera-Cailliau, C., Trachtenberg, J. T., de Paola, V., Svoboda, K., Wilbrecht, L., Holtmaat, A. Imaging Neocortical Neurons through a Chronic Cranial Window. Cold Spring Harbor Protocols. 2012, (2012).
- Garaschuk, O., Milos, R. -I., Konnerth, A. Targeted bulk-loading of fluorescent indicators for two-photon brain imaging in vivo. Nat Protoc. 1 (1), 380-386 (2006).
- Barry, P. H. JPCalc, a software package for calculating liquid junction potential corrections in patch-clamp, intracellular, epithelial and bilayer measurements and for correcting junction potential measurements. Journal of neuroscience methods. 51 (1), 107-116 (1994).
- Golshani, P., Gonçalves, J. T., Khoshkhoo, S., Mostany, R., Smirnakis, S., Portera-Cailliau, C. Internally mediated developmental desynchronization of neocortical network activity. The Journal of neuroscience. 29 (35), 10890-10899 (2009).
- Polack, P. -O., Friedman, J., Golshani, P. Cellular mechanisms of brain state-dependent gain modulation in visual cortex. Nat Neurosci. 16 (9), 1331-1339 (2013).
- Schwarz, C., et al. The head-fixed behaving rat--procedures and pitfalls. Somatosensor., & motor research. 27, 131-148 (2010).
