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JoVE Journal Developmental Biology
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Developmental Biology

Ableitung von Herzvorläuferzellen aus embryonalen Stammzellen

Published: January 12, 2015 doi: 10.3791/52047
Automatic Translation
1, 2, 1
1Cardiac Surgery, University of Michigan, 2Leon H Charney Division of Cardiology, New York University School of Medicine

ERRATUM NOTICE

Introduction

Herzkrankheit bleibt die führende Ursache in der heutigen Welt und die Todesraten haben in den vergangenen zwei Jahrzehnten (American Heart Association) nahezu unverändert geblieben. Es gibt einen dringenden Bedarf für die Entwicklung neuer therapeutischer Strategien effektiv verhindern oder rückgängig Herzinsuffizienz. Ein vielversprechender Ansatz ist zellbasierte Therapie nach der raschen Entwicklung von Stammzellen biology 1. In dieser Hinsicht könnte multi CPCs eine ausgezeichnete Zellquelle für die Therapie aufgrund ihrer Fähigkeit, sich zu vermehren, aber nur, um die Herzlinie Differenzierung gebunden werden. Daher effiziente und robuste Methode zur Erzeugung und Isolierung CPCs ist von großer Bedeutung für die Herzzelltherapie-Studien.

Dieses Protokoll konzentriert sich auf embryonale CPCs der frühen Embryogenese und wie ihre Generation von WSR identifiziert. Verschiedene CPCs wurden aus embryonalen und adulten Herzen isoliert worden, auch aus Knochenmark 2. Während der Embryonalentwicklung, Knochen morphogetische Proteine ​​(BMPs), flügellosen Typ MMTV Integrationsstelle Familienmitglieder (Wnts) und Nodal-Signale induzieren das Engagement der Mesp1 + multi Mesoderm 3. Mesp1 + Zellen in die embryonale CPCs 4 unterscheiden dann. Diese CPCs werden typischerweise durch HCN4 markiert, NK2 homeobox 5 (NKX2-5) Isl LIM homeobox 1 (Isl1), T-box 5 (Tbx5) und Myozyten-Enhancer Faktor 2C (Mef2c), bilden primären und zweiten Herzfelder, und während Kardiogenese 5-10 tragen zu der Hauptteile des Herzens. Sowohl NKX2-5 + und Isl1 + / + Mef2c CPCs Lage sind, in Kardiomyozyten differenzieren, glatte Muskelzellen (SMCs) und Endothelzellen 5-8. So sind diese CPCs werden die zu Herzgefäßsystem sowie Herzgewebe zu geben und sind eine ideale Zellquelle für zellbasierte Herztherapie. Folglich erzeugen CPCs in vitro war ein wichtiger Forschungsschwerpunkt in der Herz-Kreislauf-Studien. Seit WSR haben unbegrenzte Erweiterungsmöglichkeiten einnd stellen die ICM-Zellen im Blastozystenstadium, ist die Differenzierung von WSR in embryonale CPCs nach der Naturembryogenese als eine logische und effektiven Ansatz zur CPCs zu erhalten.

Eine weit angelegte Herangehensweise an CPCs von WSR erhalten, ist die Wirtschafts- und Sozialräte in EBs 11 aggregieren. Die Differenzierung Effizienz zu verbessern, sind definierte chemische und Wachstumsfaktoren auf Basis der Kenntnis der Herzentwicklung verwendet worden, 12-14. Es gibt jedoch keine definitive CPC Marker, insbesondere keine Zelloberflächenmarkern, die allgemein auf dem Gebiet akzeptiert. Um dieses Problem anzugehen, WSR sind so konstruiert, Isl1 + oder Mef2c + CPCs und ihre Derivate mit fluoreszierenden Reporter mit Cre / loxP-System markieren. Die cre-Rekombinase in unter der Kontrolle Isl1 / Mef2c Promotor / Enhancer geklopft. Das modifizierte fluoreszierende Protein RFP oder YFP-Gen von einem konstitutiven Promotor angetrieben wird durch Exzision flox Stoppcodon mit cre-Rekombinase aktiviert werden(ISL1: cre; pCAG-flox-AUS-flox-GFP oder RFP / Isl1-cre; Rosa26YFP / Mef2c-cre; Rosa26YFP) 5,6. Sobald die Wirtschafts- und Sozialräte in zweiten Herzfeldes CPCs unterschieden werden Isl1 / Mef2c Promotor / Enhancer angetrieben cre die fluoreszierenden Reportern zu aktivieren und CPCs können durch FACS-Aufreinigung angereichert werden. Kurz gesagt, wird EB Aggregationsmethode verwendet werden, um ESC Differenzierung einzuleiten. Differenzierung Effizienz zu verbessern, werden die differenzierten Zellen mit Ascorbinsäure (AA) und Wachstumsfaktoren wie Bmp4, Activin A und VEGF 13,15 behandelt. Dieses Protokoll ermöglicht robuste und effiziente CPC Differenzierung sowohl mit Maus und Mensch WSR.

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Protocol

1. Ableitung von embryonalen Maus-CPCs aus Maus WSR

  1. Bereiten embryonalen Maus-Fibroblasten (MEFs) Feeder-Schicht.
    1. Warm MEF Medium (10% FBS in DMEM) auf 37 ° C.
    2. Bereiten Gelatine beschichteten Platten.
      1. 1 ml der 0,1% Gelatine in Wasser in eine Vertiefung Platte mit 6 Vertiefungen oder 5 ml in eine 10 cm-Schale.
      2. Lassen Platten oder Gerichte bei 37 ° C oder bei Raumtemperatur für mindestens 30 min. Streben die Gelatine vor der Verwendung.
    3. Thaw bestrahlt MEFs schnell in einem 37 ° C Wasserbad, unter leichtem Schütteln.
    4. Übertragen die Zellen vorsichtig in ein 15 ml oder 50 ml konischen Röhrchen. 5 ml vorgewärmten MEF Medium. Schwenken Sie die Zellen langsam und Zentrifuge bei 200 xg für 5 min.
    5. Zellen in MEF Medium und zählen lebensfähigen Zellen. Verwenden Sie die folgenden Mengen von MEF Medium: 2 ml für Zellen pro Vertiefung einer 6-Well-Platte und 10 ml für Zellen aus einer 10 cm Schüssel.
    6. Platte Zellen in 6-Well-Platten oder 10 cm-Schalen bei 1-2x 10 6 pro Platte / Schale.
    7. Die MEF Platten / Geschirr bei 37 ° C, 5% CO 2 mindestens 24 Stunden vor der Verwendung.
      HINWEIS: Entsorgen Sie MEF Platten / Geschirr älter als eine Woche.
  2. Bereiten Maus WSR
    1. Kultur der Isl1-cre; Rosa26YFP / Mef2c-cre; Rosa26YFP Maus WSR auf MEFs bis 90% konfluent. Verwendung ES-Zellmedium bestehend aus 410 ml DMEM, 75 ml FBS, 0,1 mM MEM NEAA, 2 mM L-Glutamin, 0,1 mM Pyruvat, 100 U Pen / Strep und 0,1 mM β-Mercaptoethanol.
    2. Bereiten Gelatine beschichtete 6-Well-Platten, wie in 1.1.2 beschrieben.
    3. Absaugen Medium von Platten und spülen Zellen mit DPBS.
      1. Saugen Sie DPBS und fügen Sie 0,4 ml 0,25% Trypsin in einem gut 6-Well-Platte. Zellen bei 37 ° C, 5% CO 2 für 5 min. 1 ml vorgewärmten ES-Medium zu Trypsin Reaktion zu beenden.
    4. Ernten Sie die Zellen und Zentrifuge Zellen bei 200 xg und saugen Medium. Zellen in 1 ml ES-Zellmedium und zähle die Zellen. </ Li>
    5. Platte WSR auf Gelatine-beschichteten Platten bei einer Dichte von 3 x 10 4 / cm 2. Bei 37 ° C, 5% CO 2 für ca. 2 Tage bei WSR erreichen ca. 90% konfluent. Ändern Sie das Medium jeden Tag.
    6. Wenn WSR sind 90% konfluent, wiederholen Sie die Schritte 1.2.2-1.2.5 die MEF Feeder vollständig zu entfernen.
  3. Induzieren CPC Differenzierung von EB Bildung
    1. Bereiten Differenzierungsmedium wie folgt: 36 ml IMDM, 12 ml Ham-F12, 2 mM L-Glutamin, 0,34 ml BSA (7,5%), 0,25 ml N 2, 0,5 ml B27, 50 ug / ml AA und 0,45 mM 1-Thioglycerin.
    2. Absaugen Medium von Zellen, und spülen Sie mit DPBS. Saugen Sie DPBS und fügen Sie 0,4 ml 0,25% Trypsin in einem gut 6-Well-Platte. Bei 37 ° C für 5 min.
    3. 1 ml Differenzierungsmedium, um die Reaktion und die Pipette bis zu beenden und auf Zellclustern in einzelne Zellen zu verteilen.
    4. Centrifuge WSR bei 200 xg für 5 min und entsorgen Sie das Medium.
      1. Resuspendieren 1 x 10 6 </ Sup> WSR in 1 ml Differenzierungsmedium. Zählen Sie die Zellen, und die Kultur der Zellen in geringer Distanz Petrischale mit einer Konzentration von 1 x 10 5 Zellen / ml in Differenzierungsmedium bei 37 ° C für die ersten EB-Aggregation.
    5. Zwei Tage nach der EB Bildung, übertragen EVG vom Geschirr bis zu 50 ml Tuben. Spin bei 200 · g für 1 min. Entfernen Sie Medium und spülen EVG mit 10 ml DPBS ohne Ca 2+ und Mg 2+.
    6. Saugen Sie DPBS und 1 ml 0,25% Trypsin. Bei 37 ° C für 5 min. Hinzufügen 4,5 ml Differenzierungsmedium, um die Reaktion zu stoppen. Pipette auf und ab, um EBs in einzelne Zellen zu trennen.
    7. Zentrifugiere die Zellen bei 200 g für 5 min. Absaugen Medium resuspendieren Zellen in 1 ml Differenzierungsmedium.
    8. Zählen Sie die Zellen und verdünnte 2 x 10 6 Zellen in 1 x 10 5 Zellen / ml in Differenzierungsmedium. Hinzufügen VEGF, Bmp4 und Activin A zu dem Medium in einer Endkonzentration von 5 ng / ml, 0,8 ng / ml und 5 ng / ml. Culture Zellen in Petrischale für die zweite EB Bildung bei 37 ° C.
    9. 40 Stunden nach der zweiten EB Bildung, übertragen EVG auf 50-ml-Röhrchen. Spülen mit DPBS einmal dissoziieren EBs mit 1 ml 0,25% Trypsin bei 37 ° C für 5 min. Pipette auf und ab, um EBs in einzelne Zellen zu trennen.
    10. Die Zellen in Stempro-34 Medium mit 5 ng / ml VEGF, 10 ng / ml bFGF und 12,5 ng / ml FGF10. Platte der Zellen bei 2 × 10 5 / cm 2 in Gelatine-beschichteten Platten. Kultur in 37 ° C Inkubator für etwa 32 Stunden vor dem CPC Isolation.
  4. Isolieren mCPCs
    1. Absaugen Medium und spülen Sie mit DPBS. 0,5 ml 0,25% Trypsin zu Kulturplatten bei 37 ° C für 5 min. Hinzufügen 4,5 ml Differenzierungsmedium, um die Reaktion zu stoppen. Pipette auf und ab, um EBs in einzelne Zellen zu trennen. Sammeln Sie die Zellen durch Zentrifugieren und resuspendieren Zellen in 2% FBS / PBS für FACS-Reinigung.
    2. Führen undifferenzierten WSR am Sortierer als negative Kontrolle. Ändern Spannung nach vorne Scat einstellenter (FSC) und Seitwärtsstreuung (SSC), um die gewünschte Population auszuwählen. Verwenden Vorwärtsstreuung gegenüber Seitenstreuung und Vorwärtsstreuhöhe gegen die Breite, um Schmutz und Wams aus. In den ausgewählten Subpopulation, nach der Verteilung der ESC steuert, ziehe eine positive Gate-YFP auf Histogramm, um die Zellautofluoreszenz zu beseitigen. Sammeln YFP + CPCs aus YFP + Gating.
    3. Platte der gereinigten CPCs (YFP + Zellen) in 6-Well-Platten mit Differenzierungsmedium (1.3.1). Kultur weitere 3-5 Tage bei 37 ° C für die Differenzierung von CPC in Kardiomyozyten und SMCs.

2. Gewinnung menschlicher embryonaler CPCs von Menschen WSR

  1. Bereiten Feeders
    1. Bereiten embryonalen Maus-Fibroblasten (MEF) Nährschicht wie oben bei einer Dichte von 2 x 10 4 / cm 2 beschrieben ist.
  2. Pflegen menschlichen WSR
    1. Pflegen menschlichen ISL1: cre; pCAG-flox-AUS-flox-GFP oder RFP WSR routinemäßig auf MEF mit regulären hES Medium (Knockout DMEM / F-12 385 ml, Knockout SR 100 ml, 2 mM L-Glutamin, 0,1 mM NEAA, 0,1 mM β-Mercaptoethanol, 10 ng / ml basischen FGF). Vor der Herzdifferenzierung, übertragen menschliche WSR in Feeder-freien Zustand für mindestens 2 Passagen.
  3. Bereiten menschlichen WSR in Einzug freien Zustand
    1. Bereiten beschichteten Platten für den menschlichen WSR Kultur.
      1. Auftauen Matrigel bei 4 ° C über Nacht. Setzen Sie einen 50-ml-Röhrchen auf Eis und 30 ml kaltem DMEM / F12-Medium in den Schlauch.
      2. 1 ml Matrigel in das kalte Medium und gut mischen. 1 ml kaltem Matrigel-DMEM / 12-Medium in eine Vertiefung Platte mit 6 Vertiefungen oder 5 ml in eine 10 cm-Schale.
      3. Lassen Platten / Geschirr bei 4 ° C über Nacht oder bei Raumtemperatur für 2 Std. Absaugen Medium vor der Verwendung.
    2. Split menschlichen WSR auf die Teller: absaugen Medien aus MEF Platte und spülen menschlichen WSR mit DPBS. Dann 1 ml Dispase (1 mg / ml) in eine Vertiefung einer Platte mit 6 Vertiefungen. Inkubieren Zellen in 37 ° CInkubator, bis Ränder Kolonien beginnen zu lösen.
    3. Entfernen Dispase-Lösung. Spülen Sie mit DPBS zweimal, dann fügen Sie 2,5 ml / pro Vertiefung mTeSR Medium oder MEF-konditionierten Mediums auf die Platte.
    4. Kratzen Sie Zellen mit einem Zellschaber und sorgfältig pipettieren nach oben und unten, um die menschliche ESC Kolonien in kleine Klumpen zu brechen.
    5. Übertragen Sie die ESC-Klumpen und verdünnt 1: 3 in die beschichteten Platten.
    6. 2 ml / Vertiefung mTeSR Medium oder MEF-konditionierten Mediums und ändern Medium täglich.
    7. Kultur menschlichen WSR in mTeSR Medium oder MEF-konditionierten Mediums auf beschichteten Platten für mindestens 2 Passagen.
  4. Induzieren CPC Differenzierung von humanen WSR
    1. Wenn Zellen sind ~ 90% konfluent, saugen das Medium und spülen Sie mit DPBS. Inkubieren der HES in 0,5 mg / ml Dispase bei 37 ° C für 20 min.
    2. Spülen Sie die hES mit DPBS zweimal Entfernen Zellen aus Platten mit einer Zellheber, dann resuspendieren Zellschellen in Differenzierungsmedium (DMEM / F12 mit 18% FBS, 0,1 mM NEAA, 2 mML-Glutamin, 0,1 mM β-Mercaptoethanol und 50 ug / ml Ascorbinsäure).
    3. Übertragen Sie Zellen in 6-Well-Ultra-Low-Befestigungsplatten für EB-Bildung.
    4. Ändern Sie am nächsten Tag Differenzierungsmedium.
    5. Ersetzen Medium alle 3 Tage und pflegen EVG in Suspensionskultur.
  5. Isolieren HCPCS
    1. Sammeln EVG spätestens 9. Tag der Differenzierung der Menschen CPC Isolation.
    2. Absaugen Medium und spülen EVG mit DPBS zweimal. 0,5 ml 0,25% Trypsin in jede Vertiefung einer 6-Well-Kulturplatten bei 37 ° C für 5 min.
    3. Hinzufügen gleichen Volumen Differenzierungsmedium, um die Reaktion zu stoppen. Pipette auf und ab, um EBs in einzelne Zellen zu trennen. Sammle die Zellen durch Zentrifugieren bei 200 xg für 5 Minuten und resuspendiere Zellen in 2% FBS / DPBS. Filterzellen mit 40 um Zellsieb und FACS-gereinigten RFP + CPC Zellen, wie in 1.4.3 beschrieben.
    4. Platte nach HCPCS auf geltin beschichteten Platten. Kultur HCPCS in Differenzierungsmedium für 7-9 Tage in Kardiomyozyten und glatten Muskelzellen zu differenzieren. 7 Tage nach der Plattierung, die Kultur differenzierter Zellen mit 5% Knockout SR in DMEM / F12-Medium.

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Representative Results

Das Protokoll zeigt Ableitung CPCs aus mehreren ES-Zelllinien. WSR werden aggregiert, um EBs bilden in CPCs zu unterscheiden. WSR werden routinemäßig auf MEF Feeder (1A, F) gehalten und Zuführungen vor Differenzierung entfernt. Nach Aggregation der WSR in EBs in Differenzierungsmedium (1B, G), werden die zweiten geformten EVGs Bmp4 und Activin A behandelt, um das Mesoderm Differenzierung in Zelllinien der Maus (1C) zu verbessern. WSR in Herzlinie differenziert wie fluoreszierende Protein YFP / RFP (1D) identifiziert. CPCs wurden FACS-gereinigt (Figur 1H) und weiter kultiviert, um zu Kardiomyozyten und glatten Muskelzellen differenzieren. Die Färbung von cTnT und SM-MHC zeigte die Differenzierungsfähigkeit CPCs in Kardiomyozyten und glatten Muskelzellen (Abbildung 1 E, I, J). Typischerweise werden 80-90% CPCs aus der Maus ESC Differenzierung prot erhaltenocol und 0,5-5% CPCs aus dem menschlichen ESC Differenzierungsprotokoll erhalten.

Figur 1
Abbildung 1: Die Differenzierung der Wirtschafts- und Sozialräte in multi CPCs. (AE) Maus ESC Differenzierung. (A) Morphologie der Maus ESC in Feeder-Zellen. (B) Erste EB Bildung von Maus WSR. (C) Zweite EB Bildung in Differenzierungsmedium mit Wachstumsfaktoren. (D) CPCs äußern YFP. (E) Kardiomyozyten (cTnT +) von FACS-gereinigte CPC abgeleitet. (FJ) Differenzierung von humanen WSR. (F) Morphologie des menschlichen ESC gepflegt auf Feeder-Zellen. (G) EB Bildung von humanen ES-Zellen. (H) FACS-gereinigten des CPCs. (IJ) CPCs zu Kardiomyozyten (cTnT +) und glatte Muskelzellen differenziert (SM-MHC + Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieses Bild anzuzeigen.

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Materials

Name Company Catalog Number Comments
FBS Thermo scentific SH30070.03E
Knockout SR Life technology 10828028
Knockout DMEM Life technology 10829018
DMEM Life technology 11965118
NEAA Life technology 11140050
GlutaMAX Life technology 35050061
N2 Life technology 17502048
B27 Life technology 12587010
Ham’s F12 Life technology 11765062
IMDM Life technology 12440061
Pen/Strep Life technology 15140122
Pyruvate Life technology 11360070
Dispase Life technology 17105041
Stempro-34 Life technology 10639011
DMEM/F12 Life technology 11330032
BSA  Life technology 15260037
Trypsin  Life technology 25200056
Ascobic Acid  Sigma A5960
1-Thioglycerol Sigma M1753
2-Mercaptoethanol Sigma M3148
VEGF R&D 293-VE
Bmp4 R&D 314-BP
ActivinA R&D 338-AC
bFgf R&D 233-FB
Fgf10 R&D 345-FG
mTeSR Stemcell technologies 5850
Matrigel BD Biosciences 354277

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References

  1. Garbern, J. C., Lee, R. T. Cardiac stem cell therapy and the promise of heart regeneration. Cell Stem Cell. 12 (6), 689-698 (2013).
  2. Passier, R., van Laake, L. W., Mummery, C. L. Stem-cell-based therapy and lessons from the heart. Nature. 453 (7193), 322-329 (2008).
  3. Bondue, A., Blanpain, C. Mesp1: a key regulator of cardiovascular lineage commitment. Circulation Research. 107 (12), 1414-1427 (2010).
  4. Bondue, A., et al. Mesp1 acts as a master regulator of multipotent cardiovascular progenitor specification. Cell Stem Cell. 3 (1), 69-84 (2008).
  5. Bu, L., et al. Human ISL1 heart progenitors generate diverse multipotent cardiovascular cell lineages. Nature. 460 (7251), 113-117 (2009).
  6. Lei, I., Gao, X., Sham, M. H., Wang, Z. SWI/SNF protein component BAF250a regulates cardiac progenitor cell differentiation by modulating chromatin accessibility during second heart field development. The Journal of Biological Chemistry. 287 (29), 24255-24262 (2012).
  7. Lei, I., Liu, L., Sham, M. H., Wang, Z. SWI/SNF in cardiac progenitor cell differentiation. Journal of Cellular Biochemistry. 114 (11), 2437-2445 (2013).
  8. Wu, S. M., et al. Developmental origin of a bipotential myocardial and smooth muscle cell precursor in the mammalian heart. Cell. 127 (6), 1137-1150 (2006).
  9. Spater, D., et al. A HCN4+ cardiomyogenic progenitor derived from the first heart field and human pluripotent stem cells. Nature Cell Biology. 15 (9), 1098-1106 (2013).
  10. Verzi, M. P., McCulley, D. J., De Val, S., Dodou, E., Black, B. L. The right ventricle, outflow tract, and ventricular septum comprise a restricted expression domain within the secondary/anterior heart field. Developmental Biology. 287 (1), 134-145 (2005).
  11. Boheler, K. R., et al. Differentiation of pluripotent embryonic stem cells into cardiomyocytes. Circulation Research. 91 (3), 189-201 (2002).
  12. Wada, R., et al. Induction of human cardiomyocyte-like cells from fibroblasts by defined factors. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (31), 12667-12672 (2013).
  13. Kattman, S. J., et al. Stage-specific optimization of activin/nodal and BMP signaling promotes cardiac differentiation of mouse and human pluripotent stem cell lines. Cell Stem Cell. 8 (2), 228-240 (2011).
  14. Takahashi, T., et al. Ascorbic acid enhances differentiation of embryonic stem cells into cardiac myocytes. Circulation. 107 (14), 1912-1916 (2003).
  15. Wamstad, J. A., et al. Dynamic and coordinated epigenetic regulation of developmental transitions in the cardiac lineage. Cell. 151 (1), 206-220 (2012).
  16. Cong, L., et al. Multiplex genome engineering using CRISPR/Cas systems. Science. 339 (6121), 819-823 (2013).
  17. Ding, Q., et al. Enhanced efficiency of human pluripotent stem cell genome editing through replacing TALENs with CRISPRs. Cell Stem Cell. 12 (4), 393-394 (2013).
  18. Gaj, T., Gersbach, C. S. 3rd, Barbas, T. A. L. E. N. ZFN, TALEN, CRISPR/Cas-based methods for genome engineering. Trends in Biotechnology. 31 (7), 397-405 (2013).
  19. Joung, J. K., Sander, J. D. TALENs: a widely applicable technology for targeted genome editing. Nature Reviews. Molecular Cell Biology. 14 (1), 49-55 (2013).
  20. Yang, H., et al. One-step generation of mice carrying reporter and conditional alleles by CRISPR/Cas-mediated genome engineering. Cell. 154 (6), 1370-1379 (2013).
  21. Mali, P., et al. RNA-guided human genome engineering via Cas9. Science. 339 (6121), 823-826 (2013).
  22. Laflamme, M. A., et al. Cardiomyocytes derived from human embryonic stem cells in pro-survival factors enhance function of infarcted rat hearts. Nature. biotechnology. 25 (9), 1015-1024 (2007).
  23. Burridge, P. W., et al. A universal system for highly efficient cardiac differentiation of human induced pluripotent stem cells that eliminates interline variability. PloS One. 6 (4), e18293 (2011).
  24. Kouskoff, V., Lacaud, G., Schwantz, S., Fehling, H. J., Keller, G. Sequential development of hematopoietic and cardiac mesoderm during embryonic stem cell differentiation. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 102 (37), 13170-13175 (2005).
  25. Xu, X. Q., et al. Chemically defined medium supporting cardiomyocyte differentiation of human embryonic stem cells. Differentiation: Research in Biological Diversity. 76 (9), 958-970 (2008).
  26. Lian, X., et al. Robust cardiomyocyte differentiation from human pluripotent stem cells via temporal modulation of canonical Wnt signaling. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 109 (27), E1848-1857 (2012).
  27. Bizy, A., et al. Myosin light chain 2-based selection of human iPSC-derived early ventricular cardiac myocytes. Stem Cell Research. 11 (3), 1335-1347 (2013).

Tags

Entwicklungsbiologie embryonale Stammzellen embryonale Körper Herzvorläuferzellen Herzdifferenzierung FACS-Sortierung fluoreszierenden Reporter

Erratum

Formal Correction: Erratum: Derivation of Cardiac Progenitor Cells from Embryonic Stem Cells
Posted by JoVE Editors on 08/10/2016. Citeable Link.

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Lei Bu

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Lei, I. L., Bu, L., Wang, Z. Derivation of Cardiac Progenitor Cells from Embryonic Stem Cells. J. Vis. Exp. (95), e52047, doi:10.3791/52047 (2015).

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