Summary
Dit protocol maakt gebruik van een ballonkatheter om een intraluminale blessure aan de rat halsslagader veroorzaken en voortaan ontlokken neointimale hyperplasie. Dit is een gevestigd model voor de studie van de mechanismen van vasculaire remodellering reactie op letsel. Het wordt ook veel gebruikt om de geldigheid van mogelijke therapeutische benaderingen te ontwikkelen.
Abstract
De halsslagader ballonletsel model in ratten is goed vastgesteld dan twee decennia. Het blijft een belangrijke methode om de moleculaire en cellulaire mechanismen die betrokken zijn in het gladde spierweefsel dedifferentiation, neointimavorming en vasculaire remodeling bestuderen. Mannelijke Sprague-Dawley ratten zijn de meest gebruikte dieren voor dit model. Vrouwelijke ratten niet de voorkeur als vrouwelijke hormonen beschermend zijn tegen vaatziekten en daarmee introduceren een variatie op deze procedure. De linker halsslagader wordt typisch benadeeld rechts carotis dient als negatieve controle. Linker carotis letsel wordt veroorzaakt door de opgeblazen ballon die het endotheel denudes en uitzetten en de vaatwand. Na letsel kunnen potentiële therapeutische strategieën zoals het gebruik van farmacologische verbindingen en beide genen of shRNA overdracht geëvalueerd. Typisch voor het gen of shRNA overdracht, wordt de benadeelde deel van het lumen van het vat lokaal getransduceerde gedurende 30 minuten met vIral deeltjes die coderen voor een eiwit of shRNA voor de levering en expressie in de verwonde vaatwand. Nieuwe intima verdikking die proliferatieve vasculaire gladde spiercellen pieken meestal 2 weken na beschadiging. Schepen worden meestal geoogst op dit tijdstip voor cellulaire en moleculaire analyse van signaaltransductie wegen en gen- en eiwitexpressie. Schepen kunnen worden geoogst op eerdere tijdstippen voor het begin van expressie en / of activatie van een specifiek eiwit of route bepalen, afhankelijk van de experimentele doeleinden bedoeld. Vaartuigen kunnen worden gekarakteriseerd en geëvalueerd met behulp van histologische kleuringen, immunohistochemie, eiwit / mRNA assays, en de activiteit assays. De intacte rechter halsslagader van hetzelfde dier ideaal interne controle. Schade-geïnduceerde veranderingen in de moleculaire en cellulaire parameters kunnen worden geëvalueerd door de gewonden slagader om de interne juiste controle arterie. Evenzo kunnen therapeutische modaliteiten worden geëvalueerd door het verwondend en behandelde slagader naar de controle gewonden enige slagader.
Introduction
Ballonkatheters medische apparaten voor een procedure van angioplastie, het doel van verbreding belemmerd locatie (s) van atheroma of trombus in een bloedvat. De vernauwde lumen vat wordt gedwongen te openen door de opgeblazen ballon en bloedtoevoer zou worden hersteld achtereenvolgens stroomafwaarts ischemie symptomen, zoals angina, myocard infarct, en been pijn. Niettemin heeft het grote succes van angioplastiek wordt verminderd door postoperatieve complicaties zoals resultaten van kracht die vasculaire barotrauma (ballonletsel), namelijk vaatwand remodellering en vaak opnieuw vernauwen van het vat lumen (restenose) 1.
Een aantal dierlijke modellen ontwikkeld nabootsen van de angioplastieprocedure te helpen onderzoekers begrijpen mechanismen die ten grondslag liggen aan de ballon-letsel-gerelateerde vaatwand remodeling 2. Van alle diersoorten gebruikt voor het modelleren, rat is de meest gebruikte één. Compared konijnen, honden en varkens, de voordelen van ratten hun lage kosten, de relatieve gebruiksgemak en de huidige kennis van rat fysiologie. Hoewel muizen hebben een extra voordeel in een breed scala van genetisch gemanipuleerde stammen de muizen vat te klein om een ballon katheter. In de afgelopen drie decennia hebben experimentele ratten toegestaan onderzoekers tot een beter begrip van de moleculaire en cellulaire mechanismen die ten grondslag liggen neointimavorming en vasculaire remodeling 3-6 te winnen. Beyond ballonletsel, vasculaire remodellering ook betrokken bij de meeste grote vaatziekten, zoals atherosclerose 7,8, hypertensie 9 en aneurysma 10. Zo is kennis die is opgedaan door de ballon blessure model is in het algemeen gunstig voor de algehele vaatwand ziekte studies.
Het algemene doel van de rat ballonletsel model is alleen verder begrijpen vaatziekten, maar ook om de sterkte van nieuwe agentia testenziektebestrijding 11,12. Huidige klinische behandeling met geneesmiddelen om restenose wordt toegepast door de drug-eluting stents geplaatst via het lumen van het vat direct na angioplastiek. In diermodellen, een efficiënte en toch zuiniger manier voor nieuwe agent testen is een goed ontwikkelde lokale intraluminale perfusie methode. Gegadigde middelen die zijn getest door deze werkwijze omvatten kleine moleculen 13,14, cytokine of groeifactoren 15,16, gen manipuleren middelen (cDNA klonen, siRNA, etc.) 17-20 en nieuwe farmaceutische formuleringen 21,22.
Tot nu toe, de rat ballon letsel model blijft een van de meest bruikbare modellen voor het bestuderen van vasculaire ziekten / aandoeningen. Het is de fundamentele stap van bench to bedside, gewoonlijk in de eerste stap bewegen van in vitro naar in vivo, maar het moet niet de laatste zijn. De uitkomst van experimenten rat moet worden overlegd en verder gekenmerkt voordat vertaling in het menselijkklinisch gebruik, vanwege het verschil in vasculaire bedden en verblijf anatomie en de intrinsieke species verschillen tussen mens en rat 23-26. Toch is het nog steeds een essentieel instrument in translationeel medisch onderzoek. Hoewel dit onderzoek gebruikt te worden beperkt door het ontbreken van genetisch gemodificeerde ratten, is het niet langer een probleem geweest aangezien nieuwe genomische benaderingen zoals zinkvinger nucleasen 27 Talens 28 en CRISPR-Cas 29 hebben knockout ratten gemakkelijk toegankelijk gemaakt.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
LET OP: Het gebruik van dieren voor de volgende experimenten werd beoordeeld en goedgekeurd door de Institutional Animal Care en gebruik Comite (IACUC) goedgekeurd.
1. Preoperatieve Procedures
- Steriliseren chirurgische instrumenten voor gebruik.
- Autoclaaf alle chirurgische instrumenten 24 uur of minder voor de operatie. Als er meerdere operaties worden uitgevoerd op dezelfde dag, steriliseren van de instrumenten door een droge kraal sterilisator tussen ingrepen.
- Filter-steriliseren van de zoutoplossing voor gebruik.
- Weeg de rat en bereken de dosis anesthetica (ketamine 80 mg / kg en xylazine 7 mg / kg).
- Dien de anesthetica intraperitoneaal (ip).
- Controleer de geschiktheid van sedatie door teen knijpen in 5-10 min. Dien een extra kleine dosis drugs (ketamine 7 mg / kg xylazine en 0,6 mg / kg) of sedatie is niet compleet.
- Zorg ervoor dat de naald diep genoeg is om de levering van drugs intra-per-itoneally omdat het niet de hele drug oplossing te leveren in de peritoneale holte zal onvoldoende sedatie veroorzaken.
OPMERKING: Zweren en haarverlies in de huid op de injectieplaats zal zichtbaar enkele dagen na de operatie, door onbedoelde subcutane (sc) geneesmiddeloplossing injectie.
- Injecteer 3 ml steriele zoutoplossing subcutaan (sc). Met behulp van een steriel wattenstaafje, een kleine hoeveelheid oogzalf beide ogen te voorkomen dat de hoornvliezen uitdroogt.
- Bereid de verwarming. Pre-warm warmte pads door de magnetron of waterbad.
- Zet het dier achterover op de chirurgische platform.
- Verwijder de haren in het ventrale halsgebied. Breng het haar remover met een wattenstaafje, wacht 30 seconden en veeg volledig af met een gaasje.
- Zwabberen de hals met povidonjood scrub en 70% ethanol.
- Trek van persoonlijke beschermingsmiddelen, inclusief toga, haar cover, chirurgisch masker, en glazen. Doe sterile chirurgische handschoenen aan het eind vóór de behandeling van de steriele chirurgische instrumenten en benodigdheden.
- Drapeer de rat met een steriel chirurgisch blad met alleen de nek blootgesteld.
2. Chirurgische ingrepen
- Tijdens de chirurgische ingreep, controleer sedatie diepte van dierlijke teen knijpen in elke 15 min. Als dier reageert op teen knijpen, voeg extra kleine dosis (10% van de initiële dosis) van ketamine en xylazine.
- Ontleden verliet gemeenschappelijke halsslagader (CCA)
- Gebruik een scalpel een rechte longitudinale incisie in het midden van de nek maken. De globale lengte van de incisie is 1.5-2 cm, ten behoeve van het isoleren van een 1.5-2 cm portie slagader. De lengte kan variëren afhankelijk van het doel van de studie.
- Botweg ontleden het bindweefsel van de huid. Houd de tang tips op en zorg ervoor dat niet aan de huid of het onderliggende weefsel te doorboren.
- Ontleden spierlagen lengterichting AlonG de linkerkant van trachea.
- Bij het openen van de spierlaag, visualiseren links CCA met de nervus vagus nauw verbonden. Botweg ontleden naast de linker halsslagader met uiterste voorzichtigheid aan de nervus vagus te scheiden met minimale stretching.
- Ontleden CCA distaal tot aan de splitsing. Ontleden de splitsing en twee takken zorgvuldig - interne halsslagader (ICA) en externe halsslagader (ECA).
- Houd ontleden rond de CCA tot ongeveer gedeelte 1,5-2 cm van de slagader wordt geïsoleerd van de omringende weefsels.
- Ballon letsel
- Permanent maken van een ligatuur op de Europese Rekenkamer op ongeveer 5 mm van bifurcatie. Permanent afbinden de occipitale tak van de Rekenkamer dat dicht bij de splitsing van de Rekenkamer en ICA. Ook permanent afbinden andere eventuele bijkantoren, lokaliseren tussen de splitsing en ECA ligatuur - bijvoorbeeld, de superieure schildklier tak. Hechtingen die gebruikt worden voor alle ligaturen is 4-0 zwartzijde. Klem op het proximale uiteinde van CCA en het distale einde van ICA.
OPMERKING: Nu is de doorbloeding is gestopt permanent door ligatie (op ECA) of tijdelijk door middel van knippen (op CCA en ICA). Luminale inhoud in de vertakking gebied zijn geïsoleerd uit de systemische circulatie. - Maak een arteriotomie incisie op ECA door kleine micro-schaar. Zorg ervoor dat de incisie nabij de distale hechtdraad knoop. Schoon bloed met een zoutoplossing en wattenstaafjes.
- Plaats de niet-opgeblazen 2F ballonkatheter in de ECA lumen. Vooraf de ballonkatheter proximaal aan de CCA lumen. Houd het bevorderen van de katheter proximaal totdat de punt bereikt waar de clip blijft.
- Sluit de ballon opblaasinrichting een vrouwelijke luer lock op een 3-weg kraan en sluit de mannelijke luer lock van de 3-weg kraan om de ballonkatheter.
- Langzaam opblazen van de ballon met ongeveer 1,5 atm druk om de halsslagader uitzetten tot 1,5-voudige van de diameter. Trek de ballon rotatie terug naar de splitsing.
- Leeglopen van de ballon en vooruit het terug naar het proximale uiteinde. Opblazen het opnieuw en herhaal de trekken-back procedure nog twee keer.
- Trekken de ballonkatheter uit de slagader lumen.
- Permanent maken van een ligatuur op de Europese Rekenkamer op ongeveer 5 mm van bifurcatie. Permanent afbinden de occipitale tak van de Rekenkamer dat dicht bij de splitsing van de Rekenkamer en ICA. Ook permanent afbinden andere eventuele bijkantoren, lokaliseren tussen de splitsing en ECA ligatuur - bijvoorbeeld, de superieure schildklier tak. Hechtingen die gebruikt worden voor alle ligaturen is 4-0 zwartzijde. Klem op het proximale uiteinde van CCA en het distale einde van ICA.
- Intraluminale toediening van reagentia (bijvoorbeeld siRNA, drugs)
OPMERKING: Hier, het gebruikte reagens is een oplossing die lentivirale deeltjes coderen voor shRNA gericht Stromal Interaction Molecule 1 (STIM1) of niet-gerichte shRNA controle. STIM1 is een transmembraan endoplasmatisch reticulum (ER) eiwit dat een ER Ca2 + sensor regelen de activering van plasmamembraan Ca2 + kanalen en up-gereguleerd in vasculaire gladde spieren dedifferentiatie een proliferatieve trekkende fenotype 12,30-33.- Sluit een intravasculaire over-de-naald katheter een injectiespuit (24 G, 1,6 cm). Zuig 30 ui oplossing van de testen Reagenten. Steek de katheter in dezelfde incisie op ECA.
- Vooraf de katheter tip in de CCA en leg een stukje hechtdraad met een enkele knoop aan de Rekenkamer om de katheter te bevestigen en sluit tijdelijk de incisie.
- Injecteer het testen reagens oplossing in de lumen van CCA. Bewaar de oplossing in de lumen van het vat gedurende 30 minuten. Houd het blootgestelde weefsel vochtig met zout en bedek het met een stukje nat gaasje.
- Na incubatie zuigen de resterende oplossing. Draai dat enkele knoop en de katheter in te trekken.
- Bind de Rekenkamer met een stuk hechtdraad proximaal aan de arteriotomie incisie. Maak de knoop zo dicht mogelijk bij de vertakking.
- Close-up van de wond.
- Sinds de ballon letsel en katheter introductie een lek of punctie van het bloedvat kan veroorzaken, verwijdert u de clip op de ICA en controleer of er een lek. Als bloeden wordt waargenomen, breng dan een stuk gaas en zachte druk om het bloeden te stoppen toepassing.
- Verwijderende andere clip op CCA.
- Zorg ervoor dat er geen tekenen zijn van bloeden, en verwijder vervolgens alle klemmen en andere chirurgische instrumenten. Snijd overtollig hechtingen.
- Sluiten wond met behulp van de huid hechtingen (4-0 zwarte zijde). Swab aan alle zijden van de gesloten wond met de Povidon-jodium of andere anti-septische / bactericide / virucide middel. Injecteer 3 ml steriele zoutoplossing sc
3. Postoperatieve Procedures
- Houd rat op warmte pad na de operatie. Dien één dosis van 0,05 mg / kg buprenorfine via intramusculaire injectie (im) aan de rat. Tijdens de invorderingsprocedure, houden de ogen van dieren en mond vochtig. Controleer het dier tot het wakker en ambulant.
- Plaats het dier in een schone kooi zonder beddengoed tot deze volledig is hersteld. Na herstel, wordt het dier terug naar het dier en individueel gehuisvest.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Twee weken na de verwonding, worden halsslagaders geoogst, doorgesneden en onderworpen aan morfologische analyse. Slagaders zijn dwarsdoorsnede en gekleurd met H & E (figuren 1, 2B, C en 3). Rat halsslagader muur bevat vier lagen elastische lamina, die als roze lijnen verschijnen. Het gebied tussen de buitenste lamina externe elastische lamina (EEL) en de binnenste lamina, interne elastische lamina (IEL) de media gladde spierlaag (figuur 1). Het gedeelte binnen het IEL de intima, een monolaag van endotheelcellen in intacte vaten; of neointimale hyperplasie bij gewonde vat. In de gewonden halsslagader, de media dikker is dan in controle vaten vanwege proliferatie van gladde spiercellen. De dikte van neointima is gelijk aan of groter dan de dikte van de media in dezelfde slagader. Adventitia is ook verdikt robuuste collageen (Figuur 1B, D). Voor de slagader behandeld met reagent getest op zijn vermogen om neointima vorming te remmen (in casu STIM1 shRNA), de neointimale oppervlakte van de dwarsdoorsnede kleiner dan de controle verwonde slagader (figuur 2). De geldigheid van STIM1 knockdown met shRNA bleek het STIM1 expressieniveau sterk afgenomen in het verwonde vat neointima en media, vergeleken met de controle verwonde vat.
Zoals in de discussie sectie zal worden vermeld, moeten chirurgen voorzichtig niet te over-opblazen van de ballon en verwonden het schip overdreven zijn. Dit zou de vaatwand te scheuren, hetgeen lekkage van bloed en robuuste trombusvorming veroorzaken zowel in het lumen en op het buitenoppervlak van de slagader, zoals weergegeven in figuur 3.
Figuur 1: Rat halsslagader dwarsdoorsneden gekleurd met hematoxyline & Eosine (H & E). (A) morfologie van de normale / intact (rechts) CCA. (B) morfologie van de benadeelde (links) CCA, waaruit neointimavorming en adventitia / media verdikking. (C) Structuur van de normale rat carotis vaatwand. De intima is een monolaag van endotheelcellen op de interne elastische lamina (IEL). Media is de gladde spiercellen en elastische weefsels tussen IEL en externe elastische lamina (EEL). Adventitia is de buitenste laag. (D) Rat halsslagader Stevige en verdikking 2 weken na beschadiging. Proliferatie van gladde spiercellen en migratie tot neointima vorming en media verdikking. Typische concentrische neointima geformatteerd en media / adventitia verdikt, het tonen succesvolle generatie ballon letsel fenotype. De rode (eosine) kleuring wordt verbeterd in adventitia, door robuuste collageensynthese. Schaal bars zijn 100 micrometer.
Figuur 2: Doorsneden van rat halsslagaders met de behandeling van shRNA-STIM1 of shRNA controle, twee weken na de verwonding (A) immunofluorescentiekleuring van STIM1 en DAPI kleuring van kernen op dwarsdoorsneden van beide groepen.. De verzwakte uitdrukking van STIM1 en neointimavorming exposeren in de shRNA-STIM1 behandeld slagader sectie. (B) H & E kleuring van de slagader sectie shRNA-STIM1. C. Digitale traceren van de neointima grens, IEL en paling, voor het doel van het meten van gebieden van lumen, media en neointima. Schaal bar zijn 100 micrometer.
Figuur 3: Voorbeeld van een suboptimale of het uitblijven van neointimale modellering genereren (A) Eccentric plaats van concentrische neointima gevormd.als gevolg van onjuiste ballonvaren. (B) Overmatig verwondingen (door een over-opgeblazen ballon) veroorzaakt ernstige schade aan het schip en de breuk van de vaatwand, dat is duidelijk door de discontinue elastische laminas. Ernstig letsel veroorzaakt trombus, die de hele vaatlumen heeft geblokkeerd en breidde uit in de adventitia. Bovendien verbeterde hechting plaats tussen de adventitia en de omringende vetweefsel. Schaal bar zijn 100 micrometer.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
De rat carotis ballon schade is goed beschreven door Tulis in 2007 34. Er is uitvoerig gesproken over alle details van deze procedure door Dr. Tulis. De lezers die geïnteresseerd zijn in het uitvoeren van deze procedure zijn sterk aanbevolen om Tulis 'protocol te lezen. Echter, er is één ding dat we niet eens met Dr. Tulis: In plaats van het opblazen van de ballon met een zoutoplossing of enige vorm van vloeistof, hebben we voorgesteld om hem op te blazen met lucht. Volgens onze persoonlijke ervaring, het opblazen met vloeistof kan nauwelijks luchtbellen te voorkomen. Daarnaast is het moeilijker om flexibel de druk tijdens het letsel procedure en kunnen extra stress en schade aan de slagader. Een andere technische tip is om een kleine "kussen" (gemaakt van papier handdoek of gaas) te gebruiken om de nek dier te ondersteunen tijdens de operatie.
Op basis van eerdere verslagen en enkele jaren ervaring met de rat ballon letsel procedure, hebben de auteurs een licht gewijzigde en simplifié gegenereerdd protocol 35. Daarnaast heeft de intraluminale infusie therapeutica direct na beschadiging aangetoond. Dit is ruwweg verdubbeld het moment van dit overleven chirurgische ingreep en vereist dus extra hands-on ervaring. De belangrijkste zorg tijdens de verlengde periode is de verdoving vliegtuig. Initiële dosis anestheticum kan sedatie rat te behouden voor 30-45 min en zo het dier moet regelmatig worden gecontroleerd door de teen-snuifje, vooral tijdens de 30 min infusie tijd. De reden om injecteerbare anesthetica in plaats van inhalatie-anesthesie gebruiken voor deze specifieke operatie is vreselijk als gevolg van de oriëntatie van het hoofd rat. Volgens de auteurs ervaringen, ballon inbrengen in halsslagader is veel eenvoudiger uit te voeren bij ratten die met zijn hoofd naar chirurg. Tijdens het uitvoeren van een operatie, is het sterk aan te raden om het te doen onder een zuurkast of een bioveiligheid kast wanneer lentivirus cadeautjes (om mogelijke allergie te voorkomen). In dit geval, de omvangrijke inhalation kegel en slangen zouden de luchtstroom van de kap te verstoren, en ook de chirurgische gebied moeilijker om toegang te krijgen. Het is echter nog sterk aanbevolen inhalatie verdoving als de chirurg goed presteren de operatie met de tegengestelde oriëntatie van het hoofd dieren.
Tijdens de infusie, let op luchtbellen in het lumen van het vat te voorkomen.
Net als elke andere knaagdieren chirurgie, onderkoeling is de grote zorg gedurende de gehele procedure. Gebruik de juiste verwarming apparatuur om dierenleed onderkoeld, wat kan leiden tot de dood te voorkomen. Ondertussen oververhitting / hyperthermie moet ook worden vermeden. Bij gebruik van de warmte-pad, handdoeken aanbevolen om te worden geplaatst tussen de warmte-pad en dierlijk lichaam om te voorkomen dat het dier van oververhitting.
Twee oplossingen, zoutoplossing en lidocaïne hydrochloride (1%), worden aanbevolen om te worden aangebracht op blootgesteld weefsel indien nodig tijdens de chirurgische procedure. Weefsels dieblootgesteld tijdens de operatie moet vochtig door gesteriliseerde fysiologische zoutoplossing worden gehouden. Chirurgische stretch vaak oorzaken spierspasmen en schip samentrekking van de halsslagader. Inbrengen van de ballon katheter in een gecontracteerde slagader is gevoelig te mislukken; wanneer ballon inbrengen succesvol onder deze omstandigheden, zal ernstige uitrekken of schade aan de slagader. Lidocaïne als topische anestheticum kan worden ontspannen en verwijden van het schip.
De ballon wordt opgeblazen met ongeveer 1,5 atm druk en juiste afstelling is vereist voor elke operatie, door de verandering in plasticiteit van de oude ballon (indien gebruikt) en de variatie van CCA diameter. Bovendien, vanwege de stijfheid van bepaalde bloedvaten de ballon kan worden opgeblazen, maar niet te zien. In dit geval, wanneer de ballon wordt opgeblazen, de chirurg moet iets trekt de katheter om de weerstand van slagader controleren en ballondruk dienovereenkomstig aan te passen. Robuuste trekken zal ernstige schade of breuk van een veroorzakenrtery, bloed lekken, en het falen van het experimentele model. De ballonkatheter kan meerdere keren worden hergebruikt zolang de ballon nog werkt goed. Desinfecteren ballonkatheter behulp Cidex ten behoeve van hergebruik. De materialen van ballonkatheter, natuurlijke rubber latex en polyethyleen, goedgekeurd geschikt Cidex zijn. De gedetailleerde protocollen voor het desinfecteren van medische hulpmiddelen met behulp Cidex zijn beschreven 37. Het is belangrijk dat de chirurg de ballon lekken van elke te controleren vóór gebruik.
De continue hechtdraad patroon wordt meestal niet aangeraden om te gebruiken voor sluiting huid. In plaats daarvan, zijn gewikkeld clips en onderbroken hechtdraad patroon meestal aanbevolen. Wanneer de incisie is de zeer actieve en gevoelige lichaamsdeel, de nek, dit niet het geval. Volgens onze ervaring, wond clips en onderbroken hechtdraad patroon eindigde met hogere tarieven van de sluiting falen. Clips verloren of hechtingen gebroken door dierlijke krassen gebeurd very vaak, die waarschijnlijk te wijten aan jeuk veroorzaakt door de metalen clips of meerdere hechtdraad uiteinden. Bij het gebruik van continue hechtdraad patroon, het percentage mislukkingen was slechts 1% in ons lab met honderden ratten. Bovendien, de beste methode te sluiten huid waarschijnlijk de intradermale hechtdraad patroon, hoewel we niet kunnen laten zien in de video.
Er zijn verschillende methoden beschikbaar voor histologische kleuring van weefselcoupes. H & E kleuring is de meest gebruikte één. Lezers wordt verwezen naar een uitvoerig besproken artikel 36, door Tulis, om verder te lezen. Om meer accurate informatie van laminaire structuren te krijgen, wordt Verhoeff's Elastic Tissue Stain met Van Gieson tegenkleuring (VVG vlekken) zeer aan te bevelen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Fogarty balloon embolectomy catheters, 2 French | Edwards Lifesciences, Germany | 120602F | |
| Deltaphase Operating Board - Includes 2 Pads & 2 Insulators | Braintree Scientific, Inc. | 39OP | |
| LED light source | Fisher Scientific | 12-563-501 | |
| Hartmann Mosquito Forceps 4” curved | Apiary Medical, Inc. San Diego, CA | gS 22.1670 | |
| Crile Retractor 4” double ended | Apiary Medical, Inc. | gS 34.1934 | |
| Other surgical instruments | Roboz Surgical Instrument Company, Inc., Gaithersburg, MD | ||
| Peripheral Intravenous (I.V.) Cannula, 24 G | BD | 381312 | |
| Ketamine HCl, 100 mg/ml, 10 ml | Ketaset- Patterson Vet | 07-803-6637 | |
| Xylazine (AnaSed), 20 mg/ml, 20 ml | Ketaset- Patterson Vet | 07-808-1947 | |
| Buprenex, 0.3 mg/1 ml (5 Ampules/Box) | Ketaset- Patterson Vet | 07-850-2280 | |
| Nair Baby Oil Hair Removal Lotion - 9 oz | Amazon/Walmart/CVS | N/A | |
| Inflation Device | Demax Medical | DID30 | |
| D300 3-way Stopcock | B.Braun Medical Inc. | 4599543 | |
| Artificial Tears Ointment | Rugby Laboratories, Duluth, GA | N/A |
References
- Landzberg, B. R., Frishman, W. H., Lerrick, K. Pathophysiology and pharmacological approaches for prevention of coronary artery restenosis following coronary artery balloon angioplasty and related procedures. Progress in Cardiovascular Diseases. 39, 361-398 (1997).
- Muller, D. W., Ellis, S. G., Topol, E. J. Experimental models of coronary artery restenosis. J. Am. Coll. Cardiol. 19, 418-432 (1992).
- Clowes, A. W., Reidy, M. A., Clowes, M. M. Kinetics of cellular proliferation after arterial injury. I. Smooth muscle growth in the absence of endothelium. Laboratory Investigation: A Journal of Technical Methods and Pathology. 49, 327-333 (1983).
- Clowes, A. W., Reidy, M. A., Clowes, M. M. Mechanisms of stenosis after arterial injury. Laboratory Investigation: A Journal of Technical Methods and Pathology. 49, 208-215 (1983).
- Clowes, A. W., Clowes, M. M. Kinetics of cellular proliferation after arterial injury. IV. Heparin inhibits rat smooth muscle mitogenesis and migration. Circulation Research. 58, 839-845 (1986).
- Li, G., Chen, S. J., Oparil, S., Chen, Y. F., Thompson, J. A. Direct in vivo evidence demonstrating neointimal migration of adventitial fibroblasts after balloon injury of rat carotid arteries. Circulation. 101, 1362-1365 (2000).
- Kiechl, S., Willeit, J. The natural course of atherosclerosis. Part II: vascular remodeling. Bruneck Study Group. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 19, 1491-1498 (1999).
- Yamamoto, S., et al. Derivation of rat embryonic stem cells and generation of protease-activated receptor-2 knockout rats. Transgenic Research. 21, 743-755 (2012).
- Intengan, H. D., Schiffrin, E. L. Vascular remodeling in hypertension: roles of apoptosis, inflammation, and fibrosis. Hypertension. 38, 581-587 (2001).
- Meng, H., et al. Complex hemodynamics at the apex of an arterial bifurcation induces vascular remodeling resembling cerebral aneurysm initiation. Stroke. 38, 1924-1931 (2007).
- Sun, C. K., Shao, P. L., Wang, C. J., Yip, H. K. Study of vascular injuries using endothelial denudation model and the therapeutic application of shock wave: a review. American Journal of Rranslational Research. 3, 259-268 (2011).
- Zhang, W., et al. Orai1-mediated I (CRAC) is essential for neointima formation after vascular injury. Circulation Research. 109, 534-542 (2011).
- Ollinger, R., et al. Bilirubin: a natural inhibitor of vascular smooth muscle cell proliferation. Circulation. 112, 1030-1039 (2005).
- Levitzki, A. PDGF receptor kinase inhibitors for the treatment of restenosis. Cardiovascular Research. 65, 581-586 (2005).
- Asahara, T., et al. Local delivery of vascular endothelial growth factor accelerates reendothelialization and attenuates intimal hyperplasia in balloon-injured rat carotid artery. Circulation. 91, 2793-2801 (1995).
- Lee, K. M., et al. Alpha-lipoic acid inhibits fractalkine expression and prevents neointimal hyperplasia after balloon injury in rat carotid artery. Atherosclerosis. 189, 106-114 (2006).
- Ji, R., et al. MicroRNA expression signature and antisense-mediated depletion reveal an essential role of MicroRNA in vascular neointimal lesion formation. Circulation Research. 100, 1579-1588 (2007).
- Merlet, E., et al. miR-424/322 regulates vascular smooth muscle cell phenotype and neointimal formation in the rat. Cardiovascular Research. 98, 458-468 (2013).
- Huang, J., Niu, X. L., Pippen, A. M., Annex, B. H., Kontos, C. D. Adenovirus-mediated intraarterial delivery of PTEN inhibits neointimal hyperplasia. Arteriosclerosis, Thrombosis, And Vascular Biology. 25, 354-358 (2005).
- Gonzalez-Cobos, J. C., et al. Store-independent Orai1/3 channels activated by intracrine leukotriene C4: role in neointimal hyperplasia. Circulation Research. 112, 1013-1025 (2013).
- Guzman, L. A., et al. Local intraluminal infusion of biodegradable polymeric nanoparticles. A novel approach for prolonged drug delivery after balloon angioplasty. Circulation. 94, 1441-1448 (1996).
- Lipke, E. A., West, J. L. Localized delivery of nitric oxide from hydrogels inhibits neointima formation in a rat carotid balloon injury model. Acta Biomaterialia. 1, 597-606 (2005).
- Osterrieder, W., et al. Role of angiotensin II in injury-induced neointima formation in rats. Hypertension. 18, II60-II64 (1991).
- Powell, J. S., et al. Inhibitors of angiotensin-converting enzyme prevent myointimal proliferation after vascular injury. Science. 245, 186-188 (1989).
- Does the new angiotensin converting enzyme inhibitor cilazapril prevent restenosis after percutaneous transluminal coronary angioplasty? Results of the MERCATOR study: a multicenter, randomized, double-blind placebo-controlled trial. Multicenter European Research Trial with Cilazapril after Angioplasty to Prevent Transluminal Coronary Obstruction and Restenosis (MERCATOR) Study Group. Circulation. 86, 100-110 (1992).
- Faxon, D. P. Effect of high dose angiotensin-converting enzyme inhibition on restenosis: final results of the MARCATOR Study, a multicenter, double-blind, placebo-controlled trial of cilazapril. The Multicenter American Research Trial With Cilazapril After Angioplasty to Prevent Transluminal Coronary Obstruction and Restenosis (MARCATOR) Study Group. J Am Coll Cardiol. 25, 362-369 (1995).
- Geurts, A. M., et al. Knockout rats via embryo microinjection of zinc-finger nucleases. Science. 325, 433 (2009).
- Tesson, L., et al. Knockout rats generated by embryo microinjection of TALENs. Nature Biotechnology. 29, 695-696 (2011).
- Li, D., et al. Heritable gene targeting in the mouse and rat using a CRISPR-Cas system. Nature Biotechnology. 31, 681-683 (2013).
- Potier, M., et al. Evidence for STIM1- and Orai1-dependent store-operated calcium influx through ICRAC in vascular smooth muscle cells: role in proliferation and migration. FASEB Journal : Official Publication Of The Federation Of American Societies For Experimental Biology. 23, 2425-2437 (2009).
- Aubart, F. C., et al. RNA interference targeting STIM1 suppresses vascular smooth muscle cell proliferation and neointima formation in the rat. Molecular Therapy. The Journal Of The American Society Of Gene Therapy. 17, 455-462 (2009).
- Berra-Romani, R., Mazzocco-Spezzia, A., Pulina, M. V., Golovina, V. A. Ca2+ handling is altered when arterial myocytes progress from a contractile to a proliferative phenotype in culture. American journal of physiology. Cell Physiology. 295, C779-C790 (2008).
- Bisaillon, J. M., et al. Essential role for STIM1/Orai1-mediated calcium influx in PDGF-induced smooth muscle migration. American journal of physiology. Cell Physiology. 298, C993-C1005 (2010).
- Tulis, D. A. Rat carotid artery balloon injury model. Methods In Molecular Medicine. 139, 1-30 (2007).
- Zhang, W., Trebak, M. Balloon Injury in Rats as a Model for Studying TRP Channel Contribution to Vascular Smooth Muscle Remodeling. T TRP Channels in Drug DiscoveryMethods in Pharmacology and Toxicology. Szallasi, A., Bíró, T. , Humana Press. 101-111 (2012).
- Tulis, D. A. Histological and morphometric analyses for rat carotid balloon injury model). Methods In Molecular Medicine. 139, 31-66 (2007).
- Advanced Sterilization Products. How to use Cidex OPA solution. , Available at: http://www.hopkinsmedicine.org/hse/forms/cidexopa/OPAHowToUse.pdf (2014).
