Abstract
Her demonstrerer vi disseksjon av kreps abdominal nerve ledningen. Preparatet består av de to siste thorax ganglia (T4, T5) og kjeden av mage ganglia (A1 til A6). Denne kjeden av ganglia omfatter den delen av sentralnervesystemet (CNS) som driver koordinert bevegelse av de pleopods (swimmerets): den swimmeret systemet. Det er kjent i over fem tiår som i kreps hver swimmeret er drevet av sin egen uavhengige mønster generere kernel som genererer rytmisk vekslende aktivitet 1-3. De motoriske nerveceller innervating muskulaturen hver swimmeret omfatter to anatomisk og funksjonelt atskilte populasjoner 4. Den ene er ansvarlig for tilbaketrekking (strøm slag, PS) av swimmeret. Den andre driver protraction (returslag, RS) av swimmeret. Motoriske nevroner i swimmeret systemet er i stand til å produsere spontant en fiktiv motor mønster, som er identisk med mønsteret registreres in vivo 1.
Målet med denne rapporten er å presentere en interessant og praktisk modellsystem for å studere rytmegenererende nettverk og samordning av uavhengige kretser for studentenes praktiske laboratoriekurs. Protokollen leveres inkluderer steg-for-trinn-instruksjoner for disseksjon av kreps mage nerve ledningen, låsing av isolert kjede av ganglier, desheathing ganglia og registrere swimmerets fiktiv motor mønster ekstracellulært fra den isolerte nervesystemet.
I tillegg kan vi overvåke aktiviteten til swimmeret nevroner registrert intracellulært fra dendritter. Her også vi kort beskrive disse teknikkene og gi noen eksempler. Videre kan morfologi swimmeret neuroner bli vurdert ved anvendelse av forskjellige fargingsteknikker. Her gir vi eksempler på intracellulær (etter iontoforese) dye fylt nevroner og backfills av bassenger av swimmeret motoriske nerveceller. I vår labvi bruker dette preparatet for å undersøke grunnleggende funksjoner av fiktiv bevegelse, effekten av sensorisk tilbakemelding på aktivitet i CNS, og koordinering mellom mikrokretser på et cellulært nivå.
Introduction
De swimmerets av kreps tjene en funksjon i holdning kontroll og slo rytmisk når dyrene svømme fremover, lufte hulene sine eller kvinner lufte sine egg 5, 6. De swimmerets av signalkreps, Pacifastacus leniusculus, opptrer i par fra andre til femte abdominal segment, med en lem på hver side av abdomen 7. Sentralnerve-systemet produserer i seg selv den rytmiske patter motor som driver swimmeret bevegelse i intakte dyr, så vel som i isolerte nerve ledningen preparat. Når det ikke er sensorisk feedback eller synkende innspill til stede den rytmiske motor mønster produsert kalles fiktiv locomotion 1, 2. I swimmeret system denne motoren mønsteret ikke avviker i noen parameter fra aktiviteten til swimmerets målt i den intakte dyr.
Bevegelsen av hver swimmeret blir drevet av en mikrokrets som er plassert i og begrenset til en corresponding hemiganglion 1 -. 3 I hvert mikrokrets det er et mønster generere kjerne som består av fem identifiserte ikke spiking interneuroner. De kan være funksjonelt karakteriseres som enten Inhibitor of Power Stroke (IPS) eller hemmer av Return Stroke (IRS) 8. Disse IPS og IRS interneuroner er ikke endogene oscillatorer, snarere deres vekslende aktivitet er drevet av gjensidig hemming 9. Fordi disse interneuroner hemme swimmeret motoriske nerveceller direkte, er det vekslende PS-RS bevegelse generert 10. Bevegelse vil imidlertid ikke bare krever genereringen av aktivitet, men også samordning av de forskjellige uavhengige mikrokretser. I swimmeret systemet slik samordning blir etablert av det koordinerende mikrokretsen som sikrer at lemmene er aktive ved riktig tidspunkt. Denne mikrokrets bygget av tre identifiserte nevroner i hvert segment 11-15.
Denne protokollen gir for the første gang en trinn-for-trinn-disseksjon guide for å isolere kjede av ganglia (T4 til A6, figur 1). Vi viser hvordan du fester den isolerte abdominal nerve ledningen og desheathe hver ganglion. I dette isolert nervesystemet forberedelse, nervecellene ansvarlig for swimmeret bevegelse er klare for bruk i elektrofysiologiske og morfologiske eksperimenter. Den andre delen av denne protokollen viser hovedtrekkene i den swimmeret motor mønster. Dette inkluderer en steg-for-steg guide til ekstracellulært rekord aktiviteten til swimmeret motoriske nerveceller. Aksoner av RS motor nevroner projisere gjennom fremre grenen av nerve N1, mens aksoner av PS motor nevroner projisere gjennom bakre gren av samme nerve (figur 1) 4. Derfor deres aktivitet kan registreres fra disse grenene med differensialpinne elektroder.
Figur 1: Isolert nervesystemet fra thorax ganglion 4 (T4) for å mage ganglion 6 (A6), og et skjematisk diagram av det T4:. Thorax ganglion 4; T5: thorax ganglion 5; A1, A2 ... A6 abdominal ganglion 1, mage ganglion 2 ... mage ganglion 6; N1: nerve N1; N2: nerve N2; N3: nerve N3; PS: power-takter; RS: retur-takter. Retnings forkortelser: A = anterior; P = posterior.
Dette disseksjon prosedyren og elektroteknikk demonstrert er praktisk for lavere grads studenter, og kan utfylle student praktiske kurs i fysiologi. Den isolerte kjede av ganglia er blitt benyttet i en rekke eksperimenter for å studere nervesystemet funksjon, koordinering, eller modulering av swimmeret mikrokretser 6 samt neuronal kontroll av adaptiv oppførsel i bevegelse 16, 17. Kreps swimmeret system tilveiebringer således en enorm mengde interessant undervisning eller tregner muligheter som alle begynner med disseksjon av ventral nerve ledningen av kreps og ekstracellulære opptak av det fiktive motor mønster.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Dette disseksjon prosedyren er i samsvar med europeiske fellesskap Rådsdirektiv av 22. september 2010 (2010/63 / EU).
1. Forberedelse
- Skaff kreps, Pacifastacus leniusculus (Dana), av begge kjønn ≥8 cm i størrelse. Sikre at dyrene er vital og magen og mage lemmer er intakt.
- Vær nøye med å inspisere ryggskjoldet, og at dette skjellaget er hard og stiv. Pre- og postmolt dyr har en myk ryggskjoldet og er ikke egnet for eksperimenter fordi under molting prosessen mange parametere endres (f.eks reduksjon i muskelaktivitet).
- Samle alle verktøy og materialer som brukes under disseksjon, låsing og desheathing av nerve ledningen vist i figur 2 og oppført i kosttilskudd som tilbys.
(1) stor bøtte fylt med is; (2) kreps saltvann; (3) saltdispenser; (4) disseksjon mikroskop; (5) disseksjon rett; (6) sterke saks; (7) tang (8) våren saks; (9) petriskål foret med klar Sylgard; (10) festepinnene; (11) kalde lampekilde. 2. Brutto Dissection 3. Fin Dissection 4. Feste den Nerve Cord inn i petriskål MERK: Bruk små pinner kuttet fra rustfritt stål wire (se bilag) for å feste den nerve ledningen. Berøre den nerven slutter med pinsett og gjør ikke squeeze de connectives eller ganglia. 5. Desheathing ganglia 6. Ekstracellulær Recordings fra motor nevroner
Figur 2:
MERK: Følgende trinn (02.12 til 04.08) inneholder retnings instrukser som gjelder for høyrehendte forskere. I de følgende trinnene (02.12 til 06.08) er det viktig å erstatte kreps saltvann i jevne mellomrom, hver 20-30 min med kaldt saltvann, for å holde nervesystemet sunt.
MERK: thorax ganglia og tilhørende nerver er delvis dekket av beinet muskulaturen og cephalothoracic sterna. Den cephalothoracic sterna danner et skjelett som skiller de sideveis beliggende hulrom av gangbein fra hverandre og fra den midtre hulrom i hvilket den ventrale nerveledningen befinner seg.
MERK: nerve ledningen vil bli skadet i prosessen så unngå å plukke opp nerve ledningen flere ganger.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Med samtidige ekstracellulære opptak fra RS og PS, motoriske nerveceller av en ganglion, vekslende aktiviteten til disse motor nevroner bassenger, kan overvåkes (Figur 18), som representerer det fiktive locomotion mønster.
Figur 18: Skjematisk av en ganglion og plassering av differensial pin elektrode Ekstracellulær opptak av RS motor nevroner (øvre spor) og PS motor nevroner (lavere trace)..
Den ekstracellulære PS aktiviteten til ipsilaterale PS 2 til PS fem motoriske nevroner hever interessante aspekter av intersegmental koordinering i swimmeret system (figur 19A).
Først aktiviteten starter alltid med en PS briste i A5 (figur 19A, 4. spor) og eksitasjon bølgen forplanter seg i fremre retning (<strong> Figur 19A, grønn linje). For det andre perioden (som er den tid måles fra begynnelsen av en burst til utbruddet av det neste burst) i hvert segment er konstant (figur 19A, cyan pil). Dette er sant, så lenge informasjonsflyten fra en ganglion til neste er intakt og de eksperimentelle forholdene ikke endres.
I ulike preparater eller ved ulike eksperimentelle forhold periodene og brast varighet kan variere betydelig: fra perioder på 0,25 til 1 sek. For å kunne sammenligne disse parametrene mellom ulike preparater, de trenger å bli normalisert og grafisk i en fase histogram (Figur 19B). Dette viser den tredje interessant aspekt av motoren mønster: en faseforsinkelse mellom segmentene, er intersegmental forsinkelse, forblir konstant og uavhengig av frekvensen av den rytme.
For å beregne en fase histogram, følgende målinger og beregninger er nøssary:
Først har en referanse spor å bli valgt. Vanligvis vi bruke PS spor av den mest posterior ganglion (f.eks PS 5) som en referanse (som tid 0) for en fase histogram av swimmeret rytme registrert over flere segmenter (Figur 19A) .Deretter, måle perioden (i ms ) av rytmen fra begynnelsen av en PS-5 burst (tid 0, Figur 19A, oransje stiplet linje) til begynnelsen av den neste PS 5 burst (figur 19A, cyan pil) .Within denne syklusen, måle ventetider (i ms ) mellom starten av PS 5 burst (tid 0) og starten (burst utbruddet, Figur 19A og B, oransje piler) og enden (offset figur 19A og B, fiolette piler) av PS sprenges i hver av de andre ganglia . Derfor for å beregne fase utbruddet og forskyvningen for hver sprekke ventetider er delt av den samtidige perioden. Disse målingene vil resultere i numerisk values mellom 0 og 1. Endelig plotte disse verdiene i en fase histogram som vist i figur 19B.
Den resulterende fase histogram (Figur 19B) inneholder informasjon om driftssyklus på PS sprakk i hvert segment. Og intersegmental faseforskyvning på ~ 0,25 mellom nabosegmenter er godt synlig.
Figur 19: (A) Skjematisk fremstilling av elektrodeplassering og ekstracellulære opptak av ipsilateral PS 5 til PS 2. (B) Målinger og beregninger som trengs for fase histogram. Fase histogram beregnet fra ti påfølgende skurer (n = 10) viser intersegmental faseforsinkelse på ~ 0,25.
For mer avanserte forskere, kan intracellulære innspillinger med skarpe microelectrodes fra dendritter av motoriske nerveceller være nyttig. Membranpotensialerav individuelle intracellulært innspilte PS motoriske nerveceller viser i-fase svingninger med ekstracellulært registrert aktivitet av alle PS motoriske nerveceller i samme hemiganglion (Figur 20, grå paneler). Alternativt kan RS motoriske nerveceller eller interneuroner bli registrert intracellulært på samme måte (data ikke vist).
Figur 20:. Skjematisk av elektrodeplasseringen Membranen potensialet i ett intracellulært registrert PS motor nevron (øvre spor) svinger i fase (grå paneler) med ekstracellulært registrert PS aktivitet (nedre spor).
For identifikasjon av intracellulært innspilte nevroner (interneuroner eller motoriske nevroner), kan cellene være fargestoff fylt bruker skarpe mikroelektroder og iontoforese (se diskusjon). I Figur 21, to intracellulært fargestoff fylt PS motor nevroner vises. Deres ventral somataer plassert posterior til bunnen av nerven N1. De primære neurite prosjekter anteriort (Figur 21B-2) og grener innenfor Lateral Neuropil (figur 21A og B-3); axon prosjekter gjennom bakre gren av nerve N1 til swimmeret muskulatur (Figur 21B-4).
Figur 21: (A) Skjematisk av en abdominal ganglion (B) To intracellulært farget PS motoriske nerveceller.. (1) somata; (2) primære neurites; (3) dendrittisk forgrening i side neuropil; (4) axoner prosjektet gjennom den bakre gren av nerve N1; Bar = 100 mikrometer.
For mindre avanserte forskere, eller de som ønsker å studere morfologi av mage ganglion, backfills fra PS og RS motoriske nervecellen bassenger via nerve N1, er en interessant øvelse. I figur 22, RS og PS motoriske nerveceller i ett hemiganglion ble farget med Co 2+ (RS) og Ni 2 + ioner (PS), henholdsvis. Somata av PS motoriske neuroner er plassert posterior til bunnen av nerve N1 (figur 22-1). Alle somata av RS motoriske neuroner er lokalisert anteriort til bunnen av nerven N1 (figur 22-2).
Figur 22: Backfills fra anterior (oransje, Co 2+) og bakre (blå, Ni 2+) gren av nerve N1 (1) somata av PS motoriske nerveceller;. (2) somata av RS motoriske nerveceller. Bar = 100 mikrometer.
Figur 3: Fjerning klørne (1) og uropods (2). Røde linjer (1) og (2) viser posisjonene til kutt. Bar = 5 cm.
Figur 4:. (A) Dyret er festet ventral side opp og fikset på Telson (B) Kreps er tappet for blod gjennom klo åpning med kaldt saltvann. Barer = 5 cm.
Figur 5: (A) halshugging, og (B) fjerning av gangbein. Røde linjer viser posisjonene til kutt. Streker = 1 cm.
Figur 6: (A, B, C og D) fjerning av det fremre og laterale deler av cephalothorax. E. Åpning av buken langs den laterale side.Røde linjer (1), (2), (4) og (5) indikerer posisjoner av kutt. (3) Fordøyelseskjertelen. Røde pilene peker til den allerede åpnet bukhulen. Streker = 1 cm.
Figur 7: (A) Prøven blir fanget på en åpning av gangbein (røde piler) (B) Den dorsale muskel trådene (1) er transektert mens prøven er åpnet.. Hvite pilen viser den retning i hvilken den sternum platen er trukket. (C) Oversikt over bukhulen med brystbenet arterie (2) og nerveledning (3).
Figur 8: Tverrgående visning av kreps magen med fast ryggmuskel tråder (1) og sternal arterie (2); Røde linjer (3) og (4) viser posisjonene til kutt. Barer= 5 mm.
Figur 9: Dorsal og ventrale deler av buken er adskilt fra hverandre (1) Red linje angir stillingen av kuttet.. Sternal plate (2) med ventral nerve ledningen; dorsal del av abdomen (3).
Figur 10:.. (A) Posisjoner av pinsett for å fjerne den fremre cephalothoracic sterna (B) Røde linjer (1) og (2) indikerer hvor du skal kutte musklene mellom de resterende cephalothoracic sterna (C) De thorax nerver er transektert på de røde linjer (3) for å isolere den torakale ganglia fra det omgivende vev. Rød linje (4) viser kutt mellom T3 og T4. Barer = 5 mm.
Figur 11: (A og B) Utsikt over sternum plate på A2. Nerven N1 er isolert fra vev med et snitt langs den bakre sternum cuticular infolding (1) og anterior til begge sternal cuticular infoldings (B-2). (C) Høyere forstørrelse av området rundt A2, med det isolerte nerve N1. ( D) Isolasjon av nerve N1 på motsatt side med tilsvarende kutt. Røde linjer (2) og (3) indikerer posisjoner av kutt; (1) anterior og posterior sternale cuticular infoldings; Barer = 5 mm.
Figur 12: (A og B) A6 er isolert fra vevet, og nerven ledningen kan løftes på nervene A6 (C). (D) Isolert nerve ledningen er overført til en petriskål foret med klar Sylgard og fylt med saltvann. Røde linjer viser posisjonene til kutt. Barer = 5 mm.
Figur 13: Lateral visning av en ganglion Identifikasjon av dorsal og ventral side (svart linje) av nerveledningen.. Bar = 5 mm
Figur 14: Den fremre gren av den nerven N1 er skilt fra den bakre gren Bar = 5 mm..
Figur 15: Veiledning for desheathing av en abdominal ganglion (A) Plassering av første lille kutt gjennom kappe av de connectives (rød pil) som er lagt lateral og posterior til ganglion. Den påfølgende kutt gjennom skjede over binde er preget av den røde linjen (1). (B) Røde linjer (1) og (2) markere kutt langs side grenser ganglion. Skjede kan etterpå bli trukket fra ganglion. Streker = 1 mm.
Figur 16:. (A) Oversikt over opptak oppsett (b) materialer og verktøy som trengs for ekstracellulære opptak. C. Utstyr nødvendig for elektrofysiologisk registrering. (1) kaldt lampe kilde; (2) Faraday-bur; (3) stereo mikroskop; (4) luft-bordet; (5) mikroskop bordet; (6) speil; (7) differensial pin elektroder; (8) sprøyte fylt med petroleumgelé; (9) modelleringsleire; (10) tang; (11) flytende avfallshåndtering; (12) digitaliserer; (13) ekstracellulære forsterker; Datamaskin (14), som er utstyrt med innspillingen programvare og skjerm.
Figur 17: (A og B) Plassering av opptak (1) og referanse (2) pin elektrode. (C og D) Den bakre gren av nerven N1 er bøyes rundt opptakselektrode. E. Bunnen (4) av opptaks elektroden er isolert med vaselin. F. Den fullstendige opptak elektroden er isolert med vaselin fra badoppløsningen. (3) sprøyte fylt med vaselin. Barer = 2 mm.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Anatomi av kreps og deres mage ganglia har blitt beskrevet tidligere 5, 18, 19, 20 og det anbefales å bli kjent med dem før disseksjonen for å unngå skjæring av viktige nerver.
Det er kritisk å holde preparatet ved temperaturer under 23 ° C for å hindre nedbrytning av det isolerte nerveledning. Dette kan oppnås enkelt ved utskifting av badeløsningen hver 20-30 min med kaldt saltvann kreps. Under disse omstendigheter kjeden av gangliene kan brukes til elektrofysiologiske eksperimenter for opp til 12 timer.
Noen ganger swimmeret motor nevroner er inaktive og viser ingen spontan sprengning aktivitet. Den kolinerg agonist karbakol blir brukt til å indusere sprekker aktivitet i disse preparatene. Oppløst i kald kreps saltvann, bad anvendelser av 1-3 mikrometer carbachol er tilstrekkelig for å aktivere swimmeret rytme 21.
ove_content "> Den fiktive locomotion og spesielt samordning av lemmer registrert i dette systemet gir mye informasjon om de cellulære egenskapene til rytmisk aktivitet og koordinering. I dette systemet de nevronale komponenter 8-10 av de lokale mikrokretser er identifisert og i tillegg den koordinere nettverket er kjent i mobilnettet detalj 11,14,15. De trukket fra eksperimenter utført med ekstracellulære opptak resultater, la allerede spådommer for matematiske modeller og for roboticists.Alle swimmeret nevroner viser dendrittiske forgrening innen Lateral Neuropil og kan intracellulært registrert fra disse dendritter. I figur 20, er en intracellulær innspilling av en PS motor nevron vist. For dette en skarp microelectrode (se bilag) fylt med 1 M KAc + 0,1 M KCl (elektrodemotstanden mellom 35 - 45 Megohm) er plassert over side Neuropil. Oscillerende membran potensialene som well toppene fra dendritter av PS og RS motoriske nerveceller kan tas opp når elektroden settes inn nær bunnen av nerve N1.
For å farge de enkelte neuroner (f.eks motoriske nevroner) intracellulært, som vist i figur 21, må den skarpe microelectrode tillegg bli fylt med fluorescerende fargestoff (f.eks, 1% dekstran Texas Red, se bilag) oppløst i 1 M KAc + 0,1 M KCl. Å fylle motor nevroner intracellulært av iontoforese, polariserende pulser av en nA med en varighet på 250 ms ved 2 Hz er brukt i minst 10 min. For positivt ladede fargestoffer bruke depolariserende pulser og for negativt ladet fargestoffer bruke hyperpolariserer pulser. Lengre fills resultere i en sterkere merket nevron. For visualisering nerve ledningen må fikses, dehydrert, og montert 22.
En metode for å farge en pool av motoriske nerveceller er å bruke backfills fra nerve N1 (Figur 22) 4, 23. Plasser en brønn med vaselin rundt bakre gren av nerve N1 å etterfylle bassenget i PS motoriske nerveceller. For å farge pool av RS motoriske nevroner en brønn er plassert på den fremre gren av nerve N1. Kreps saltvann i brønnen er erstattet av DDH 2 O. Deretter kuttet denne nerve inne i godt og la det stå i 15 minutter i DDH 2 O ved romtemperatur (RT). Deretter erstatte DDH 2 O i brønnene med enten 5% CoCl 2 - eller 5% NiCl2 - løsning (oppløst i DDH 2 O) og nære brønner med vaselin. Prøven må inkuberes i minst 15 timer ved 4 ° C. Åpne brønnene, fjerne fargestoff og skyll prøven tre ganger med saltvann. Utfelling av Ni 2+ 2 + eller Co-ioner med 10 dråper Dithiooxamid (mettet oppløsning oppløst i 100% EtOH) for hver 10 ml kreps saltvann i petriskål, under panseret i 20 min ved RT. Ni 2+ - ioner vil utløse til blå Ni (SCH) og Co 2+
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Acknowledgments
Vi takker Jos Burgert for å hjelpe med noen av tallene. Vi er takknemlige for Ingo Selbach (og gruppen "Edelkrebsprojekt NRW") for sin innsats for å forsyne lab med forsøksdyr. Vi takker Anna C. Schneider for korrekturlesing første versjonene av manuskriptet. Denne forskningen ble støttet av en Emmy Noether DFG stipend SM 206 / 3-1 og en oppstart stipend ved Universitetet i Köln for kvinnelige lærere.
Materials
Name | Company | Catalog Number | Comments |
4-channel extracellular amplifier: MA 102 | Amplifier | Elektroniklabor, Zoologie, Universität zu Köln, Germany | |
air-table | Technical Manufacturing Corporation (TMC) a unit of AMETEK Ultra Precision Technologies, Peabody, MA, USA |
63-534 | |
Axon Digidata 1440A | Digitizer | Axon Instruments, Molecular Devices Design, Union City, CA | DD1440A |
big bucket | |||
Clampex & Clampfit | pClamp 10, recording and analysis software | Molecular Devices Design, Union City, CA | pClamps 10 Standard |
cold lamp source | with flexible light guide (fiber optic bundle) | Euromex microscopes holland, Arnhem, BD | LE.5211 & LE.5235 |
computer and monitor | equipped with recording software | ||
container and pipette for liquid waste | |||
crayfish saline | contains (in mM): 5.4 KCl, 2.6 MgCl2, 13.5 CaCl2, and 195 NaCl, buffered with 10mM Tris base and 4.7mM maleic acid; aerated for 3 hours. Adjust at pH of 7.4. | ||
dextran, Texas Red (3000MW, lysine fixable) | fluorescent dye, lysine fixable | Life Technologies GmbH, Darmstadt, Germany | D3328 |
dissection dish | (l x w x h) 15x7x5 cm; linned with black silicone | ||
faraday cage | |||
fixing pins | |||
forceps (biology, Dumont #5) | Forceps: Biology, tip 0.05 x 0.02 mm, length 11cm, INOX | Fine Science Tools (FST), Germany | 11252-20 |
forceps (biology, Dumont #55) | Forceps: Biology, tip 0.05 x 0.02 mm, length 11cm, INOX | Fine Science Tools (FST), Germany | 11255-20 |
forceps (electronic, Dumont #5) | Forceps: Standard, tip 0.1 x 0.06 mm, length 11cm, INOX | Fine Science Tools (FST), Germany | 11251-20 |
intracellular electrode | Borosilicate glass capillaries (outer/inner diameter: 1mm/0.5mm), with filament | Sutter Instruments, Novato, CA | BF100-50-10 |
Leica S8 Apo StereoZoom | Dissection Microscope Zoom 1x - 8x | Leica, Germany | 10446298 |
microscope table | |||
mirror | to illuminate preparation from below | ||
modeling clay | |||
Olympus SZ61 | Dissection Microscope Zoom 0.67x - 4.5x | Olympus, Germany | |
petri dish | 94 x 16 mm; lined with clear silicone | Greiner bio-one, Germany | 633180 |
ring scissors | ThoughCut, cutting edge: sharp/blunt, straight: 13cm | Fine Science Tools (FST), Germany | 14054-13 |
spring scissors or alternative: Vannas spring scissors | cutting edge: 8 mm, tip diameter: 0.2mm, straight: 10cm or cutting edge 2.5 mm, tip diameter 0.075 mm, straight: 8cm | Fine Science Tools (FST), Germany | 15024-10 or 15000-08 |
student Vannas spring scissors or alternative: Moria Spring Scissors | cutting edge: 5mm, tip diameter: 0.35mm, straight: 9cm or cutting edge: 5mm, tip diameter 0,1 mm, straight: 8 cm | Fine Science Tools (FST), Germany | 91500-09 or 15396-00 |
sylgard | 184 Silicone Elastomer Base and Curing Agent; for black sylgard add activated carbon | Dow Corning, Midland, MI, USA | |
syringe filled with petroleum jelly and equipped with a 20 gauche needle with rounded tip |
References
- Hughes, G. M., Wiersma, C. A. G. The Co-Ordination of Swimmeret Movements in the Crayfish, Procambarus-Clarkii (Girard). J Exp Biol. 37 (4), 657-670 (1960).
- Mulloney, B., Smarandache, C. Fifty Years of CPGs: Two Neuroethological Papers that Shaped the Course of Neuroscience. Front Behav Neurosci. 4, 45 (2010).
- Murchison, D., Chrachri, A., Mulloney, B. A Separate Local Pattern-Generating Circuit Controls the Movements of Each Swimmeret in Crayfish. J Neurophys. 70 (6), 2620-2631 (1993).
- Mulloney, B., Hall, W. M. Functional organization of crayfish abdominal ganglia. III. Swimmeret motor neurons. J Comp Neurol. 419 (2), 233-243 (2000).
- Davis, W. J. Lobster Righting Responses and Their Neural Control. Proc R Soc Ser B-Bio. 170 (1021), 435-456 (1968).
- Mulloney, B., Smarandache-Wellmann, C. Neurobiology of the crustacean swimmeret system. Prog Neurobiol. 96 (2), 242-267 (2012).
- Huxley, T. H. The crayfish: An introduction to the study of zoology. , MIT Press. Cambridge, MA. (1980).
- Smarandache-Wellmann, C., Weller, C., Wright, T. M., Mulloney, B. Five types of nonspiking interneurons in local pattern-generating circuits of the crayfish swimmeret system. J Neurophys. 110 (2), 344-357 (2013).
- Skinner, F. K., Mulloney, B. Intersegmental coordination of limb movements during locomotion: mathematical models predict circuits that drive swimmeret beating. J Neurosci. 18 (10), 3831-3842 (1998).
- Mulloney, B. During fictive locomotion, graded synaptic currents drive bursts of impulses in swimmeret motor neurons. J Neurosci. 23 (13), 5953-5962 (2003).
- Smarandache-Wellmann, C., Grätsch, S. Mechanisms of coordination in distributed neural circuits: Encoding coordinating information. J Neurosci. 34 (16), 5627-5639 (2014).
- Mulloney, B., Hall, W. M. Local commissural interneurons integrate information from intersegmental coordinating interneurons. J Comp Neurol. 466 (3), 366-376 (2003).
- Mulloney, B., Harness, P. I., Hall, W. M. Bursts of information: Coordinating interneurons encode multiple parameters of a periodic motor pattern. J Neurophys. 95 (2), 850-861 (2006).
- Smarandache, C., Hall, W. M., Mulloney, B. Coordination of Rhythmic Motor Activity by Gradients of Synaptic Strength in a Neural Circuit That Couples Modular Neural Oscillators. J Neurosci. 29 (29), 9351-9360 (2009).
- Smarandache-Wellmann, C., Weller, C., Mulloney, B. Mechanisms of Coordination in Distributed Neural Circuits: Decoding and Integration of Coordinating Information. J Neurosci. 34 (3), 793-803 (2014).
- Chrachri, A., Neil, D., Mulloney, B. State-Dependent Responses of 2 Motor Systems in the Crayfish, Pacifastacus leniusculus. J Comp Physiol A. 175 (3), 371-380 (1994).
- Chrachri, A., Neil, D. M. Interaction and Synchronization between 2 Abdominal Motor Systems in Crayfish. J Neurophys. 69 (5), 1373-1383 (1993).
- Skinner, K. The Structure of the 4th Abdominal-Ganglion of the Crayfish, Procambarus-Clarki (Girard) II. Synaptic Neuropils. J Comp Neurol. 234 (2), 182-191 (1985).
- Skinner, K. The Structure of the 4th Abdominal-Ganglion of the Crayfish, Procambarus-Clarki (Girard) I. Tracts in the Ganglionic Core. J Comp Neurol. 234 (2), 168-181 (1985).
- Mulloney, B., Tschuluun, N., Hall, W. M. Architectonics of crayfish ganglia. Microsc Res Techniq. 60 (3), 253-265 (2003).
- Braun, G., Mulloney, B. Cholinergic modulation of the swimmeret motor system in crayfish. J Neurophys. 70 (6), 2391-2398 (1993).
- Davis, W. J. Motoneuron Morphology and Synaptic Contacts - Determination by Intracellular Dye Injection. Science. 168 (3937), 1358-1360 (1970).
- Altman, J. S., Tyrer, N. M. Filling Selected Neurons with Cobalt through Cut Axons. Neuroanatomical Techniques. Strausfeld, N. J., Miller, T. A. , Springer. New York, NY. 373-402 (1980).