Introduction
Virus entéricos humanos replican dentro del tracto gastrointestinal y se propagan a través de la vía fecal-oral. Estos virus se encuentran a menudo en las aguas residuales en altas concentraciones 1-3. Ellos pueden persistir en los efluentes de aguas residuales de 4,5 y en 6,7 superficie, suelo 10.8, y de consumo tratada 11 aguas. Cuando está presente, la concentración de virus en aguas ambientales en los EE.UU. normalmente es demasiado baja para la medición directa 12,13. Esto requiere que los virus se concentrarán a partir de grandes volúmenes de agua. Durante la colección de reglas de la Información (ICR) El monitoreo realizado por la Agencia de Protección Ambiental de Estados Unidos (USEPA) 14, las concentraciones de virus de muestras positivas en la fuente de agua de las grandes empresas de servicios públicos a nivel nacional a distancia ,009-19,7 número más probable de unidades infecciosas (MPN) / L. La concentración mediana y promedio de las muestras positivas fueron de 0,03 y 0,17 NMP / L para las fuentes de agua de los arroyos que fluyen, 0,01a 0,07 NMP / L para los de lagos y embalses, y 0,04-0,74 NMP / L para aquellos que utilizan las aguas subterráneas 11 (datos de la base de datos de acceso 18 meses ICR Aux1 de fecha 25/04/2000). Concentraciones de virus de muestras positivas de un estudio de las aguas subterráneas USEPA nacionales variaron desde 0,009 hasta 2,12 unidades infecciosas / L con la mediana y concentraciones medias de 0,13 y 0,29 unidades infecciosas / L 8. La concentración de virus en muestras de agua subterránea positivas fue mayor que las de corrientes de agua. La mayor parte de las instalaciones que utilizan agua subterránea en estos estudios obtienen agua de los acuíferos ubicados en las regiones cársticas. Estos, junto con los ubicados en la piedra caliza y cristalina (lecho rocoso fracturado) ajustes son propensos a tener concentraciones de virus más altos que en otros entornos 8,15,16. Métodos virus USEPA especifica los volúmenes de muestreo de 200 L (ICR) de 300 L (Método 1615) de las aguas superficiales y 1,000 L (ICR) para 1500 L (Método 1615) de las aguas subterráneas 17,18. Sin embargo, incluso con el uso degrandes volúmenes de muestra, la mayoría de las muestras de agua superficial y subterránea son negativos para el virus 8,11,19,20.
Los virus presentes en las aguas superficiales representan un potencial riesgo para la salud de los consumidores de agua potable. La superficie Regla de Tratamiento de Aguas requiere todas las plantas de tratamiento que utilizan aguas superficiales para reducir las concentraciones de virus en al menos 4-log. Incluso con una reducción de 4-log, las concentraciones de virus infecciosos en las fuentes de agua tan pequeña como 0,0044 NMP / L podrían conducir a una infección por día suponiendo dicha exposición y tratamiento de condiciones medias y los parámetros de respuesta a la dosis de rotavirus 11,21. El riesgo de virus en las aguas subterráneas sin tratar podría ser incluso mayor debido a la falta de tratamiento y la aparición viral. Borchardt y sus colegas estiman que hasta un 22% de la gastroenteritis aguda en los adultos y el 63% en niños menores de cinco años podría ser debido al virus en el agua potable en las comunidades utilizando las aguas subterráneas no tratadas 19.
USEPA Método 1615 fue desarrollado para detectar enterovirus y norovirus durante el ciclo tercero monitoreo de Seguimiento del Reglamento de Contaminantes No Regulados (UCMR3) 22 como un nacional de seguimiento a las conclusiones de Borchardt y colegas 19,23. El método USEPA fue diseñado principalmente para la medición de virus en sistemas que utilizan las aguas subterráneas no tratadas, pero fue escrito de manera más general para incluir otros tipos de matriz de agua. El nuevo método es un híbrido preservar muchos de los componentes del método de virus anterior utilizado durante el ICR 17, la adición de los procedimientos moleculares basa en el método de Borchardt et al. 19,23, y conjuntos de cebadores adicionales para norovirus 24. El propósito de este trabajo es describir el procedimiento de muestreo y los pasos necesarios para mantener la integridad de la muestra durante la recolección y envío. Una evaluación del método global se describe en Cashdollar et al. 25. Este protocolo cubre sencilla Collectio campon de las aguas superficiales y subterráneas, donde una bomba y prefiltro no son necesarios y donde no se requieren ajustes de pH o la presencia de un desinfectante en el agua a muestrear. Los requisitos de muestreo más complejos se describen en Fout et al. 17,18.
Protocol
1. Procedimientos preliminares
- Montar un aparato de filtro estándar como se muestra en la Figura 1 que consta de un módulo de entrada, un módulo de alojamiento de cartucho, y un módulo de descarga como se describe en Materiales suplementarios.
- Calibrar el flujo metros / totalizador con los caudales utilizados para el muestreo antes del primer uso. Compruebe la calibración después del primer uso y después de un mes de uso. Si la calibración de caudal ha cambiado después de que cualquiera de la primera utilización o después del primer mes de uso, determinar la frecuencia de los controles de calibración como se describe en Materiales Complementarios.
- Conecte un módulo de descarga a un módulo de admisión y luego conectar el módulo de admisión a un grifo. Ajuste el flujo metros / totalizador de leer el caudal. Abrir el grifo por completo y luego ajustar el caudal de 10 l / min con la válvula de globo de bronce. Una vez que la velocidad de flujo es estable a 10 L / min, restablecer el flujo metros / totalizador para leer el volumen total.
- Coloque el cabosuelte el módulo de descarga en un 4 L o mayor cilindro graduado y restablezca simultáneamente el totalizador a cero. Medir la lectura totalizador en la marca de 4-L y el tiempo requerido para alcanzar la marca de 4 L en el cilindro. Cambie el flujo metros / totalizador retrasando al caudal.
NOTA: Si el caudal había caído a menos de 9,95 L o aumentado a más de 10,05 L después de completar el paso 1.2.2, espere hasta que el caudal sea estable y repita el paso 1.2.2. Un medidor calibrado correctamente alcanzará la marca de 4 L en el cilindro graduado a 24 ± 1 seg con una lectura totalizador de 4,0 ± 0,04 L. - Si la lectura del totalizador es de menos de 3,96 o más de 4,04 L, calcular un factor de corrección necesaria para ajustar la diferencia observada. Por ejemplo, si el flujo metros / totalizador lee 3,9 L en la marca de 4 L en el cilindro graduado, el factor de corrección sería 1,026 (4 ÷ 3,9). Así, si el volumen deseado de una muestra de campo fueron 300 L, el volumen recogido según la reading en el flujo metros / totalizador debe ser de 300 ÷ 1.026 = 292,4 L.
- Esterilizar el aparato de filtro estándar y prepararlo para la recogida de muestras.
- Esterilizar los módulos de alojamiento de admisión y de cartucho con 0,525% de hipoclorito de sodio durante al menos 30 min antes de cada uso por inmersión, ya sea por completo los módulos en las soluciones o haciendo circular el hipoclorito de sodio, aunque los módulos usando una bomba. Enjuagar los módulos con dH 2 O estéril y luego eliminar el cloro en una solución que contiene 50 ml de 1 M de tiosulfato de sodio por litro de agua estéril de grado reactivo durante 5 min. Cubra el módulo de aparato de muestreo del filtro termina con papel de aluminio estéril.
- Añadir un filtro de cartucho de electropositivo al módulo de alojamiento de cartucho asépticamente.
NOTA: Tenga cuidado de asegurarse de que el filtro de cartucho está colocado correctamente en los alojamientos. Correctamente filtros sentados no se escapará y el filtro no se moverán dentro de la caja cuando se agita. Las juntas sobre aproperly filtro sentado tendrá hendiduras visibles que muestran que los contactos de filtro ellos. Las juntas siempre deben ser revisadas para hendiduras inmediatamente después del filtro se retira de la vivienda. - Graba un número de muestra única en una hoja de datos de muestra (ver Materiales Suplementarios para un ejemplo) y luego lleve o envíe el aparato de muestreo del filtro y la Muestra de Hoja de Datos de la persona que va a recoger la muestra de campo, junto con las instrucciones oportunas sobre la muestra colección (por ejemplo, volumen de la muestra, lugar de muestreo, etc.).
2. Preparación para la recogida de muestras en el Sitio de Muestreo
- Lávese las manos a su llegada al lugar de recogida y ponerse guantes quirúrgicos para reducir al mínimo la posibilidad de contaminación de la muestra. No recoger muestras si experimenta síntomas intestinales o respiratorias. Cambiar los guantes con frecuencia, y especialmente después de tocar los grifos de agua y otros artículos que pueden ser contaminado.
- Record muestra pertinente seguimiento de la información en una hoja de datos de la muestra. La información relevante incluye el sitio y la identificación de la muestra, el nombre del sampler, y modelos de equipos y números de serie.
- Abrir el grifo de agua durante 2-3 min para eliminar cualquier residuo que se ha instalado en la línea. Si es necesario, utilice una manguera o tubería para llegar a un drenaje durante este paso.
- Si se conectan los módulos de aparato de muestreo, desconectar y proteger los extremos abiertos del módulo de alojamiento del cartucho con papel de aluminio estéril. Conecte el módulo de descarga al módulo de admisión y luego conectar tanto al grifo de agua. Conectar una manguera de jardín en el extremo del módulo de descarga y colocar el extremo libre en el recipiente de polipropileno 1 L.
- Abra el grifo y pasar al menos 75 litros de agua a muestrear a través del aparato.
- Medir y registrar los parámetros de calidad del agua durante el período de color en el agua que fluye en el polipropileno resid recipiente de cloroUAL, pH, temperatura y turbidez.
- Después de apagar el agua en el grifo, desconecte el módulo de descarga del módulo de admisión y, a continuación, conecte el módulo de alojamiento del cartucho a la salida del módulo de admisión y el módulo de descarga a la salida del módulo de alojamiento del cartucho. Restablecer el totalizador lectura a cero.
3. El campo de recogida de muestras
- Registre la lectura inicial totalizador junto con la fecha y la hora y luego abrir lentamente el grifo de agua.
- Asegúrese de que la carcasa del cartucho está en una posición vertical y que llena completamente con agua. Algunas viviendas tienen un botón de ventilación que puede ser presionado para expulsar el aire de la vivienda durante el proceso de llenado.
- Abra completamente el grifo. Ajuste el caudal de 10 l / min con la válvula de globo de bronce y luego registrar el caudal inicial.
- Pase 300 L de agua superficial o 1500 a 1800 L de agua subterránea a través del aparato usandolas lecturas del totalizador (ajustado, si es necesario). Si los zuecos de filtro antes el volumen requerido se alcanza y más de la mitad del volumen se ha recogido, use un segundo módulo de la carcasa del filtro para recoger la muestra restante, si está disponible.
- Observar el caudal como el volumen de la muestra se acerca al final del período de muestreo y luego apagar el flujo de agua en el grifo de la muestra. Registre el tipo final flujo, fecha, hora del día, la lectura totalizador final, y el volumen total de la muestra.
- Desconecte el aparato de muestreo del filtro del grifo. Desconectar el módulo de alojamiento de cartucho de los otros módulos.
- Gire la caja (s) filtro boca abajo y deje que el exceso de agua salga hasta que no quede más agua se drene de los puertos de entrada y salida.
- Gire la caja en posición vertical y cubrir las conexiones rápidas en cada extremo con papel de aluminio estéril. Coloque la carcasa en una o más bolsas de plástico sellables.
- Escurrir el agua de la ingesta y dmódulos ischarge. Coloque los módulos en una o más bolsas de plástico herméticos.
4. Envío de muestras de campo
- Coloque los módulos de aparatos de muestreo del filtro en un almacenaje y transporte refrigerador aislado.
- Añadir bolsas de hielo congeladas o cubitos de hielo en doble bolsa para el almacenamiento y el transporte de más frío para asegurar que la muestra permanece entre 1-10 ° C durante el transporte. Dos grandes o 6-8 pequeñas bolsas de hielo deben ser suficientes.
- Colocar un dispositivo para registrar la temperatura en el almacenamiento aislado y el pecho de transporte en una ubicación sin contacto para bolsas de hielo o bolsas de hielo.
NOTA: El dispositivo de grabación de temperatura es opcional si el laboratorio de análisis se utiliza un termómetro de infrarrojos visual para medir la temperatura de la carcasa del cartucho inmediatamente a la llegada y la apertura del contenedor. - Rellene cualquier espacio vacío con el material de embalaje y luego colocar la hoja de datos de muestra, protegido en una bolsa de plástico con cierre, en top. Cierre el almacenamiento aislado y pecho transporte con cinta adhesiva para evitar cualquier fuga de agua.
- Transportar o enviar la muestra al laboratorio de análisis. Asegúrese de que la muestra llega al laboratorio de análisis a más tardar 24 horas después del inicio de la recogida de muestras de campo (es decir, el tiempo registrado en el paso 3.1).
Representative Results
La obstrucción del filtro es un problema potencial importante que se pueden encontrar con el Método de 1615. La obstrucción disminuye la velocidad de flujo de agua a través del filtro. En algunos casos esto se puede superar mediante la apertura de la válvula de globo para permitir un mayor flujo. En otros casos el filtro se vuelven completamente obstruido antes de que el volumen requerido ha pasado a través de él. La Tabla 1 muestra el porcentaje de muestras con volúmenes reducidos como una función del tipo de filtro, el tipo de agua, y la turbidez. La obstrucción se produjo con muestras tanto de aguas subterráneas y aguas superficiales, con el filtro basado en nanofibras-óxido de aluminio superando el filtro basado en amina cuaternaria de muestras de agua subterránea mientras que el revés fue el caso de las muestras de agua superficial. En general, el 6% de las muestras recogidas usando el filtro basado en amina cuaternaria tenían deficiencia de volumen mientras que el 10% de las muestras recogidas con los filtros basados en nanofibras-óxido de aluminio no cumplió con el volumen mínimo requerido especificado debido a la obstrucción. En génerosl, la obstrucción se incrementó con la turbidez, pero un número de diferentes componentes contribuyen a la turbidez y algunos de ellos no conducen a la obstrucción. Por ejemplo, el 43% de todos los eventos que se producen obstrucción durante el estudio ICR se limita a dos sistemas fluviales (datos no mostrados). Durante el ICR el volumen objetivo mínimo para las aguas superficiales fue de 200 L. El volumen promedio obtenida durante el estudio fue de 217 ± 32 L con un volumen promedio de 208 L (datos de la base de datos de acceso 18 meses ICR Aux1 fechadas 04/25/2000) . Por lo tanto, el volumen completo puede ser recogido de muchas aguas incluso con altas turbiedades.
El ICR requiere samplers utilizar un prefiltro cuando turbiedades eran más de 75 NTU, pero incluso con un prefiltro, el 34% de las muestras recogidas en aguas con turbidez más de 75 NTU obstruido. Método 1615 recomienda el uso de un prefiltro con aguas más de 50 NTU; Sin embargo, desde la publicación del Método 1615, varias opciones de prefiltro diferentes además de las enumeradas en el método han sidoprobado. Ninguno de estos resultado en una mejora significativa en el volumen de la muestra (datos no mostrados).
Figura 1. El aparato de filtro estándar. El aparato de filtro estándar consiste en la ingesta, la carcasa del filtro, y módulos de descarga (ver Materiales Suplementarios para una descripción de cada módulo). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
| Las muestras totales un | Número de muestras deficientes b | Porcentaje de muestras deficientes | Turbidez (NTU) |
| El agua subterránea utilizando NanoCeram Filtros c | |||
| 113 | 1 | 1 | <20 |
| Aguas Superficiales usando NanoCeram Filtros c | |||
| 83 | 12 | 14 | <20 d |
| 8 | 4 | 50 | 20 - <50 |
| 6 | 5 | 83 | ≥ 50 d |
| NanoCeram total c | |||
| 210 | 22 | 10 | ≥ 0 |
| El agua subterránea utilizando 1MDS Filtros c | |||
| 374 | 75 | 20 | <20 |
| 2693 | 27 | 1 e | <20 e |
| 505 | 36 | 7 f | 20 - <50 f |
| 122 | 19 | 16 e | 50 - <75 g |
| 175 | 60 | 34 e, f | ≥ 75 e, f, g |
| 1MDS totales c | |||
| 3869 | 217 | 6 | ≥ 0 |
Tabla 1. Capacidad de filtrar un Las muestras proceden de los siguientes estudios de los que se dispone de datos de volumen y de turbidez:. 1) estudio ICR de la USEPA (datos de la base de datos de acceso 18 meses ICR Aux1 fecha 4/25/2000), 2) el estudio de las aguas subterráneas USEPA 8, 3) USEPA Lawrence y Lowell, MA estudio (datos no publicados), 4) estudio USEPA río Mississippi (datos no publicados), 5) Estudio de planta de tratamiento de agua potable de la USEPA (datos no publicados), 6) el método USEPA 1615 estudio de evaluación 25, y 7) los tres primeros meses del monitoreo UCMR3 (datos no publicados). b Muestras donde se recolectó el filtro obstruido antes de que el volumen mínimo de agua que se especifica para cada estudio. Esto fue de 200 L para las aguas superficiales y 1500 L para las aguas subterráneas, pero fue de 200 L para las fuentes de agua que estaban las aguas subterráneas en la USEPA ICR y 1893 L para el estudio de las aguas subterráneas de la USEPA. C La capacidad de recoger el mínimo completo volumen especificado es significativamente diferente para Las muestras recogidas usando NanoCeram y filtros 1MDS (P = 0,002) y entre las aguas superficiales y subterráneas tanto en general (P <0,001) y para cada tipo de filtro (P <0,001) mediante la prueba de Mann-Whitney suma de rangos. d & #8211; g grupos con el mismo valor de superíndice son significativamente diferentes (P <0.05) de acuerdo con la prueba de Kruskal-Wallis Un análisis de la varianza en la prueba de Rangos y por parejas procedimiento de comparación múltiple de Dunn. Para todas las pruebas estadísticas la variable dependiente es el volumen que pasa a través del filtro como una fracción del volumen mínimo especificado, pero con un valor máximo de 1,0.
Discussion
Diferentes tipos de filtros para concentrar los virus de las aguas ambientales se han utilizado durante los años 26. Los métodos actuales emplean ultrafiltros 27, filtros electronegativos 13,28,29, filtros de lana de vidrio 23 y filtros electropositivos 30. Electronegativos filtros fueron ampliamente utilizados durante muchos años, pero un requisito para la adición de sal y el ajuste del pH del agua en el campo antes de o durante el muestreo limita su utilidad 13. La opción más práctica filtro para muestreo de campo son los filtros electropositivos. Estos filtros permiten el muestreo de grandes volúmenes de agua a altas velocidades de flujo y sin ningún tipo de acondicionamiento de agua. Filtros de lana de vidrio son la opción menos costosa, pero tienen tasas de flujo más lento que los filtros electropositivos y no están disponibles comercialmente. Ultrafiltros proporcionan las recuperaciones de virus más altos sobre una gran variedad de la calidad del agua, pero el equipo necesarios para sampling no es fácilmente portátil de campo y el tiempo requerido para recoger muestras es mucho más largo 27. Métodos se han desarrollado recientemente que el uso preacondicionado filtros electronegativos para evitar la necesidad de ajuste en el campo, pero éstos pueden no ser aplicables para la recogida de grandes volúmenes de muestra 28,29.
Método EPA 1615 utiliza filtros de cartucho electropositivos que obtienen su carga positiva ya sea de nanofibras de óxido de aluminio o aminas cuaternarias. Las ventajas de la primera sobre la segunda es que es menos costoso y recoge eficientemente virus de las aguas a través de una gama más amplia de valores de pH natural 30,31; sin embargo, cada cartucho, así como los filtros de lana de vidrio utilizados por Borchardt y sus colegas dan las recuperaciones similares de enterovirus y norovirus de agua (23,31,32 Cashdollar, datos no publicados). Los filtros de cartucho se colocan en un aparato de muestreo simple que está diseñado para simplificar la toma de muestrasy reducir la contaminación durante el muestreo.
Los métodos estándar tienen un valor incalculable cuando se llevan a cabo grandes estudios utilizando múltiples laboratorios analíticos. Método EPA 1615 proporciona procedimientos y orientaciones para minimizar los dos principales problemas de recogida de muestras que pueden afectar a los datos recogidos durante estos estándares estudios falsos resultados positivos que se derivan de la contaminación durante la recogida de muestras o de componentes del aparato inadecuadamente desinfectados, y la obstrucción de los poros del filtro por componentes en el agua que se muestrea.
Al igual que los virus entéricos pueden propagarse de persona a persona debido a la falta de higiene, los virus pueden ser introducidos en las muestras de las manos o las manos mal lavadas con guantes contaminados 33. Es esencial que los samplers entienden las rutas potenciales de contaminación y el uso de una técnica aséptica durante el muestreo. Samplers deben entender que los guantes se usan principalmente para proteger la toma de muestras de la exposición y no proteja el aparato de la contaminación. Las manos deben lavarse antes hay que tener el inicio de muestreo y la atención durante la colocación de los guantes para evitar la mano de guante contaminación. Samplers con gastroenteritis o síntomas respiratorios no deben recoger muestras, como podrían ser el derramamiento de enterovirus o norovirus en niveles altos.
En segundo lugar, se debe tener cuidado para evitar el arrastre de virus a partir de muestreos anteriores. Para minimizar esta fuente potencial de contaminación, el aparato de toma de muestras en el Método 1615 se modificó de la de la ICR al no incluir un regulador de presión y el medidor de presión entre la entrada y el módulo de alojamiento de cartucho. Estos componentes fueron retirados debido a las presiones observadas durante los eventos de muestreo fueron siempre por debajo de la máxima calificación de vivienda (por ejemplo, 125 psi para los contenedores de cartuchos de 5 pulgadas) y porque eran difíciles de desinfectar. Este último problema se demostró mediante el uso de equipos de controles en blanco en studies posterior a la ICR 6,20. El grado en que se ve afectada la ICR de datos es desconocida, pero probablemente pequeña; sólo había dos falsas muestras de evaluación del desempeño negativo positivo durante el estudio (datos no mostrados). Para reducir aún más la posibilidad de contaminación de arrastre, también se recomienda reemplazar los tubos módulo de entrada después de cada evento de muestreo. Es especialmente importante para asegurar una desinfección adecuada si el aparato se utiliza para un control de calidad o rendimiento que se sembró con virus. Antes de realizar la desinfección, la concentración de cloro libre debe medirse por cualquier pérdida durante el almacenamiento. Además de los cambios en la configuración del aparato descrito anteriormente, es esencial que blancos de equipo regulares pueden ejecutar para demostrar que la desinfección es eficaz. Método 1.615 mandatos que blancos de equipo se realizan utilizando aparatos que hayan sido desinfectados después de ser utilizado para el control de virus cabeza de serie, lo que simplificael procedimiento mediante la eliminación de la necesidad de pasar una solución de virus sin semillas a través del aparato antes de la desinfección. La concentración de desinfectante se aumentó a 0,525% de hipoclorito para el Método 1615, ya que se requiere esta concentración tanto para inactivar cualquier virus viables en el equipo y degradar los ácidos nucleicos. Por lo tanto, blancos de equipo deben ser analizados utilizando tanto el cultivo de células y ensayos de qPCR.
Ambos tipos de filtros electropositivos estaban sujetos a la obstrucción durante los estudios reportados en la Tabla 1. Un número desconocido de muestras con volúmenes reducidos puede haber sido debido a errores de muestreo, tales como una mala interpretación del totalizador o una parada antes intencional de muestreo para conocer a otro plazo, especialmente para aguas con lecturas de turbidez de menos de 20 NTU. El grado de obstrucción depende tanto los parámetros de tipo de filtro y de calidad del agua. Prefiltros proporcionan alguna medida de mejora, pero si se utiliza, deben ser procesados y analizadospor separado del filtro de electropositivo. La recomendación actual para el UCMR3 es que la muestra se recogerá sin prefiltros utilizando filtros basados en nanofibras de óxido de aluminio de dos si por lo menos la mitad del volumen se pueden recoger mediante el primer filtro.
Acknowledgments
Los autores agradecen a numeroso personal de la EPA cuyas contribuciones hicieron el seguimiento realizado durante el ICR y UCMR3 posible, los siguientes investigadores principales de otros estudios de la EPA reportados: Daniel Dahling, Alfred Dufour, Andrey Egorov, Susan Glassmeyer, Asja Korajkic, Richard Lieberman, Robert Safferman, y Tim Wade; y Shannon Griffin y Michael Ware por su revisión crítica de este manuscrito. Los autores agradecen a los trabajos de agua Indian Hill para el uso de una de sus casas de la bomba para demostrar la recogida de muestras. Aunque este trabajo fue revisado por la USEPA y aprobado para su publicación, es posible que no reflejan necesariamente la política oficial Agencia. La mención de nombres comerciales o productos comerciales no constituye un endoso o recomendación para su uso.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1-L polypropylene bottle | Nalgene | 2104-0032 | |
| Aluminum foil squares | Cole-Parmer | 06275-40 | |
| Autoclave | Steris | Amsco Lab Series | |
| Bubble wrap | U.S. Plastics | 50776 | |
| Closable bag | Uline | S-12283 | |
| Closable bag | Fisher Scientific | S31798C | |
| Commercial ice packs | Cole-Parmer | 06345-20 | |
| Cool safe box | Diversified Biotech | CSF-BOX | |
| Gauze sponge | Fisher Scientific | 22-415-469 | |
| Graduated cylinder | Cole-Parmer | 06135-90 | 4-L or larger |
| Hype Wipe | Fisher Scientific | 14-412-56 | |
| iButtons temperature data logger | Maxim | DS1921G | |
| Insulated storage and transport chest | Fisher Scientific | 11-676-12 | |
| Packing tape | U.S. Plastics | 50083 | |
| Portable chlorine colorimeter II test kit | Hach | 5870062 | |
| Portable pH and temperature probe | Omega | PHH-830 | |
| Portable turbidity meter | Omega | TRB-2020-E | |
| PTFE thread tape | Cole-Parmer | 08270-34 | Use on all threaded connections |
| Pump, Centrifugal Magnetic Drive | Cole-Parmer | 72010-20 | |
| Reduction nipple | Cole-Parmer | 06349-87 | |
| Sodium hypochlorite (NaClO) | Use locally available household bleach | ||
| Sodium thiosulfate (Na2S2O3) | Sigma Aldrich | 217247 | |
| Surgical gloves | Fisher Scientific | 19-058-800 | |
| Waterproof marker | Fisher Scientific | 22-290546 | |
| Media | Composition | ||
| 0.525% sodium hypochlorite (NaClO) | Prepare a 0.525% NaClO solution by diluting household bleach 1:10 in dH2O. Store 0.525% NaClO solutions for up to 1 week at room temperature. | |
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1 M sodium thiosulfate (Na2S2O3) pentahydrate | Prepare a 1 M solution by dissolving 248.2 g of Na2S2O3 in 1 L of dH2O. Store sodium thiosulfate for up to 6 months at room temperature. |
References
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