Summary
Retina neurale del mouse età compresa tra 8 giorni è di sopra di un blocco di gelatina 4%. Dopo l'isolamento dello strato di fotorecettori (200 micron) di vibratome, i fotorecettori sono seminate dopo dissociazione enzimatica meccanica e per la cultura. Lo strato dei fotorecettori può essere utilizzata per analisi biochimiche, molecolari o il trapianto.
Abstract
La retina è una parte del sistema nervoso centrale che ha organizzato architettura, con i neuroni in strati dai fotorecettori, sia canne e coni a contatto con l'epitelio pigmentato retinico nella parte più lontana sulla retina considerando la direzione della luce, e la cellule gangliari nella distanza più prossimale. Questa architettura permette l'isolamento dello strato di fotorecettori da vibratome sezionamento. La retina neurale sezionato di un mouse età compresa tra 8 giorni è di piatto incorporato in 4% di gelatina sopra di una fetta del 20% di gelatina strato fotorecettori rivolto verso il basso. Utilizzando un vibratome e una lametta a doppio taglio, la fitta retina interna 100 micron viene sezionato. Questa sezione contiene le cellule gangliari e lo strato interno con particolare le cellule bipolari. Una sezione intermedia di 15 micron viene scartato prima 200 micron della retina esterna contenente i fotorecettori viene recuperato. La gelatina è rimosso mediante riscaldamento a 37 ° C. Pezzi di strato esterno sono incubazioneted in 500 ml di soluzione di Ringer con 2 unità di papaina attivato per 20 minuti a 37 ° C. La reazione viene bloccata per aggiunta di siero bovino fetale al 10% 500 microlitri (FCS) in Dulbecco Modified Eagle Medium (DMEM), poi 25 unità di DNAsi I è aggiunto prima centrifugazione a RT, lavato più volte per rimuovere siero e le cellule sono risospese in 500 ml di DMEM e seminato a 1 x 10 5 cellule / cm 2. Le cellule sono coltivate a 5 giorni in vitro e la loro vitalità valutato con test dal vivo / morto. La purezza della coltura viene determinata mediante osservazione microscopica durante l'esperimento. La purezza viene poi convalidata da semina e fissare le cellule su un vetrino istologico e l'analisi con un policlonale di coniglio anti-SAG, un marcatore fotorecettore e mouse monoclonale anti-RHO, un marcatore specifico asta fotorecettori. In alternativa, lo strato di fotorecettori (97% barre) può essere utilizzato per l'analisi di espressione genica o proteica e per il trapianto.
Introduction
La retina è parte integrante del sistema nervoso centrale che ha una architettura conservata tra i vertebrati. I neuroni della retina neurale sono organizzati in strati, con la più lontana per la luce incidente, lo strato dei fotorecettori in stretto contatto con l'epitelio pigmentato retinico (RPE) nella parte posteriore dell'occhio. Rod e cono photorecptors sono cellule sensibili alla luce che si basano su molecole sensibili opsin per la cattura di fotoni. Queste molecole sono racchiusi su membrane disco di una struttura cellulare, che si trova sul segmento esterno del fotorecettore che punta nella direzione del RPE 1. La struttura, che è più spesso colpiti molto presto in casi di degenerazione dei fotorecettori, si rinnova al tasso del 10% ogni giorno. Il cosiddetto strato interno contiene la maggior parte degli altri neuroni che calcolano il segnale ricevuto dai fotorecettori, bipolare, amacrine e cellule orizzontali e le cellule gangliari. Questi ultimi con i loro assoniformare un fascio che è il nervo ottico. Questa stratificazione è così conservato che i biologi hanno usato le cellule amacrine termine spostato quando le cellule sono al di fuori dello strato plessiforme interno 2. Strati di neuroni sono distribuiti all'interno di un indotto di cellule gliali radiali Müller. Cellule bipolari collegano fotorecettori di cellule gangliari. Si trovano tra lo strato plessiforme esterno e lo strato plessiforme interna. Le cellule gangliari formano lo strato plessiforme interna in connessione con le cellule bipolari. Le cellule amacrin sono denominati come cellule associazione situate nello strato plessiforme interno tra le cellule bipolari e le cellule gangliari. Lo strato plexiform esterno contiene cellule orizzontali. Questa disposizione unica di strati neuronali del sistema nervoso centrale permette l'isolamento dello strato di fotorecettori dallo strato cellulare interna mediante tranciatura retina piatto montato utilizzando un vibratome.
In origine, questa tecnica è stata utilizzata per isolare fotorecettori per transplantation nell'occhio del mouse RD1, un modello di retinite pigmentosa umana (RP) 3. Il mouse RD1 presenta una mutazione nel gene recessivo Pde6b che codifica per la subunità beta specifica fosfodiesterasi-rod. Mutazioni recessive di questo risultato gene in RP nell'uomo 4. Dopo bastoncelli sono degenerati, il paziente perde la visione notturna, e fotorecettori sorprendentemente cono, che non esprimono il gene mutato, degenerano in una seconda fase. Poiché i coni sono necessari per la visione del colore e l'acutezza visiva, i pazienti diventano progressivamente cieco e un trattamento efficace per la malattia non si è ancora sviluppato. Con l'innesto strato dei fotorecettori da un topo wild-type la degenerazione cono del mouse dell'host è in ritardo di 3,5. Le aste perse nel modello degenerativa dei coni non potrebbero essere sostituiti da un trapianto perché la connessione sinaptica tra aste e cellule bipolari può essere ottenuto solo in una fase specifica di rsviluppo etinal, segnato dalla comparsa di espressione Nrl 6. Lo strato di fotorecettori è introdotto dalla chirurgia nello spazio sub-retinica della retina RD1 asta inferiore, tra l'RPE e la retina esterna corrispondente al solo 3% dei rimanenti fotorecettori, coni. Due settimane dopo l'intervento, il 40% dei coni della animali trapiantati con un normale strato di fotorecettori sopravvissuto rispetto all'animale trapiantato con un normale strato di cellule della retina interna, o per l'animale sham-operati. La topografia della sopravvivenza cono, spread-out su tutta la superficie della retina mutato situato nella posizione del tessuto innestato indica che l'effetto protettivo è dovuto ad una molecola diffusibile 7.
Quindi, abbiamo usato un sistema di co-coltura, nonché mezzi di coltura condizionati per convalidare il fatto che l'effetto di protezione si basa sulla secrezione di una proteina da aste 8,9. Noi ipotizziamo che questa proteina sarà Exprnon elaborato continuamente e in particolare da aste e che la loro morte durante la prima fase della malattia attiverà degenerazione cono secondario dalla perdita di un segnale di protezione da barre in maniera autonoma non-cella 10. Data l'importanza di cono mediata visione centrale in primati questa proteina putativa sarà uno strumento terapeutico molto rilevanti per RP. Preservare i coni in RP sarebbe teoricamente prevenire un totale di 1,5 milioni di pazienti in tutto il mondo a diventare ciechi 11. Abbiamo usato un approccio di screening ad alto contenuto e un modello di cultura cono arricchita per identificare un cDNA codificante Rod-derivato Cone Viability Factor (RdCVF) da una libreria di cDNA retina 12. RdCVF è il prodotto impiombato del gene NXNL1 che, interessante è omologo al gene che codifica per le proteine coinvolte nella tioredossina redox omeostasi 13. Il secondo prodotto impiombato del gene, RdCVFL è un enzima che protegge il suo bersaglio, la proteina TAU contro ossidativo dAmage 14. La somministrazione di RdCVF impedisce la degenerazione secondaria di coni e la perdita della loro funzione visiva in un recessivo, e il modello dominante della RP 12,15. Questo dimostra due aspetti importanti di questa innovativa strategia terapeutica 16. In primo luogo, può essere applicato nella maggior parte dei casi RP in maniera gene-indipendente. In secondo luogo, contrariamente al fattore concorrente CNTF, RdCVF sopravvivenza è associata con il mantenimento della funzione visiva 17. L'assenza di effetto funzionale può spiegare il motivo dell'assenza di beneficio clinico della somministrazione di CNTF a pazienti RP 18. RdCVF è molto probabilmente uno del segnale di sopravvivenza importante tra i coni ei bastoncelli dal soccorso cono in vitro è inibita da RdCVF immunodeplezione 12. Inoltre, l'interruzione del gene redditività cono asta derivato comporta fotorecettori erettile e suscettibilità allo stress ossidativo 19.
L'uso distrato fotorecettore è all'origine di identificazione di RdCVF e di un segnale redox romanzo coinvolti nelle patologie neurodegenerative 20. Questo manoscritto descrive il protocollo utilizzato per isolare e le cellule di coltura dallo strato fotorecettore per caratterizzare l'attività di RdCVF. I fotorecettori possono essere mantenute in coltura per 5 a 7 giorni 21. Questa tecnica può anche essere usato per studiare l'espressione di geni specifici fotorecettori.
Protocol
NOTA: La procedura è stata approvata dal comitato etico Darwin presso l'Università Pierre e Marie Curie (CE5 / 2009/048)
1. Preparazione di gelatina Solution, Instruments, Vibratome, Culture Media and Culture Piastra
- Preparare una soluzione al 20% di gelatina almeno un giorno prima dell'esperimento.
- Sotto il cofano, aggiungere 500 ml di gentamicina [10 mg / ml] a un flacone da 500 ml contenente CO 2 media indipendenti (CO 2 -i).
- In un becher separato, aggiungere 20 ml di CO2-I (dal punto 1.1.1) e scaldare a 95 ° C su una piastra riscaldante con agitazione costante per 15 min. Osservare un cambiamento di colore giallo, che indica che la soluzione è pronta per un ulteriore uso.
- Pesare 4 g di gelatina e gradualmente poveri alla soluzione preparata sopra (punto 1.1.2) con maggiore agitazione e riscaldamento a 95 ° C per 45 min, per ottenere una soluzione di colore giallo. Lasciare che la soluzione di gelatina raffreddare sottocappa per circa 5 min.
- Versare 4 ml della soluzione di gelatina in 35 mm di diametro piastre di coltura senza introdurre bolle d'aria. Mantenere il piatto a 21 ° C per 30 min. Coprire i piatti con pellicola di plastica, e girare i piatti a testa in giù. Facoltativamente, memorizzare i piatti a 4 ° C per un massimo di 2 mesi prima dell'uso.
- Preparare una soluzione di gelatina 4%.
- Sotto il cofano, aggiungere 25 ml di CO 2 media -i in un contenitore di plastica sterili, e scaldare a 42 ° C su una piastra riscaldante. Rimuovere il supporto dal gruppo di riscaldamento e gradualmente aggiungere 1 g di gelatina al mezzo caldo e mescolate. Ritornare rapidamente il contenitore sul blocco di riscaldamento (42 ° C) e mantenere caldo durante il processo.
- Impostazione-up dell'apparato vibratome:
- Rimuovere i piatti contenenti soluzione di gelatina 20% conservato a 4 ° C. Tagliare la gelatina con un bisturi. Capovolgere la fetta gelatina e incollarla sul disco sostegno nera del vibratome utilizzando una goccia di scolla uper.
- Rompere una lama di rasoio in due metà, una metà e inserire nella presa vibratome possesso. Inserire il disco di supporto nero sul dell'apparato vibratome. Ruotare la manopola nera sul lato destro. Fissare la presa tenendo sulla testa del vibratome. Aggiungere sufficiente quantità di CO 2 media -i nel serbatoio vibratome per coprire il blocco di gelatina.
- Accendere il vibratome e tagliare tre 100 micron fette di blocco di gelatina. Mantenere il blocco di gelatina per un ulteriore uso.
- Preparare 40 ml di terreno di coltura:
- Preparare modificata medio Dulbecco Eagle (DMEM) con il 10% di siero fetale bovino (FCS) sotto il cofano. Preparare 1 mg / ml poli-D-lisina utilizzando tampone fosfato salino (PBS) pH 7,4.
- In una piastra a 96 pozzetti, aggiungere 2 mg / cm 2 di Poly-D-lisina per rivestire il fondo dei pozzetti. Incubare la piastra per 45 min a 37 ° C entro 5% CO 2 incubatore. Dopo l'incubazione, rimuovere PBS e sostituirlo con 200 microlitri/ Pozzetto DMEM e posto nuovamente a 37 ° C in 5% CO 2 incubatore prima dell'uso.
2. dissezione intera Retina
- Enucleare il mouse:
- Sacrifica il mouse in base alla direttiva europea 2010/63: per dislocazione cervicale. Tagliare la testa con curve-forbici e collocarlo in un diametro di 100 millimetri Petri piatto dopo aver disinfettato l'occhio con un disinfettante.
- Rimuovere l'occhio dopo aver staccato il nervo ottico sezionando molto attentamente con una presa curva. Poi posto entrambi gli occhi in una capsula di Petri 35 millimetri contenente sterile CO 2 media -i a 21 ° C.
- Rimozione della retina:
- Effettuare un foro a livello dell'occhio arto con l'aiuto di un ago 18 G per poter introdurre le forbici nel globo dell'occhio. Introdurre forbici diritte all'interno del foro e tagliare attentamente la sclera sotto dell'iride su tutto il perimetro del globo oculare per rimuovere corpo ciliare.
- Ripresa il globo oculare e la buccia come un "orange". Staccare la retina dalla sclera e retina epitelio pigmentato (RPE). Rimuovere la retina ancora attaccato a livello del nervo ottico molto accuratamente con sottili curve-forbici.
- Rimuovere il vetrosa rimanente dalla periferia verso il centro della retina con due impugnature fini. Assicurarsi che tutto il vitreo è completamente rimosso per permettere l'appiattimento della retina.
- Tagliare l'estremità di una pipetta di plastica e trasferire la retina ad un diametro Petri piatto da 35 mm avente CO 2 medio -i con la pipetta di plastica.
3. tenuta di Flat-mounted Retina su gelatina Block
- Rimuovere 20 - 30 ml di CO 2 medio -i dal serbatoio vibratome (blocco di gelatina è libero) per consentire la saldatura di retina piatto montato.
- Trasferire la retina di un vetrino con una pipetta di plastica e aggiungere una goccia di CO 2 medio -i prima del trasferimento alla porzione di gelatina con il fotorecettore rivolto verso il basso sulla fetta gelatina.
- Fissare la retina al blocco di gelatina iniettando leggermente riscaldato 4% di gelatina su un lato del blocco tra la retina e il blocco di gelatina e contemporaneamente espellere gelatina calda sull'altro lato.
- Aspirare 4% di gelatina con una pipetta Pasteur. Attendere 10 minuti per consentire tenuta totale. Aggiungere CO 2 medio -i immergere il blocco e la lama completamente.
4. sezionamento il Retina
NOTA: Questo passaggio è fondamentale per ottenere uno strato di fotorecettori senza le altre cellule retiniche (Figura 1).
- Partendo dall'alto sul blocco di gelatina, tagliare 100 micron sezioni seriali di raggiungere la retina. Poi tagliare 100 - 120 micron sezioni dello strato interno. A seconda dell'applicazione, questo strato può essere scartata o conservato in azoto liquido. Assicurarsi che la velocità del vibratome è molto lenta (a 1 o 2) durante il sezionamento dello strato o strati interni fotorecettori.
- Eseguire intermedi 15 micron sezioni della retina corrispondente alla interfaccia tra l'interno e l'esterno della retina. Osservare questa sezione al microscopio. L'assenza di vasi sanguigni indica che la retina esterno è stato raggiunto.
- Tagliare 200 micron della retina esterna (strato fotorecettori) con gelatina e trasferirlo ad un piatto diametro 35 mm riempito con 3 ml di CO 2 media -i. Tenerlo in ghiaccio fino ad ottenere tutte le sezioni strato dei fotorecettori di tutte le retine.
5. Le cellule Dissociante fotorecettori
- Prendete il piatto (es) contenente lo strato fotorecettore (s) e metterlo (loro) in un incubatore a 37 ° C per 10 min.
- Uso pinze separano delicatamente lo strato dei fotorecettori della gelatina e trasferire in un nuovo piatto riempito con 3 ml di soluzione di Ringer. Ripetere questa operazione (5.2) per ogni preparazione strato dei fotorecettori.
- Incubare 2 unità di papaina con 25 ml di soluzione di attivatore (1.1 mM EDTA, 5,5 mM L-cisteina; 60 mM β-mercaptoetanolo) in 5 ml polipropilene provetta sterile ed incubare 30 min a 37 ° C entro 5% CO 2 incubatore . L'attivazione di papaina è ottenuta a 37 ° C. Durante questa incubazione, tagliare il livello dei fotorecettori in 2 mm 2 pezzi (non troppo piccoli) e trasferire questi pezzi in un 5 ml provette.
- Sciacquare la retina due volte con 1,5 ml di soluzione di soluzione di Ringer seguita da sedimentazione per gravità. Rimuovere tutta la soluzione di Ringer residua dal tubo con il campione.
- Aggiungere 475 ml di soluzione di Ringer alla provetta contenente papaina attivato e mix. Aggiungere questa soluzione alla provetta contenente la retina.
- Incubare la provetta con la retina per 20 min a 37 ° C entro 5% CO 2 incubatore. Arrestare la reazione aggiungendo 1 ml di 10% FCS in DMEM. Aggiungere 25 U di deossiribonucleasi I (DNAsi I) al DNA digerito dalle cellule morte. Omogeneizzare accuratamente la sospensione cellulare con un 1 ml-pipetta. Spin a 50 g per 6 minuti a temperatura ambiente.
- Eliminare il surnatante per rimuovere tracce di siero e aggiungere terreno DMEM con integratori (vedi tabella reagents_equipment specifico) alla cella-pellet e risospendere accuratamente la sospensione cellulare con una pipetta 1 ml. Spin a 50 g per 6 minuti a temperatura ambiente. Ripetere questa operazione (5.7), una volta di più.
6 Celle Culturing fotorecettori
- Lo strato fotorecettore di un mouse PN8 contiene circa 1-1.500.000 cellule usando questa tecnica. Seme le cellule visive a 1x 10 5 cellule / cm 2 in una piastra di coltura con terreno di coltura e coltivare le cellule per 5 giorni a 37 ° C a meno di 5% CO 2 incubatore. Il giorno 5, procedere al dell'immunochimica e metodi di studio seguendo blotting occidentali offerti dai fornitori di anticorpi.
NOTA: I passaggi per fermare la cultura e le prove preliminari sono descritti in riferimento 21.
Representative Results
A parte il trapianto, gli strati fotorecettori sono stati utilizzati anche per studiare la segnalazione cellulare mediante la semina di cellule per fare culture visive 12,22. Inoltre, essi sono utilizzati per studiare l'espressione genica e circadiano 23,24 ritmo. Abbiamo usato lo strato fotorecettore cellula da un topo wild-type al giorno postnatale 8 per preparare culture fotorecettori in assenza di FCS e mantenuto le cellule per 5 giorni a 37 ° C in un incubatore con 5% di CO 2 (Figura 1E ). Le cellule sono state poi fissate con 4% paraformadehyde e poi proceduto per l'analisi immunocitochimica utilizzando metodi offerti dai fornitori di anticorpi sia con il mouse monoclonale anti-RHO (1: 250, Millipore Mab5316) o policlonale di coniglio anti-SAG (1: 200, una generosa dono di Igal Gery e David Hicks). Abbiamo usato anti-RHO e anti-SAG (anche se anti-SAG coni label, bacchette) a causa del fatto che l'anti-SAG è un marcatore precedente, di anti-RHO. La proporzione di cells positivi per l'anticorpo anti-RHO è inferiore rispetto a quelli positivi per gli anticorpi anti-SAG (Figura 2). Ciò può essere spiegato dal fatto che SAG, l'arrestina asta è espressa anche da coni che rendono 3% dei fotorecettori nello strato isolate, oppure dal fatto che durante la maturazione postnatale della retina, l'espressione di SAG precede quella di RHO 25,26.
Lo strato dei fotorecettori è stato anche utilizzato per monitorare la specifica espressione di geni dal fotorecettori del wild-type retina e il cervello di animali di età 35 giorni RNA è stato predisposto utilizzando CsCl ultracentrifugazione 27 e ibridato per il mouse DNA chip Array. I messaggeri di rodopsina (Rho), S-arrestina (Sag) e il cono-transducina (Gnat2) sono espressi in particolare nella retina rispetto al cervello (Figura 3A). L'espressione è prominente nello strato fotorecettori (PR) rispetto all'intera retina che comprendelo strato interno della retina che mostra che questi geni sono espressi in effetti dai fotorecettori. Per Gnat2, l'espressione relativa rispetto a Rho e Sag mostra che è espressa da coni contenute all'interno dello strato fotorecettore isolato. L'espressione di recoverin (Rcvrn) nello strato fotorecettore rispetto all'intera retina è aumentata (Figura 3B).
Lo strato dei fotorecettori è stato anche utilizzato per monitorare l'espressione di RHO e GNAT2 utilizzando western blotting seguente modalità previste dai fornitori di anticorpi e di confrontare il livello della retina interna (Figura 4). Si noti l'assenza di RHO e GNAT2 28, i marcatori di coni e bastoncelli, rispettivamente, in tutto retina e nella retina di topo rd1 al giorno post-natale 35.
Fifigura 1. Vista schematica del sezionamento vibratome di topo retina. (A) Installazione della retina piatto montato con il fotorecettore rivolto verso il basso sulla fetta gelatina. (B) La sezione della retina interna con la lama vibratome. (C) La sezione della retina esterna aggiunta di gelatina. (D) Controllo la presenza di fotorecettori sul bordo del frammento di retina dopo l'isolamento dello strato di fotorecettori. Bar Scala utilizzata per fluorescenza verde è utilizzato un microscopio a luce bianca. I fotorecettori sono situati nel bordo dell'immagine. (E) fotorecettori coltivata (post-cinque giorni). (F) di ingrandimento superiore di pannello E.
Figura 2. espressione differenziale di RHO e SAG nella cultura del mouse fotorecettori. (A) colorazione dei nuclei (blu), (B) colorazione SAG (verde), (C) RHO colorazione (rosso). (D) uniti immagine. A causa colorazione dei SAG si esprime prima di RHO colorazione, solo due cellule sono doppie etichettati SAG e RHO (vedi *). Scala bar:. 23 micron Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.
Figura 3. Confronto tra l'espressione di tre geni nel cervello e tutta la retina e fotorecettori degli animali wild-type di età compresa tra 35 giorni. (A) Rhodopsin (Rho), S-arrestina (Sag) e il cono-transducina (Gnat2). (B) calbindin (Calb1) e Recoverin (Rcvrn). I dati vengono visualizzati come espressione relativa. L'espressione relativa è un valore espressioneottenute da dati di microarray dopo normaliszation con il software robusto Multi-array media (RMA) disponibili nel database della conoscenza KBaSS (http://kbass.institut-vision.org/KBaSS/).
Figura 4. L'espressione di RHO e GNAT2 in retina esterna da una wild-type retina post-natale giorno 35. Assenza di loro espressione nella retina interna e nella retina del topo RD1 al post-natale giorno 35. ACTB, beta actina. Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Cytidine 5′-diphosphocholin* | Sigma-Aldrich | C0256 | 4.7 µM Cytidine 5′-diphosphocholin |
| Cytidine 5′-diphosphoethanolamine* | Sigma-Aldrich | C0456 | 2.7 µM Cytidine 5′-diphosphoethanolamine |
| Linoleïc acid/ bovine serum albumin (BSA)* | Sigma-Aldrich | L8384 | 100 µg/ml linoleïc acid/ bovine serum albumin (BSA) |
| Triiodo-L-thyronine* | Sigma-Aldrich | T6397 | 0.03 µM Triiodo-L-thyronine |
| 96-well plates | Greiner bio-one | 655-095 | |
| Binocular microscope | Leica | MZ-75 | |
| CO2 independent (CO2-i) | Life Technologies | 18045054 | |
| DMEM | Life Technologies | 41966029 | |
| Forceps n°5 Dumont | Bionic | 11254-20 | |
| Gelatin from porcin skin type A | Sigma-Aldrich | G2500 | |
| GeneChip | Affymetrix | U74v2 | |
| Gentamicin solution | Life Technologies | 15710049 | |
| Hydrocortison* | Sigma-Aldrich | H0888 | 0.55 µM hydrocortison |
| Insulin* (I) | Sigma-Aldrich | I1884 (ITS) | 0.86 µM insulin (I) |
| Papain | Worthington-biochem | WOLS03124 | |
| Poly-D-lysine | Sigma-Aldrich | P-6407 | |
| Progesterone* | Sigma-Aldrich | P7556 | 2.0 µM progesterone |
| Prostaglandin* | Sigma-Aldrich | P5172 | 0.28 µM prostaglandin |
| Putrescine* | Sigma-Aldrich | P5780 | 182 µM putrescine |
| Scalpel Albion | EMS | 72000 | |
| Scissor | Moria | 15396-00 | |
| Sodium pyruvate* | Sigma-Aldrich | S8636 | 1 mM sodium pyruvate |
| Sodium selenite* (S) | Sigma-Aldrich | I1884 (ITS) | 0.29 µM Na2SeO3 (S) |
| Taurine* | Sigma-Aldrich | T8691 | 3 mM taurine |
| Transferrin* (T) | Sigma-Aldrich | I1884 (ITS) | 0.07 µM transferrin (T) |
| Vibratome apparatus | Leica | VT1000-S | |
| * Supplements | |||
References
- The Organization of the Retina and Visual System. Webvision. Kolb, H., Nelson, R., Fernandez, E., Jones, B. , (2014).
- Perez De Sevilla Muller, L., Shelley, J., Weiler, R. Displaced amacrine cells of the mouse retina. J Comp Neurol. 505 (2), 177-189 (2007).
- Mohand-Said, S., et al. Photoreceptor transplants increase host cone survival in the retinal degeneration (rd) mouse. Ophthalmic Res. 29 (5), 290-297 (1997).
- Daiger, S., Sullivan, L., Bowne, S. RetNet, the Retinal Information Network. , The University of Texas Health Science Center. Houston, TX. Available from: https://sph.uth.edu/retnet (2014).
- Mohand-Said, S., Hicks, D., Dreyfus, H., Sahel, J. A. Selective transplantation of rods delays cone loss in a retinitis pigmentosa model. Arch Ophthalmol. 118 (6), 807-811 (2000).
- MacLaren, R. E., et al. Retinal repair by transplantation of photoreceptor precursors. Nature. 444 (7116), 203-207 (2006).
- Yang, Y., et al. Transplantation of photoreceptor and total neural retina preserves cone function in P23H rhodopsin transgenic rat. PLoS One. 5 (10), (2010).
- Mohand-Said, S., et al. Normal retina releases a diffusible factor stimulating cone survival in the retinal degeneration mouse. Proc Natl Acad Sci USA. 95 (14), 8357-8362 (1998).
- Fintz, A. C., et al. Partial characterization of retina-derived cone neuroprotection in two culture models of photoreceptor degeneration. Invest Ophthalmol Vis Sci. 44 (2), 818-825 (2003).
- Cronin, T., Leveillard, T., Sahel, J. A. Retinal degenerations: from cell signaling to cell therapy; pre-clinical and clinical issues. Curr Gene Ther. 7 (2), 121-129 (2007).
- Wright, A. F. A searchlight through the fog. Nat Genet. 17 (2), 132-134 (1997).
- Leveillard, T., et al. Identification and characterization of rod-derived cone viability factor. Nat Genet. 36 (7), 755-759 (2004).
- Lillig, C. H., Holmgren, A. Thioredoxin and related molecules--from biology to health and disease. Antioxid Redox Signal. 9 (1), 25-47 (2007).
- Fridlich, R., et al. The thioredoxin-like protein rod-derived cone viability factor (RdCVFL) interacts with TAU and inhibits its phosphorylation in the retina. Mol Cell Proteomics. 8 (6), 1206-1218 (2009).
- Yang, Y., et al. Functional cone rescue by RdCVF protein in a dominant model of retinitis pigmentosa. Mol Ther. 17 (5), 787-795 (2009).
- Bennett, J. Strategies for delivery of rod-derived cone viability factor. Retina. 25 (8 Suppl), S47 (2005).
- Komaromy, A. M., et al. Transient photoreceptor deconstruction by CNTF enhances rAAV-mediated cone functional rescue in late stage CNGB3-achromatopsia. Mol Ther. 21 (6), 1131-1141 (2013).
- Birch, D. G., Weleber, R. G., Duncan, J. L., Jaffe, G. J., Tao, W. Randomized trial of ciliary neurotrophic factor delivered by encapsulated cell intraocular implants for retinitis pigmentosa. Am J Ophthalmol. 156 (2), 283-292 (2013).
- Cronin, T., et al. The disruption of the rod-derived cone viability gene leads to photoreceptor dysfunction and susceptibility to oxidative stress. Cell Death Differ. 17 (7), 1199-1210 (2010).
- Leveillard, T., Sahel, J. A. Rod-derived cone viability factor for treating blinding diseases: from clinic to redox signaling. Sci Transl Med. 2 (26), 26ps16 (2010).
- Fontaine, V., Hicks, D., Dreyfus, H. Changes in ganglioside composition of photoreceptors during postnatal maturation of the rat retina. Glycobiology. 8 (2), 183-190 (1998).
- Fontaine, V., Kinkl, N., Sahel, J., Dreyfus, H., Hicks, D. Survival of purified rat photoreceptors in vitro is stimulated directly by fibroblast growth factor-2. J Neurosci. 18 (23), 9662-9672 (1998).
- Reichman, S., et al. The homeobox gene CHX10/VSX2 regulates RdCVF promoter activity in the inner retina. Hum Mol Genet. 19 (2), 250-261 (2010).
- Sandu, C., Hicks, D., Felder-Schmittbuhl, M. P. Rat photoreceptor circadian oscillator strongly relies on lighting conditions. Eur J Neurosci. 34 (3), 507-516 (2011).
- Dorrell, M. I., Aguilar, E., Weber, C., Friedlander, M. Global gene expression analysis of the developing postnatal mouse retina. Invest Ophthalmol Vis Sci. 45 (3), 1009-1019 (2004).
- Brooks, M. J., Rajasimha, H. K., Roger, J. E., Swaroop, A. Next-generation sequencing facilitates quantitative analysis of wild-type and Nrl(-/-) retinal transcriptomes. Mol Vis. 17, 3034-3054 (2011).
- Delyfer, M. N., et al. Transcriptomic analysis of human retinal surgical specimens using jouRNAI. J Vis Exp. (78), (2013).
- Ying, S., et al. A CAT reporter construct containing 277bp GNAT2 promoter and 214bp IRBP enhancer is specifically expressed by cone photoreceptor cells in transgenic mice. Curr Eye Res. 17 (8), 777-782 (1998).
