Summary
Esta película muestra cómo adquirir la hemodinámica sistémica y hepática en los ratones. Todo el monitoreo incluye la adquisición de los parámetros vitales, presión arterial sistémica, la presión venosa central, tasa de flujo de la arteria hepática común, y la presión de la vena porta, así como la velocidad de flujo portal en ratones.
Abstract
El uso de modelos de ratones en la investigación experimental es de enorme importancia para el estudio de la fisiología hepática y alteraciones fisiopatológicas. Sin embargo, debido al pequeño tamaño del ratón, detalles técnicos del procedimiento de monitorización intraoperatoria adecuado para el ratón se describen raramente. Anteriormente hemos informado de un procedimiento de control para obtener parámetros hemodinámicos para las ratas. Ahora, se adaptó el procedimiento para adquirir los parámetros hemodinámicos sistémicos y hepáticas en ratones, una especie diez veces menor que las ratas. Esta película demuestra la instrumentación de los animales, así como el proceso de adquisición de datos necesaria para evaluar la hemodinámica sistémica y hepática en ratones. Parámetros vitales, incluyendo la temperatura corporal, la frecuencia respiratoria y la frecuencia cardíaca se registraron durante todo el procedimiento. Parámetros hemodinámicos sistémicos consisten en la presión de la arteria carótida (CAP) y la presión venosa central (PVC). Parámetros de perfusión hepática incluyen portal de vpresión ein (PVP), la tasa de flujo portal, así como la velocidad de flujo de la arteria hepática común (tabla 1). Instrumentación y adquisición de datos para registrar los valores normales se completó en 1,5 h. Parámetros hemodinámicos sistémicos y hepáticas se mantuvieron dentro de los rangos normales durante este procedimiento.
Este procedimiento es difícil pero factible. Ya hemos aplicado este procedimiento para evaluar la hemodinámica hepática en ratones normales, así como durante la hepatectomía parcial del 70% y en el lóbulo de hígado de sujeción experimentos. PVP media después de la resección (n = 20), fue 11,41 ± 2,94 cmH 2 O que fue significativamente mayor (P <0.05) que antes de la resección (6,87 ± 2,39 cmH 2 O). Los resultados de lóbulo hepático sujeción experimento indicaron que este procedimiento de control es sensible y adecuado para detectar pequeños cambios en la presión portal y la tasa de flujo portal. En conclusión, este procedimiento es fiable en las manos de un micro-cirujano experimentado, pero debe limitarse a experiments donde los ratones están absolutamente necesarios.
Introduction
El objetivo general de este vídeo era demostrar un procedimiento de control en tiempo real para la obtención de los parámetros hemodinámicos sistémicos y hepáticas. La razón fundamental para el desarrollo de este procedimiento es su gran valor para las intervenciones experimentales en ratones que requieren la obtención de los parámetros hemodinámicos sistémicos y hepáticas. El procedimiento se puede aplicar a los animales no tratados previamente y durante o después de una intervención quirúrgica experimental hepato-biliar dado, tal como la hepatectomía parcial, la ligadura de la vena porta y trasplante de hígado.
Adquisición de los datos hemodinámicos hepáticos en roedores requiere que el procedimiento invasivo propuesto. La perfusión hepática no se puede obtener de forma no invasiva. Sin embargo, hay alternativas para la adquisición de la presión sanguínea sistémica. Técnicas de monitorización, tales como la técnica de manguito en la cola 8 se han utilizado para la adquisición de la presión arterial en ratas y ratones. La técnica de manguito en la cola puede ser aplicada en conscianimales sas. Al medir la presión arterial, el animal tiene que ser colocado y fijo en una posición incómoda específica. En el manual del dispositivo de golpes de cola, el fabricante afirma que los ratones pueden llegar a ser nervioso y estresado que puede disminuir la circulación en la cola. Bajo esta circunstancia, la presión de la sangre periférica adquirida en la cola puede ser mucho más baja que la presión arterial central.
El procedimiento de control completo se realizó con un monitor multicanal integrado que utiliza una serie de sensores para la adquisición de datos. La presión arterial se obtuvo mediante la inserción de un catéter en el vaso después de la disección microquirúrgica respectiva cuidado y la exposición bajo el microscopio. La tasa de flujo se mide colocando una sonda de flujo transónico alrededor de cada recipiente.
Ya hemos informado de un procedimiento de monitorización intraoperatoria similar para ratas que resulta en una serie completa de datos hemodinámicos fisiológicos comparables a SinGLdatos e informados de otros grupos 7. Por lo tanto consideramos que este procedimiento representa una buena base para su adaptación a la del ratón, una especie de 10 veces más pequeño que el de la rata. La diferencia clave para el procedimiento de rata es el uso de catéteres Millar para la adquisición de datos de presión arterial en lugar de un sistema de catéter a base de fluido. Flujo también fueron adquiridas con sondas de flujo transónicas, sólo mucho más pequeños que para los vasos de ratas correspondientes.
Debido al pequeño tamaño del animal, la instrumentación de los ratones es técnicamente difícil, pero factible. Una vez que se completa instrumentación, adquisición de datos y análisis de datos primaria vida es simple, ya que un archivo de configuración predefinida se puede utilizar. El archivo de configuración tiene que ser definido una vez al comienzo de una serie de experimentos y puede ser almacenado y utilizado para todos los experimentos posteriores.
Hasta ahora hemos aplicado este procedimiento para evaluar los efectos hemodinámicos hepáticos en experimentos agudos. Medimos CAP y PVP antes e inmediatamente después de la hepatectomía parcial del 70% (PH) y en experimentos de sujeción / de-sujeción. Nos SujETA el ligamento hepato-duodenal del lóbulo derecho que representa 20% de la masa hepática seguido por breve (5 minutos) de sujeción de la mediana y el lóbulo lateral izquierdo que representa totalmente 90% de la masa hepática. De-sujeción comenzó con la liberación de la abrazadera del lóbulo derecho, seguido de la liberación de la mediana y el lóbulo lateral izquierdo. Tiempo de sujeción máxima era inferior a 10 min.
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Protocol
Vivienda y todos los procedimientos fueron llevados a cabo de acuerdo con el Animal Welfare Legislación alemana.
1. calibración de sensores (Siga las instrucciones del fabricante para calibración de sensores)
1.1) calibración catéter Millar. Pre-empapar la punta del catéter en agua estéril o solución salina durante 30 min antes de equilibrar (puesta a cero) y la calibración.
- Conecte el sensor millar al canal millar1 del amplificador de puente e insertar la punta del sensor millar en la columna de agua.
- Establezca el valor de la columna de agua a 0 cmH 2 O. En la ventana de software de análisis de datos, seleccione puente amplificar y cero ella. El valor de referencia 0 cmH 2 O se puede configurar.
- Establezca el valor de la columna de agua hasta 20 cm de H 2 O. Ejecute el análisis de datos ventana del software progreso, y se detendrá. Elija "unidades" en la ventana del puente de amplificar, establecer la línea base de 0 y 20 cmH 2 O en consecuencia. Ajuste la "unidad" para cmH <sub> 2 O.
- Calibrar el millar2 para medir la PAC de la misma forma (establecer dos líneas de base 90 y 110 cm de H 2 O).
1.2) calibración de la sonda de flujo de sangre
- Ponga la sonda en agua desionizada. Conecte la sonda con el sistema de sonda de flujo transónico.
- En la ventana de software de análisis de datos, elija Entrada amplificar a cero la sonda de flujo. Ajuste las unidades.
- Pulse el botón para "canal de prueba" para recoger la señal: si la señal tiene 3-4 bares, significa que la señal es buena. En caso de que se adquiere una buena señal, el procedimiento puede continuar.
- Pulse el botón para "Canal de cero" y el canal de escala para ver si el valor ha sido calibrado o no.
- Pulse el botón para "Canal de medida" para la medición posterior.
2. Prepare el ratón para el procedimiento quirúrgico
- Coloca el ratón en una cámara de inducción y anestesiar el ratón con 2% de isoflurano y0,3 ml / min de oxígeno. La operación se puede realizar si el dedo del pie-pinch retirada reflejo del ratón está ausente.
- Afeitarse la piel de las regiones quirúrgicas, que incluyen el cuello y el abdomen izquierdo.
- Coloque el ratón en la mesa de operaciones y arreglarlos con cintas. Use ungüento veterinario en los ojos para evitar la sequedad durante el período de operación.
- Coloque un cojín de gasa debajo del cuello para una exposición óptima del campo de operación de cuello.
- Desinfectar el campo de operación y colocar gasas esterilizadas para cubrir el ratón solamente dejando el campo quirúrgico abierto.
3. parámetros vitales Medición
- Inserte las agujas de ECG subcutáneamente en las patas de ratón.
- Coloque el sensor respiratoria bajo la parte posterior del ratón.
- Coloque la sonda de temperatura en el recto del ratón.
- Temperatura Record, ECG y la frecuencia respiratoria del ratón en el software de análisis de datos.
4. Cuello Operación de SMonitoreo Cardiovascular ystemic
4.1) la disección de buques
- Identifique la línea media del cuello, el punto medio de la clavícula, el ángulo de la mandíbula.
- Hacer una incisión longitudinal de 2 cm desde el ángulo de la mandíbula hasta el punto medio de la clavícula, que es de 0,5 cm hacia el lado izquierdo de la línea media.
- Diseccionar la glándula submandibular, déle la vuelta y se cubre con una gasa embebida en solución salina.
- Identificar la vena yugular, diseccionar y colocar tres 6-0 suturas de seda en la vena para la ligadura después y fijación.
- Identifique el músculo esternocleidomastoideo, separarlo del vientre superior del vientre omohioideo y posterior del músculo digástrico, y tire de ella con un retractor para facilitar la exposición de la arteria carótida.
- Diseccionar la arteria carótida y colocar suturas de seda 6-0 tres debajo de la arteria para la ligación posterior y fijación.
4.2) la medición del flujo sanguíneo de la arteria carótida
- Coloque el transónicasonda alrededor de la arteria carótida, que sea estable, y optimizar el contacto usando gel de ultrasonido o solución salina.
- Registro de velocidad del flujo sanguíneo de la arteria carótida, como se indica en la pequeña pantalla del dispositivo transónico utilizando el software de análisis de datos
- Retire la sonda después de completar la medición
4.3) Medición de la presión de la arteria carótida (CAP)
- Se liga el extremo distal de la arteria carótida y la abrazadera su extremo proximal.
- Coloque 2 suturas de fijación alrededor de la arteria carótida. Utilice 10-0 prolene para la sutura estancia.
- Hacer una pequeña incisión en la pared anterior del recipiente.
- Inserte el catéter Millar y fijar con suturas previamente colocadas.
- Registre la PAC en el software de análisis de datos.
4.4) medición del flujo sanguíneo de la vena yugular
- Levante la vena yugular y coloque la sonda de flujo transónico para medir la velocidad de flujo.
- Registre la velocidad de flujo en el software de análisis de datos.
4.5) medición de la presión venosa central (PVC)
- Sujetar el extremo proximal de la vena yugular y se liga el extremo distal.
- Cortar una pequeña incisión utilizando microtijeras en la pared anterior del recipiente.
- Inserte el catéter lleno de líquido y fijarla con las líneas de sutura pre-colocado.
- Registre la CVP en el software de análisis de datos.
5. abdominal Operación de Adquisición de Hemodinámica hepática
5.1) Identificación del buque
- Hacer una incisión transversal en el abdomen.
- Eventerate los intestinos hacia el lado izquierdo y cubrir con una gasa húmeda.
- Identificar la vena cava inferior, la vena porta, la arteria hepática común y la arteria hepática propia.
- Caer un poco de solución salina caliente en el abdomen y en la superficie de los intestinos cada 5 min durante todo el procedimiento de supervisión.
5.2) La medición del flujo sanguíneo portal
- Diseccionar la vena portal.
- Coloque seda 6-0 en la vena porta para facilitar la elevación del recipiente al colocar la sonda de flujo.
- Coloque la sonda de flujo transónico alrededor de la vena portal y medir su tasa de flujo de sangre.
- Registre el caudal de sangre de la vena porta.
5.3) La medición de flujo de la arteria hepática común
- Disecar la arteria hepática común con cautela.
- Coloque una sutura de seda 6-0 alrededor del vaso para facilitar la elevación del recipiente.
- Coloque la sonda de flujo alrededor de la arteria.
- Mida su flujo sanguíneo y adquirir los datos.
5.4) Medición de la presión de la vena porta (PVP)
- Elija una de las ramas de la vena mesentérica con pocas ramas laterales, que drena directamente en la vena porta.
- Se liga el extremo distal de la vena mesentérica seleccionado. Asegúrese de que la ligadura está cerca del tubo intestinal. Ligar sus ramas pequeñas
- Coloque 2 fijación suturas utilizando 6-0 prolene alrededor de la vena. El punto clave de este procedimiento es evitar tocar la arteria mesentérica cuando la ligadura de la vena.
- Sujetar el extremo proximal de la vena portal.
- Coloque 2 suturas utilizando prolene 10-0. Un poco de sangrado se producirá desde la sutura estancia debe penetrar en la pared vascular de la vena mesentérica bien.
- Haga una pequeña incisión en la vena usando una microscissor oblicuamente en un ángulo de 45 grados.
- Inserte el catéter Millar través de la vena mesentérica en la vena porta y fijarla
- Medir la presión de la vena porta. Al final del procedimiento, sacrificar los ratones por desangrado bajo anestesia.
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Representative Results
Parámetros vitales de los ratones, como la frecuencia respiratoria y la frecuencia cardíaca son, evidentemente, mucho más alto que en la rata. La media de la presión arterial sistémica y la presión de la vena yugular son similares a los valores de rata e incluso similares a los datos humanos.
Datos hemodinámicos hepáticos son obviamente diferentes. Se obtuvieron valores normales de 8 ratones. El flujo de sangre en ratones normales Portal osciló entre 1.6 a 2.3 ml / min. El flujo en la arteria hepática común variaron desde 0,10 hasta 0,35 ml / min. La presión de la vena porta en animales normales fue en el amplio rango 4,4 a 11,2 cm de H 2 O, con un valor medio de 8,09 ± 2,47 cmH 2 O (Tabla 1). Esta amplia gama puede conducir a pequeñas pero no significativas diferencias cuando se compara el valor medio de pequeños grupos de animales normales.
Desde que se observó entre las diferencias individuales considerables sobre todo en la presión portal, hemos probado si las pequeñas diferencias intraindividuales podrían ser detectados con esta tecnologíanique. Evaluamos este procedimiento en dos parámetros experimentales diferentes: la hepatectomía y el hígado de sujeción lóbulo / de-pinzamiento parcial. Presión Portal antes e inmediatamente después de la hepatectomía parcial del 70% (n = 20) en el mismo animal (Figura 1) se incrementó en 2 veces a partir de 6,87 ± 2,39 y 11,41 ± 2,94 cmH 2 O (P = <0,001). Estos resultados estuvieron en un rango similar a la observada en otras especies de 5,12 y también en los seres humanos 7.
La presión de la vena porta normal y la presión portal antes de la resección fueron adquiridos a partir de dos grupos diferentes (uno del grupo de parámetros de monitoreo normal, el otro de grupo PH 70%). Debido a la amplia gama de la presión portal en ratones normales (4 a 11 cm H 2 O), los valores medios de los pequeños grupos de animales pueden ser ligeramente diferentes, como se observa en nuestro experimento (8,09 ± 2,47 cmH 2 O frente a 6,87 ± 2,39 cmH 2 O). Sin embargo, al analizar los datos, se encontró que no había statisticamente diferencia significativa entre estos dos grupos (p = 0,237).
La sujeción / experimento de-sujeción se diseñó para demostrar que el procedimiento es lo suficientemente sensible como para detectar incluso los cambios más pequeños en la presión portal. De sujeción del lóbulo derecho que representa 20% de la masa hepática resultó en un incremento de aproximadamente 17%. Además de sujeción de la mediana y el lóbulo lateral izquierdo causaron un aumento de al menos 2-3 pliegues en comparación con la presión portal de partida. La presión portal volvió gradualmente a la presión de partida, cuando la liberación de la abrazadera del lóbulo derecho que resulta en la sujeción de 70% del hígado. La presión volvió al nivel de partida al retirar la abrazadera de la vena porta izquierda suministro de la mediana y el lóbulo lateral izquierdo (Figura 2 y Tabla 2). El MAP del grupo de operación simulada se mantuvo estable dentro de 1h después de abrir el abdomen. El mapa de los ratones en el grupo control, obtenido en el punto de tiempo comparablecomo en el experimento de sujeción, no tuvo diferencia significativa en comparación con el MAPA del grupo experimental. Los resultados de ambos experimentos revelaron que incluso pequeños cambios intraindividuales de menos de 20% pudieron detectarse con este procedimiento.
Las complicaciones típicas como hemorragia grave y la congestión pueden ocurrir durante el procedimiento. Dado que la pérdida de sangre severa podría causar disminución significativa de mapa, así como PVP, los resultados de los ratones con esta complicación deben ser eliminados. Para evitar la congestión venosa y trombosis cuando se realiza el hígado experimento sujeción lóbulo, le sugerimos que la inyección de una pequeña dosis de heparina (500 U / kg) dentro de la cirugía antes de la sujeción. Arteria hepática común puede someterse a un espasmo de los vasos transitoria sobre la manipulación como levantar el recipiente y la colocación de la sonda. Esto podría causar una breve isquemia transitoria del hígado. En general, el espasmo puede resolverse espontáneamente en cuestión de minutos. Un espasmo vascular corta en la CHA no está planteando un problema serioa la vida del animal, pero podría interferir con los resultados experimentales, cuando se centra en la lesión de reperfusión de isquemia hepática.
En conclusión, este procedimiento es difícil pero factible. Se requiere un poco de entrenamiento, incluso para los micro-cirujanos con experiencia. Debido a la alta comparación variabilidad inter-individual de los datos de presión obtenidos en diferentes animales antes y después de una intervención no puede conducir a resultados concluyentes. Por lo tanto se recomienda este procedimiento para estudiar la regulación a corto plazo de la hemodinámica hepática en experimentos agudos mediante la adquisición de los datos antes y después de la intervención en el mismo animal.
| Parámetros | Datos propios obtenidos | Parámetros reportado | |
| Parámetros vitales | La frecuencia cardiaca (n = 8) | 418 ± 55 BPM | 389 (353-566) BPM 1 |
| 162 ± 11 BPM | 254 ± 28 BPM 2 | ||
| Temperatura (n = 8) | 33.56 ± 0.54 ° C | 36,1-36,6 ° C 11 | |
| La presión arterial sistémica (CAP) (n = 8) | 130.54 ± 20.47 cm H 2 O (= 96,02 ± 15,06 mmHg) | 94 ± 15 mmHg 9 | |
| Presión venosa central (PVC) (n = 2) | 8,90 ± 3,25 cmH 2 O | 5,9 ± 2,0 cmH 2 O 11 | |
| La hemodinámica hepática | Flujo de la vena porta (n = 6) | 2,03 ± 0,24 ml / min | 3.0 (2.5 a 3.1) ml / min 1 |
| 3,3 ml / min 1 | |||
| Flujo de la arteria hepática común (n = 6) | 0,20 ± 0,09 ml / min | No Fou nd | |
| PVP (n = 8) | 8,09 ± 2,47 cmH 2 O (= 5,95 ± 1.82mmHg) | 5,3 ± 1,4 cm 3 de solución salina | |
| 8,7 ± 2,1 mmHg 4 | |||
| 4mmHg 6 | |||
Tabla 1. parámetros hemodinámicos sistémicos y hepática normales de ratones adquiridos mediante este procedimiento de seguimiento de la PAC:. Presión de la arteria carótida; MAP: presión arterial media; CVP: presión venosa central; PVP: presión de la vena portal.
Figura 1. PVP antes y después 70% PH. Presión portal vena antes y después de la hepatectomía parcial del 70% (n = 20) fueron 6,87 ± 2,39 y 11,41 ± 2,94 cmH 2 O.www.jove.com/files/ftp_upload/51955/51955fig1highres.jpg "target =" _blank "> Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
| Parámetros (cmH2O) | Después de la laparotomía | Después de fijar el 20% de hígado (RL) | Después de fijar el 90% del hígado (RL + ML + LLL) | Después de fijar el 70% del hígado (ML + LLL) | Al final (liberar todas las abrazaderas) |
| PVP - sujeción grupo exp (n = 10) | 9.59 ± 4.00 | 10.45 ± 3.89 | 25.78 ± 8.99 | 16,91 ± 9,86 | 11.14 ± 4.48 |
| Mean CAP - grupo exp sujeción (n = 10) | 121.50 ± 18.67 | 95.89 ± 32.76 | 74.41 ± 35.35 | 93.88 ± 42.96 | 89.44 ± 44.20 |
| Mean CAP - Sham grupo (n = 3) | 123.33 ± 12.42 | 121,0 ± 5,57 | 124.00 ± 8.66 | 127.33 ± 7.23 | 123.00 ± 8.89 |
. Tabla 2. respuesta hemodinámica después del pinzamiento y declamping de diferentes lóbulos del hígado (n = 10) RL: lóbulo derecho, ML: lóbulo medio (incluyendo derecho lóbulo medio y lóbulo medio izquierdo), LLL: izquierda del lóbulo lateral.
Figura 2. respuesta hemodinámica después del pinzamiento y declamping de diferentes lóbulos hepáticos (Identificación de los animales: CHI-108) A.. PVP justo después de insertar el catéter Millar fue del 8,8 cmH 2 O. PVP después de pinzar el 20% del lóbulo hepático fue del 10,8 cmH 2 OBPVP se elevó a 17,5 cmH 2 O después de pinzar el 90% del lóbulo hepático. C. PVP disminuyó a 10,3 cm H2O al soltar la abrazadera del lóbulo derecho. D.PVP regresó a 8,7 cmH 2 Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
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Discussion
Monitoreo de la hemodinámica hepática es una importante herramienta de investigación en hepatología y cirugía hepatobiliar. Adquisición de los datos hemodinámicos hepáticos ayuda a caracterizar el efecto de los procedimientos hepatobiliares en el sistema circulatorio. También es necesaria la adquisición de datos hemodinámicos hepáticos para estudiar el efecto de fármacos que afectan la presión portal y el flujo portal, por ejemplo, según sea necesario en los estudios que evalúan fármacos vasoactivos.
A pesar de su pequeño tamaño, los parámetros vitales, sistémicos y la hemodinámica hepática pueden ser monitoreados en ratones. Los pasos críticos en el protocolo fueron los siguientes: En primer lugar, es importante colocar el animal sobre una almohadilla de calentamiento durante todo el procedimiento para evitar la hipotermia que puede conducir a la disfunción circulatoria. En segundo lugar, es crucial que ser muy cauteloso cuando la disección de los vasos de un ratón, ya que la pared del vaso de ratón es muy frágil y delgada. Parece mejor para arreglar la pared del vaso por el acaparamiento de parte del tejido de grasa en el the la superficie en vez de agarrar la propia pared del vaso. En tercer lugar, es vital para evitar la ligadura accidental de la arteria mesentérica para no perjudicar la irrigación arterial al colocar las suturas de fijación alrededor de la vena mesentérica.
Sin embargo, la técnica de tutoría invasiva tiene algunas limitaciones. El primero de ellos es su invasividad por sí mismo. Esta técnica de seguimiento es un método invasivo, que requiere una intervención quirúrgica. Por tanto, el procedimiento de control en sí puede producir efectos adversos para los animales. Por lo tanto, sólo utilizamos este procedimiento para adquirir los parámetros hemodinámicos en los animales normales y en experimentos agudos, pero no en experimentos de supervivencia. En un siguiente paso, queremos evaluar esta técnica en experimentos de supervivencia. La segunda limitación de este procedimiento es que requiere experiencia microquirúrgica sustancial. La monitorización hemodinámica en ratones sólo debe ser realizado por microcirujanos formados específicamente. El par más difícilt de este procedimiento de control es la inserción del catéter Millar en la pequeña vena mesentérica, ya que esta vena es extremadamente frágil. En nuestras manos, se necesitaron aproximadamente 10 operaciones de entrenamiento para un microcirujano experimentado antes de dominar técnicamente este procedimiento. La experiencia se definió de haber realizado con éxito más de 50 anastomosis vascular (arteria carótida, la vena yugular) en ratas o ratones. La tercera limitación es que la presión portal obtenido con este método puede ser por debajo del rango fisiológico para un animal normal. Ligadura de la vena mesentérica y la inserción del catéter puede reducir el volumen total de sangre que drena en la vena porta por un estimado de 10%. Sin embargo, este rango fisiológico no se puede adquirir utilizando los dispositivos disponibles en la actualidad. Del mismo modo, el efecto de la anestesia en sí en PVP no se puede excluir 13. Sin embargo, ya que todos los animales son sometidos a la misma intervención, el error potencial sería un error sistemático. Por lo tanto, dATA interpretación debe hacerse con precaución centrándose en los cambios relativos dentro de un animal y no necesariamente en las diferencias absolutas entre los animales.
Sin embargo, existen pocas alternativas a la monitorización hemodinámica invasiva en roedores. Monitorización no invasiva se limita a la adquisición de la presión arterial sistémica. Portal de presión o flujo portal no se pueden determinar de forma no invasiva en ratones. Monitoreo telemétrico también se limita a la adquisición de la presión arterial sistémica. No se encontraron informes sobre la adquisición telemétrica de otros parámetros hemodinámicos.
Este procedimiento es necesario completa monitorización intraoperatoria para comprender los procesos fisiológicos hepáticas tales como la regulación de la perfusión hepática, la regeneración del hígado y cirugía hepatobiliar integral. La capacidad para supervisar y recoger datos de animales de laboratorio durante la operación en tiempo real por lo tanto representa un avance significativo en el estudio del hígado diSease y la hipertensión portal.
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Disclosures
Los autores declaran que no tienen intereses financieros en competencia.
Acknowledgments
Esta investigación fue apoyada por el Ministerio Federal Alemán de Educación e Investigación (BMBF) financiado "Red hígado virtual". Me gustaría dar las gracias a Frank Schubert y René Gumpert desde el centro de prensa del Hospital Universitario de Jena por su ayuda en la producción del vídeo y la creación de la animación e Isabel Jank para grabar el audio.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| PowerLab 16/30 | ADInstruments | PL3516 | |
| Quad Bridge Amp | ADInstruments | FE224 | Bridge amplifier |
| Animal Bio Amp | ADInstruments | FE136 | |
| Needle Electrodes for FE136 (3 pk) | ADInstruments | MLA1213 | |
| Perivascular Flowmeter Module | Transonic | TS420 | |
| Flowprobe MA0.5PSB/MA1PSB | Transonic | MA0.5PSB/MA1PSB | |
| SPR-1000 Mouse Pressure Catheter | Millar instruments | 841-0001 | |
| fluid filled catheter | Terumo | SR+DU2619PX | 26G, 0.64×19mm |
| micro scissors | F·S·L | No. 14058-09 | |
| micro serrefine | F·S·L | No.18055-05 | |
| Micro clamps applicator | F·S·L | No. 18057-14 | |
| Straight micro forceps | F·S·L | No. 00632-11 | |
| Curved micro forceps | F·S·L | No. 00649-11 | |
| needle-holder | F·S·L | No. 12061-01 | |
| 6-0 silk | ethicon | ||
| 6-0 prolene | ethicon | ||
| 7-0 prolene | ethicon | ||
| 10-0 prolene | ethicon | ||
| Tail cut-off device | Kent Scientific | www.kentscientific.com | |
| LabChart7 | ADInstruments | data analysis software |
References
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